Luận văn Thạc sĩ Sinh học: Khảo sát khả năng chịu mặn của cây tràm chua Melaleuca Leucadendra L.

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƯỜNG ĐẠI HỌC SƯ PHẠM TP. HỒ CHÍ MINH _________________________ Nguyễn Kiều Thu KHẢO SÁT KHẢ NĂNG CHỊU MẶN CỦA CÂY TRÀM CHUA Melaleuca leucadendra L. LUẬN VĂN THẠC SĨ SINH HỌC

Thành phố Hồ Chí Minh - 2014

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO TRƯỜNG ĐẠI HỌC SƯ PHẠM TP. HỒ CHÍ MINH _________________________ Nguyễn Kiều Thu KHẢO SÁT KHẢ NĂNG CHỊU MẶN CỦA CÂY TRÀM CHUA Melaleuca leucadendra L.

Chuyên ngành: Sinh học thực nghiệm

Mã số: 60 42 01 14

LUẬN VĂN THẠC SĨ SINH HỌC

NGƯỜI HƯỚNG DẪN KHOA HỌC PGS. TS. Bùi Trang Việt

TS. Lê Thị Trung

Thành phố Hồ Chí Minh – 2014

LỜI CAM ĐOAN

Tôi cam đoan luận văn này là công trình nghiên cứu của riêng tôi.

Kết quả trình bày trong luận văn là trung thực và chưa được các tác giả

công bố trong bất kì công trình nào.

Các trích dẫn về bảng biểu, kết quả nghiên cứu của những tác giả khác; tài

liệu tham khảo trong luận văn đều có nguồn gốc rõ ràng và theo đúng quy định.

TP. Hồ Chí Minh, ngày 16 tháng 09 năm 2014

TÁC GIẢ LUẬN VĂN

Nguyễn Kiều Thu

LỜI CẢM ƠN

Xin được bày tỏ lòng biết ơn sâu sắc đến:

- PGS. TS. Bùi Trang Việt, người đã truyền đạt cho tôi nhiều kiến thức

quý báu, tận tình hướng dẫn, giúp đỡ tôi hoàn thành luận văn. Thầy đã

gợi ý đề tài, hướng dẫn nghiên cứu và cho tôi những lời khuyên bổ ích

trong thời gian tôi thực hiện đề tài.

- TS. Lê Thị Trung, người đã tận tình giúp đỡ, hướng dẫn tôi trong quá

trình nghiên cứu và hoàn thiện luận văn này. Cô đã truyền đạt cho tôi

nhiều kinh nghiệm quý báu trong học tập, nghiên cứu khoa học cũng

như trong cuộc sống.

Và tôi cũng xin chân thành cảm ơn sự giảng dạy, đóng góp ý kiến,

động viên và giúp đỡ của:

- Các thầy cô giảng dạy Cao học ngành Sinh học thực nghiệm trường Đại

học Sư Phạm Thành phố Hồ Chí Minh.

- Các thầy cô quản lý Phòng thí nghiệm Sinh lý thực vật và Phòng thí

nghiệm Hình thái - Giải phẫu - Phân loại thực vật của trường Đại học

Sư Phạm Thành phố Hồ Chí Minh.

- Các thầy cô quản lý phòng thí nghiệm sinh lý thực vật của trường Đại

học Khoa học tự nhiên Thành phố Hồ Chí Minh.

- Khoa Sinh học, trường Đại học Sư Phạm Thành phố Hồ Chí Minh.

- Phòng Sau đại học, trường Đại học Sư phạm Thành phố Hồ Chí Minh.

- Chị Hồ Thị Mỹ Linh – Cán bộ Phòng thí nghiệm Sinh lý thực vật,

trường Đại học Sư Phạm Thành phố Hồ Chí Minh.

- Anh Trần Minh Trang – Giám đốc vườn ươm Thùy Linh, huyện Hóc

Môn.

- Anh Đặng Tiến Dũng – Cán bộ Sở Nông nghiệp và phát triển nông thôn

Thành phố Hồ Chí Minh.

Cuối cùng, tôi xin gửi lời cảm ơn sâu sắc đến gia đình, bạn bè, đồng

nghiệp, những người đã động viên và giúp đỡ tôi hết mình trong thời gian

tôi thực hiện đề tài này.

MỤC LỤC

LỜI CAM ĐOAN

LỜI CẢM ƠN

MỤC LỤC

DANH MỤC CÁC CHỮ VIẾT TẮT

DANH MỤC CÁC BẢNG

DANH MỤC CÁC HÌNH

MỞ ĐẦU ......................................................................................................... 1

1. Lí do chọn đề tài ...................................................................................... 1

2. Mục tiêu nghiên cứu ................................................................................ 1

3. Đối tượng nghiên cứu .............................................................................. 2

4. Nhiệm vụ nghiên cứu ............................................................................... 2

5. Phạm vi nghiên cứu ................................................................................. 2

6. Ý nghĩa khoa học và ý nghĩa thực tiễn ..................................................... 2

6.1. Ý nghĩa khoa học .................................................................................. 2

6.2. Ý nghĩa thực tiễn .................................................................................. 2

Chương 1. TỔNG QUAN ................................................................................ 3

1.1. Sơ nét về cây tràm chua ........................................................................ 3

1.1.1. Phân loại ......................................................................................... 3

1.1.2. Mô tả .............................................................................................. 4

1.1.3. Phân bố ........................................................................................... 4

1.1.4. Thành phần hóa học ........................................................................ 5

1.1.5. Đặc điểm thích nghi ........................................................................ 5

1.1.6. Công dụng ...................................................................................... 5

1.1.7. Xuất xứ ........................................................................................... 5

1.2. Stress ở thực vật ................................................................................... 6

1.2.1. Thuật ngữ ....................................................................................... 6

1.2.2. Tính chất của các tác nhân gây stress ............................................. 6

1.2.3. Cách đáp ứng của thực vật đối với stress ........................................ 7

1.2.4. Acid abscisic và khả năng chống chịu với stress ............................ 8

1.3. Các vấn đề liên quan đến nồng độ muối cao ...................................... 14

1.3.1. Sự tích tụ muối làm hư hại cấu trúc đất và chức năng thực vật .... 15

1.3.2. Sự nhiễm mặn cản tăng trưởng và quang hợp .............................. 18

1.3.3. Nồng độ muối cao tác động lên sự thẩm thấu ............................... 18

1.3.4. Kiểm soát sinh tổng hợp glycerol khi cây chống chịu với stress

nồng độ muối cao ................................................................................... 18

1.3.5. Thực vật có nhiều cách tránh tổn hại do muối .............................. 19

1.3.6. Các phản ứng và biểu hiện của thực vật khi bị stress mặn ........... 20

1.3.7. Stress mặn cảm ứng sự tổng hợp các protein mới ........................ 22

1.4. Các nghiên cứu trong và ngoài nước về cây tràm chua ...................... 22

1.4.1. Nghiên cứu phản ứng của cây con với các kim loại ..................... 22

1.4.2. Nghiên cứu kỹ thuật trồng, lai giống tràm Melaleuca leucadendra

L.

..................................................................................................... 24

1.4.3. Nghiên cứu công dụng của tràm Melaleuca leucadendra L. ........ 25

1.5. Các nghiên cứu nước ngoài về khả năng chống chịu với stress của

thực vật ....................................................................................................... 26

Chương 2. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU ...................... 32

2.1. Vật liệu ............................................................................................... 32

2.2. Thời gian, địa điểm............................................................................. 33

2.2.1. Thời gian nghiên cứu .................................................................... 33

2.2.2. Địa điểm nghiên cứu ..................................................................... 33

2.3. Phương pháp nghiên cứu .................................................................... 33

2.3.1. Quan sát thực địa .......................................................................... 33

2.3.2. Quan sát hình thái giải phẫu ......................................................... 35

2.3.3. Khảo sát khả năng chịu mặn ......................................................... 35

2.3.4. Xác định trọng lượng tươi, trọng lượng khô ................................. 37

2.3.5. Đo cường độ hô hấp, quang hợp ................................................... 38

2.3.6. Đo hàm lượng diệp lục tố tổng số ................................................. 38

2.3.7. Đo hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật .................... 38

2.3.8. Ứng dụng ...................................................................................... 42

2.3.9. Xử lý thống kê .............................................................................. 45

Chương 3. KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN ..................................................... 46

KẾT QUẢ ...................................................................................................... 46

3.1. Hình thái ............................................................................................. 46

3.2. Cấu trúc giải phẫu .............................................................................. 51

3.3. Độ mặn của nước ................................................................................ 57

3.4. Khả năng chịu mặn của rễ .................................................................. 59

3.5. Trọng lượng tươi, trọng lượng khô của lá sau khi nuôi cấy ............... 59

3.6. Cường độ hô hấp, quang hợp của lá sau khi nuôi cấy ........................ 60

3.7. Hàm lượng diệp lục tố tổng số của lá sau khi nuôi cấy ...................... 61

3.8. Khả năng chịu mặn của lá .................................................................. 61

3.9. Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng của lá và rễ sau khi nuôi cấy62

3.10.Ứng dụng............................................................................................ 63

3.9.1. Trong vườn ................................................................................... 63

3.9.2. Trong tự nhiên .............................................................................. 68

THẢO LUẬN ................................................................................................ 69

Về khả năng chịu mặn của cây tràm chua .................................................. 69

Về hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật .................................. 71

Về xử lý các chất điều hòa tăng trưởng thực vật trên cây tràm chua .......... 73

KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ ........................................................................ 75

KẾT LUẬN .................................................................................................... 75

KIẾN NGHỊ ................................................................................................... 75

TÀI LIỆU THAM KHẢO .............................................................................. 76

DANH MỤC CÁC CHỮ VIẾT TẮT

Kí hiệu Chú giải

ABA Abscisic acid

ADH Alcohol dehydrogenase

ALDH Aldehyde dehydrogenase

GLYDH Glycerol dehydrogenase

G3P Glycerol 3-phosphate

G3PP G3P phosphatase

IAA 3- indolacetic acid

DANH MỤC CÁC BẢNG

Trang

Bảng 2. 1. Bố trí nghiệm thức khảo sát ảnh hưởng của các chất điều hòa tăng

trưởng thực vật trên cây con có xử lý NaCl 2,5% ............................ 43

Bảng 3. 1. Độ mặn của nước ở mười khu vực trên địa bàn Huyện Nhà Bè ...... 58

Bảng 3. 2. Chiều dài và số rễ con của rễ tràm chua sau 2 tuần nuôi cấy ........... 59

Bảng 3. 3. Trọng lượng tươi, trọng lượng khô của lá tràm chua trưởng thành sau

7 ngày nuôi cấy................................................................................. 60

Bảng 3. 4. Cường độ hô hấp, quang hợp của lá tràm chua trưởng thành sau bảy

ngày nuôi cấy .................................................................................... 60

Bảng 3. 5. Hàm lượng diệp lục tố tổng số của của lá tràm chua trưởng thành sau

bảy ngày nuôi cấy ............................................................................. 61

Bảng 3. 6. Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật của lá tràm chua sau

1 tuần nuôi cấy trên môi trường MS ................................................ 62

Bảng 3. 7. Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật của rễ tràm chua sau

2 tuần nuôi cấy trên môi trường MS ở các nồng độ NaCl khác nhau

.......................................................................................................... 63

Bảng 3. 8. Tỷ lệ lão suy của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng trưởng thực

vật trên cây con bốn tháng tuổi ........................................................ 64

Bảng 3. 9. Sự thay đổi diện tích của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng

trưởng thực vật trên cây con bốn tháng tuổi .................................... 65

Bảng 3. 10. Cường độ hô hấp và quang hợp của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa

tăng trưởng thực vật trên cây con bốn tháng tuổi ............................ 66

Bảng 3. 11. Hàm lượng diệp lục tố tổng số của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa

tăng trưởng thực vật trên cây con bốn tháng tuổi ............................ 66

Bảng 3. 12. Trọng lượng tươi và trọng lượng khô của cây con bốn tháng tuổi sau

2 tuần xử lý chất điều hòa tăng trưởng thực vật. .............................. 68

Bảng 3. 13. Tỷ lệ cây tràm chua con sống sót sau 1 tháng trồng ở 3 khu vực có

độ mặn trung bình 2,5% thuộc Huyện Nhà Bè. ............................... 68

DANH MỤC CÁC HÌNH

Trang

Hình 1.1. Cây tràm chua Melaleuca leucadendra L. .......................................... 3

Hình 1.2. Hình thái các cơ quan của cây tràm chua ............................................ 4

Hình 1.3. Quá trình sinh tổng hợp và điều hòa Acid abscisic ............................ 12

Hình 1.4. Điều hòa hoạt động gen của thực vật trong các điều kiện stress. ....... 14

Hình 1.5. Ảnh hưởng của stress mặn đối với thực vật ....................................... 16

Hình 1.6. Các biến đổi sinh lý của cơ thể thực vật khi bị stress mặn................. 17

Hình 1.7. Sự thích ứng của thực vật đối với stress mặn ..................................... 20

Hình 1.8. Các phản ứng của thực vật khi bị stress mặn ..................................... 21

Hình 1.9. Tỷ lệ nảy mầm của hạt ở các điều kiện stress mặn khác nhau ........... 27

Hình 2.1. Cây tràm chua ba tháng tuổi lấy từ vườn ươm Thùy Linh, huyện Hóc

Môn, TP. HCM .................................................................................. 32

Hình 2.2. Vị trí địa lý của các xã thuộc khu vực Huyện Nhà Bè ....................... 34

Hình 2.3. Vị trí lấy mẫu rễ .................................................................................. 35

Hình 2.4. Vị trí lấy mẫu lá .................................................................................. 37

Hình 2.5. Sơ đồ ly trích các chất điều hòa tăng trưởng thực vật ........................ 39

Hình 3.1. Cây tràm chua con ba tháng tuổi được lấy từ vườn ươm Thùy Linh,

Huyện Hóc Môn, TP. HCM. .............................................................. 46

Hình 3.2. Thân cây tràm chua con ba tháng tuổi được lấy từ vườn ươm Thùy

Linh, Huyện Hóc Môn, TP. HCM. .................................................... 47

Hình 3.3. Cây tràm chua trưởng thành bốn năm tuổi được quan sát ở Huyện Nhà

Bè, TP. HCM ..................................................................................... 48

Hình 3.4. Thân cây tràm chua trưởng thành bốn năm tuổi được quan sát ở

Huyện Nhà Bè, TP. HCM .................................................................. 49

Hình 3.5. Bộ rễ của cây tràm chua con ba tháng tuổi lấy từ vườn ươm Thùy

Linh, Huyện Hóc Môn, TP. HCM. .................................................... 50

Hình 3.6. Các giai đoạn phát triển của lá cây tràm chua con ba tháng tuổi lấy từ

vườn ươm Thùy Linh, Huyện Hóc Môn, TP. HCM. ........................ 50

Hình 3.7. Cấu trúc giải phẫu lá trưởng thành của cây tràm chua được quan sát

qua lát cắt ngang ................................................................................ 52

Hình 3.8. Lát cắt ngang qua bó mạch ở gân chính lá trưởng thành của cây tràm

chua .................................................................................................... 52

Hình 3.9. Lớp biểu bì mặt trên lá trưởng thành của cây tràm chua .................... 53

Hình 3.10. Lớp biểu bì mặt dưới lá trưởng thành của cây tràm chua ................ 53

Hình 3.11. Cấu trúc giải phẫu thân non của cây tràm chua được quan sát qua lát

cắt ngang ............................................................................................ 54

Hình 3.12. Lát cắt ngang qua nhu mô vỏ thân non của cây tràm chua .............. 54

Hình 3.13. Cấu trúc bó mạch thân non của cây tràm chua được quan sát qua lát

cắt ngang ............................................................................................ 55

Hình 3.14. Cấu trúc tế bào bó mạch thân non của cây tràm chua được quan sát

qua lát cắt ngang ................................................................................ 55

Hình 3.15. Cấu trúc rễ non ép dọc của cây tràm chua lấy từ chóp rễ đến vị trí

5mm.................................................................................................... 56

Hình 3.16. Cấu trúc bó mạch rễ non của cây tràm chua quan sát qua lát cắt

ngang .................................................................................................. 56

Hình 3.17. Độ mặn của nước ở mười khu vực thuộc Huyện Nhà Bè ................ 58

1 MỞ ĐẦU

1. Lí do chọn đề tài

Hiện nay, thiên tai, bão lụt xuất hiện ngày càng nhiều trên thế giới cũng như

ở Việt Nam. Chính vì thế, vấn đề bảo vệ môi trường đang được đặt lên hàng

đầu. Bảo vệ và phát triển rừng, mảng xanh thành phố là một vấn đề cấp thiết

đang được nhiều người quan tâm. Chính vì lẽ đó, Sở Nông nghiệp và phát triển

nông thôn thành phố đang kết hợp với các địa phương ở huyện ngoại thành,

trong đó có Huyện Nhà Bè để thực hiện đề án “Trồng rừng và cây xanh thành

phố Hồ Chí Minh giai đoạn 2011 – 2015”. Trong số các loài cây được chọn để

trồng trong dự án thì tràm chua là loài được đánh giá cao.

Tràm là nhóm cây trồng quan trọng cho vùng đất ngập nước, trong lúc loài

tràm Cajuputi của nước ta sinh trưởng chậm, thì tràm Melaleuca leucadendra có

xuất xứ từ Úc lại có khả năng sinh trưởng rất nhanh, thân cây thẳng đẹp. Đặc

biệt, khi trồng các loài tràm trong điều kiện ngập phèn thì loài có tỷ lệ sống cao

nhất là M. leucadendra L. với 97,0 - 98,8%, và đây cũng là loài sinh trưởng nhanh nhất, sau 5 năm có thể cho thể tích thân cây 24,0 - 50,5 dm3 (trung bình là 39,8 dm3) (Lê Đình Khả và cộng sự, 2006).

Vì vậy giống tràm Melaleuca leucadendra L. đã được chọn để trồng trong

dự án. Thế nhưng, hiện tại ở Huyện Nhà Bè đang gặp phải tình trạng xâm lấn

của nước biển, làm cho một số khu vực bị nhiễm mặn. Vậy, vấn đề đặt ra là phải

làm tăng khả năng chịu mặn của cây tràm chua, giúp cây chống chịu với điều

kiện bất lợi này.

Từ những lí do trên, đề tài “Khảo sát khả năng chịu mặn của cây tràm

chua Melaleuca leucadendra L.” được thực hiện.

2. Mục tiêu nghiên cứu

Khảo sát khả năng chịu mặn của cây tràm chua, giúp cây phát triển tốt ở khu

vực ven sông của Huyện Nhà Bè.

2

3. Đối tượng nghiên cứu

Cây tràm chua Melaleuca leucadendra L. ở vườn ươm Thùy Linh, Huyện

Hóc Môn và khu vực Huyện Nhà Bè, Thành phố Hồ Chí Minh.

4. Nhiệm vụ nghiên cứu

Tìm hiểu khả năng chịu mặn của cây tràm chua trên cơ quan tách rời (lá,

rễ) trong phòng thí nghiệm.

Tìm phương pháp giúp cây tràm chua chống chịu với điều kiện nồng độ

muối cao trong vườn ươm và vùng ngập mặn khu vực ven sông ở Huyện Nhà

Bè.

5. Phạm vi nghiên cứu

Phân tích biến đổi hình thái, cấu trúc và sinh lý của cây tràm chua chủ yếu

ở các cơ quan tách rời và cây nguyên vẹn.

Khu vực trồng tràm chua ở Huyện Nhà Bè – Thành phố Hồ Chí Minh.

6. Ý nghĩa khoa học và ý nghĩa thực tiễn

6.1. Ý nghĩa khoa học

Tìm hiểu khả năng chịu mặn của cây tràm chua.

6.2. Ý nghĩa thực tiễn

Tìm phương pháp giúp cây tràm chua chống chịu với điều kiện nồng độ

muối cao trong vườn ươm và vùng ngập mặn khu vực ven sông ở Huyện Nhà

Bè.

3 Chương 1. TỔNG QUAN

1.1. Sơ nét về cây tràm chua

Hình 1. 1. Cây tràm chua Melaleuca leucadendra L.

(Wrigley and Fagg, 1993)

1.1.1. Phân loại

Giới : Thực vật (Plantae)

Phân giới : Thực vật có mạch (Tracheobionta)

Liên ngành : Thực vật có hạt (Spermatophyta)

Ngành : Thực vật hạt kín (Magnoliophyta)

Phân lớp : Hoa hồng (Rosidae)

Bộ : Sim (Myrtales)

Họ : Sim (Myrtaceae)

Phân họ : Đào kim nương (Myrtoideae)

Loài : Melaleuca leucadendra L.

(Wrigley and Fagg, 1993)

Tên gọi khác là: Tràm chua, Tràm Úc, Tràm lá dài, Tràm lơca.

4

1.1.2. Mô tả

Tràm Melaleuca leucadendra L. là cây thân gỗ, cây trưởng thành có thể

cao 25 – 45m. Cây to, thân thẳng, vỏ mềm trắng, dễ tróc. Lá mọc so le, phiến

dày, gân lá hình cung. Lá non và ngọn non có lông dày màu trắng. Hoa nhỏ,

màu vàng ngà mọc thành bông ở đầu cành. Khi hoa kết quả, cành mang hoa lại

ra lá non ở đỉnh. Quả nang, hình trụ tròn, không cuống mọc thành cụm dọc theo

nhánh cây, chứa nhiều hạt (hình 1.2). Mùa ra hoa: khoảng tháng 3 đến tháng 5

(Wrigley and Fagg, 1993).

Hình 1. 2. Hình thái các cơ quan của cây tràm chua

(Wrigley and Fagg, 1993)

1.1.3. Phân bố

Tràm chua được trồng nhiều ở vùng ngập phèn đồng bằng sông Cửu Long

và một số tỉnh, thành phố khu vực Đông Nam Bộ. Điều kiện khí hậu phù hợp

với Melaleuca leucadendra L.: lượng mưa trung bình năm 1500 - 2000 mm, nhiệt độ trung bình năm 270C, tháng nóng nhất là 290C, tháng lạnh nhất là 260C;

đất phèn, độ chua cao, pH từ 3,2 – 3,5. Mức độ ngập úng không cao, từ 0,6 –

0,8m, có thể kéo dài khoảng 2 – 3 tháng (Phùng Cẩm Thạch, 2003).

5

1.1.4. Thành phần hóa học

Lá tràm Melaleuca leucadendra L. có tinh dầu chứa cineol 5,0 – 6,5%,

a- terpineol và ester cùng nhóm, L- a-pinen, L-limonen, dipenten, sesquiterpen,

azulen, sesquiterpen alcol, aldehyd valerianic và benzaldehyd (Wrigley and

Fagg, 1993).

1.1.5. Đặc điểm thích nghi

Tràm Melaleuca leucadendra L. là loài cây phát triển nhanh, chịu được đất

phèn và ngập nước tại các vùng nhiệt đới thấp. Những vùng ngập nước hình

thành nên các rễ tràm tự sinh. Chúng có khả năng tái sinh chồi, chịu lửa (Phùng

Cẩm Thạch, 2003).

Tràm Melaleuca leucadendra L. được chứng minh là tốt hơn tràm

M. cajuputi về khả năng tăng trưởng trên đất phèn (Phùng Cẩm Thạch, 2003).

M. leucadendra L. có khả năng chịu được môi trường có tính axit và ngập úng

(Doran và Gunn, 1994).

1.1.6. Công dụng

Tràm Melaleuca leucadendra L. được sử dụng để cải tạo đất, bảo vệ đất

chống sạc lở, cũng như góp phần cải tạo môi trường (Phùng Cẩm Thạch, 2003).

Tinh dầu của tràm Melaleuca leucadendra L. có nhiều công dụng trong

điều trị bệnh (www.vienduoclieu.org.vn/melaleuca leucadendra).

Gỗ tràm chua có nhiều công dụng trong xây dựng, nhiên liệu và trang trí

nội thất (Đỗ Văn Bản, 2009).

1.1.7. Xuất xứ

Tại Việt Nam, loài tràm bản địa M. cajuputi ở đồng bằng sông Cửu Long

là loài đã và đang được sử dụng để trồng rừng song hiệu quả kinh tế chưa cao.

Từ năm 1992, được sự giúp đỡ về nguồn hạt giống của Trung tâm giống cây

Lâm ngiệp Úc (thuộc CSIRO), Viện Khoa học Lâm nghiệp Việt Nam đã đưa

6

vào thử nghiệm trồng 12 loài Tràm Úc tại Long An và một số điểm thuộc đồng

bằng sông Cửu Long (Lê Ðình Khả và cộng sự, 2006).

Vụ Khoa học Công nghệ và Chất lượng sản phẩm thuộc Bộ Nông nghiệp

và Phát triển nông thôn đã chọn được loài Melaleuca leucadendra L. là có sinh trưởng nhanh nhất, sau 5 năm loài này có thể tích thân cây là 10.4 dm3 – 18.0 dm3/cây. Ngoài ra, lá của loài tràm này còn có chất lượng tinh dầu lớn và giá trị

hơn hẳn tinh dầu của M. cajuputi Việt Nam. Còn đối với loài M. cajuputi Việt Nam thì có sinh trưởng kém hơn rõ rệt (thể tích thân cây 5.8 – 9.8 dm3/cây), lá

của loài này có hàm lượng tinh dầu cũng thấp hơn (Lê Ðình Khả và cộng sự,

2006).

1.2. Stress ở thực vật

1.2.1. Thuật ngữ

Stress (sự căng thẳng) được dùng để chỉ một yếu tố ngoại sinh gây ảnh

hưởng cho thực vật. Stress cũng được dùng để chỉ toàn bộ các phản ứng (sinh lý,

biến dưỡng, tập tính) đối với một tác nhân gây stress. Dưới các điều kiện thiên

nhiên và trồng trọt, thực vật không ngừng chịu các stress. Các tác nhân gây

stress có thể là: thiếu nước, lạnh và đóng băng, nhiệt độ cao, nồng độ muối cao

(nhiễm mặn), thiếu oxygen trong vùng rễ, hay sự ô nhiễm không khí. Phản ứng

với sốc nhiệt là phản ứng stress được biết rõ nhất ở động vật và thực vật. Trong

trường hợp này, sốc nhiệt (sự đặt sinh vật vào nhiệt độ cao nhưng chưa tới mức

gây chết) là một tác nhân gây stress (Bùi Trang Việt, 2002).

1.2.2. Tính chất của các tác nhân gây stress

Các dạng stress thường gặp ở thực vật như: stress nồng độ muối cao (stress

mặn), nhiệt độ lạnh, nhiệt độ cao, thiếu nước...là nguyên nhân làm giảm mạnh

năng suất cây trồng. Trong số các dạng stress thì stress mặn gây hậu quả nghiêm

trọng nhất, làm giảm năng suất ít nhất là 20% tổng số cây trồng trên toàn thế

7

giới. Ngoài ra, việc tăng độ mặn của đất trồng có thể ảnh hưởng nghiêm trọng

đến toàn cầu, làm cho khoảng 50% diện tích đất bị mất khả năng canh tác vào

giữa thế kỷ 21 (Mahajan và Tuteja, 2005).

Stress thường làm giảm mạnh sự tăng trưởng và phát triển thực vật, năng

suất thu hoạch. Do đó, tìm hiểu cơ chế gây hại của các tác nhân gây stress, cũng

như các quá trình sinh lý xảy ra trong sự thích nghi và thích ứng của thực vật có

tầm quan trọng đặc biệt cho nông nghiệp và trồng trọt. Vài yếu tố môi trường

(như nhiệt độ không khí) có thể trở thành các tác nhân gây stress nhanh chóng

chỉ trong vài phút, trong khi những yếu tố khác phải cần nhiều ngày tới nhiều

tuần (nước trong đất), thậm chí nhiều tháng (vài chất dinh dưỡng khoáng). Các

tác nhân gây stress có thể tác động riêng rẽ hay phối hợp nhau. Ví dụ stress thiếu

nước thường liên kết với stress nhiễm mặn ở vùng rễ và stress nhiệt độ cao ở lá.

Một yếu tố môi trường gây stress cho thực vật này có thể không gây stress cho

thực vật khác (Bùi Trang Việt, 2002).

Ngoài ra, khả năng chống chịu với stress tăng lên cùng với sự tăng mức độ

ảnh hưởng của stress. Sự thay đổi khả năng chống chịu với stress muối cao đã được nghiên cứu liên quan đến sự tích lũy của Na+ và K+ trong lá (Nguyen và

cộng sự, 2009).

1.2.3. Cách đáp ứng của thực vật đối với stress

Thực vật có khả năng thích ứng và thích nghi với các điều kiện stress. Nếu

sự kháng stress gia tăng do thực vật chịu stress trước đó, ta nói thực vật thích

nghi. Khác với thích nghi, thích ứng là sự kháng được xác định về mặt di truyền,

cần qua nhiều thế hệ chọn lọc. Thực vật thường có khả năng kháng chéo, nói

cách khác, sự kháng một stress có thể cảm ứng sự thích nghi một stress khác.

Cây được xử lý trước bởi các điều kiện thế nước thấp, cường độ ánh sáng cao,

thiếu đạm….có thể trở nên chịu hạn so với cây cùng loài. Tập tính này cho thấy

các cơ chế của sự kháng đối với vài stress có những đặc tính chung; mặc khác,

8

sự thích nghi với stress khô hạn như vậy rất đáng chú ý trong nông nghiệp (Bùi

Trang Việt, 2002).

Thực vật có thể chống chịu với stress ở từng tế bào riêng lẽ hoặc trên toàn

bộ cơ thể. Các tín hiệu stress ngoại bào được tiếp nhận bởi các thụ thể màng,

kênh ion, các thụ thể giống như kinase (RLK) hoặc histidine kinase (HK)…..và sau đó kích thích các tín hiệu thứ cấp trong tế bào như Ca2+, inositol phosphate

và ABA. Các tín hiệu stress sau đó được chuyển vào nhân để kích thích khởi

động các gen đáp ứng với stress. Các gen này sẽ tổng hợp các sản phẩm giúp

thực vật thích nghi với stress một các trực tiếp hoặc gián tiếp (Mahajan và

Tuteja, 2005). Nhìn chung, sự đáp ứng với stress là nhờ sự phối hợp của nhiều

gen. Các sản phẩm của gen tạo ra do stress cũng tham gia vào việc điều chỉnh sự

tổng hợp ABA, acid salicylic và ethylene. Các phân tử nhỏ như ABA đóng vai

trò quan trọng trong quá trình thực vật chống chịu với stress (Chinnusamy và

cộng sự, 2004).

Nhìn chung, khả năng chống chịu của thực vật đối với các tác nhân gây

stress cần sự tham gia của rất nhiều gen, ngoài ra còn có các thành phần khác

tham gia vào con đường truyền tín hiệu stress. Khả năng chống chịu của thực vật

với stress phụ thuộc vào mức độ tác động của các tác nhân gây stress và khả

năng trao đổi chất của cây (Tuteja, 2007).

Điều đáng lưu ý là các gen chống chịu với khô hạn, nhiệt độ lạnh và độ

mặn đã được xác định. Cặp NST số 22 đã được phát hiện để chống chịu với các

dạng stress trên (Seki và cộng sự, 2002).

1.2.4. Acid abscisic và khả năng chống chịu với stress

Acid abscisic (ABA) là một phytohormone quan trọng giúp cho sự tăng

trưởng và phát triển của cây trồng, đồng thời đóng vai trò quan trọng trong việc

tích hợp các tín hiệu stress khác nhau và kiểm soát phản ứng của cây với stress.

Thực vật phải điều chỉnh mức ABA liên tục để đáp ứng với sự thay đổi điều

9

kiện sinh lý và môi trường. Các cơ chế để thực vật đáp ứng với stress bao gồm

hai con đường cơ bản là ABA phụ thuộc và ABA độc lập. Các yếu tố phiên mã

khác nhau như DREB2A/2B, AREB1, RD22BP1 và MYC/MYB giúp điều

chỉnh sự biểu hiện gen ABA thông qua sự tương tác với các yếu tố dẫn xuất

tương ứng của chúng như DRE/CRT, ABRE và MYCRS/MYBRS. Hiểu được

những cơ chế quan trọng này giúp cải thiện khả năng chống chịu của cây trồng

với stress (Tuteja, 2007).

Quá trình thích ứng của cây với các stress thường được kiểm soát bởi ABA.

Phytohormone này hoạt động như một tín hiệu nội sinh trong việc điều hòa

lượng nước của cây (Swamy và Smith, 1999). ABA được xem như một tín hiệu

kiểm soát sự nảy mầm và phát triển của cây. Hoạt động của ABA nhằm bảo vệ

các tế bào bằng cách kiểm soát sự đóng mở khí khổng, điều hòa lượng nước

trong tế bào khi cây thiếu nước (Mahajan và Tuteja, 2005). Nhiều nghiên cứu

chứng minh rằng ABA được tổng hợp để đáp ứng với các stress của cây và được

xem là hormone stress ở thực vật (Xiong và cộng sự, 2002). Các gen đáp ứng

với stress có thể được biểu hiện thông qua hai con đường ABA độc lập và ABA

phụ thuộc (Chinnusamy và cộng sự, 2004).

ABA giúp đáp ứng hiệu quả với các tín hiệu stress khác nhau, do đó, ABA

thường được sử dụng để giúp thực vật chống chịu với stress. Các dạng stress

thường gây hậu quả làm khô tế bào và mất cân bằng thẩm thấu ở thực vật, có sự

biểu hiện của các gen ABA khi cây bị lạnh, hạn hán hay nồng độ muối cao. Với

các tín hiệu stress khác nhau sẽ có các yếu tố ABA khác nhau tham gia vào con

đường truyền tín hiệu và các yếu tố này có liên quan mật thiết với nhau

(Shinozaki và Yamaguchi, 2000; Thomashow, 1999). ABA giúp hạt giống vượt

qua các điều kiện stress và đến khi gặp điều kiện thuận lợi, hạt nảy mầm và phát

triển. ABA giúp đóng khí khổng trong điều kiện hạn hán, ngăn cản sự mất nước

trong tế bào và do đó ABA được gọi là hormone stress (Tuteja, 2007).

10 Chức năng chính của ABA là giúp cân bằng nước và khả năng thẩm thấu

của tế bào. Một số Đột biến ABA cụ thể là aba1, aba2 và aba3 đã được thực

hiện trên Arabidopsis (Koornneef và cộng sự, 1998). Đột biến ABA ở thuốc lá,

cà chua và ngô cũng đã được báo cáo (Swamy và Smith, 1999). Trong điều kiện

hạn hán, đột biến thiếu ABA làm cây bị héo và chết. Khi cây bị stress mặn, đột

biến thiếu ABA làm chậm quá trình phát triển của cây. Ngoài ra, ABA cũng rất

cần thiết cho khả năng chịu lạnh, đồng thời liên quan đến gen cảm ứng sự mất

nước (Xiong và cộng sự, 2001).

Các nghiên cứu cho thấy stress muối cao hay hạn hán được truyền qua ít

nhất hai con đường: con đường ABA độc lập và con đường ABA phụ thuộc.

Điều kiện nhiệt độ lạnh gây ảnh hưởng đến sự biểu hiện gen thông qua con

đường ABA độc lập (Shinozaki và Yamaguchi, 2000; Thomashow, 1999). ABA

biểu hiện theo con đường ABA độc lập thường có sự hiện diện của yếu tố cis-

acting, còn gọi là yếu tố ABRE (yếu tố ABA đáp ứng) (Uno và cộng sự, 2000).

Phân tích di truyền cho thấy không có sự phân định rõ ràng giữa con đường

ABA phụ thuộc và ABA độc lập. Các thành phần có liên quan thường tham gia

vào cả hai con đường tín hiệu trên. Calcium được xem như là một thành phần

quan trọng tham gia vào các dạng stress khác nhau. Một số nghiên cứu đã chứng

minh rằng trong điều kiện hạn hán, muối cao, nhiệt độ lạnh, ABA làm gia tăng

nhanh chóng nồng độ calcium trong tế bào thực vật (Chinnusamy và cộng sự,

2004; Mahajan và Tuteja, 2005).

Gen RD29A tham gia vào cả hai con đường ABA độc lập và ABA phụ

thuộc ở thực vật (Yamaguchi và Shinozaki, 1993). Proline có thể là trung gian

cho các con đường truyền tín hiệu này (Mahajan và Tuteja, 2005). Vai trò của

calcium trong con đường ABA phụ thuộc có sự cảm ứng của gen P5CS trong

stress mặn (Knight và cộng sự, 1997). Theo các nghiên cứu, sự biểu hiện của

gen RD29A, RD22, COR15A, COR47 và P5CS bị hạn chế khi los5 bị đột biến

11

(Xiong và cộng sự, 2001). Các phospholipase D (PLD) cùng với ABA và hoạt

động của calcium như là một điều kiện giúp điều hòa sinh tổng hợp proline ở

Arabidopsis (Thiery và cộng sự, 2004). Đối với stress độ mặn cao, có sự gia

tăng các DNA helicase 45 (PDH45) theo con đường ABA phụ thuộc (Sanan và

cộng sự, 2005), trong khi ở họ đậu, protein calcineurin B – like (CBL) và CBL

tương tác protein kinase (CIPK) theo con đường ABA độc lập (Mahajan và cộng

sự, 2006). Hoạt động của AtBG1 polyme (β-glucosidase, enzyme thủy phân

glucose liên hợp) giúp kích hoạt ABA có thể là một cơ chế điều chỉnh mức độ

ABA nhanh chóng và đáp ứng với sự thay đổi của các yếu tố môi trường (Lee và

cộng sự, 2006).

Mức ABA trong cơ thể thực vật có sự thay đổi rõ rệt trong điều kiện stress,

chủ yếu là do sự cảm ứng của enzyme sinh tổng hợp ABA. Một số thành phần

tham gia vào quá trình sinh tổng hợp ABA đã được tìm thấy bao gồm

Zeathanxin epoxidase (được mã hóa bởi ABA1 trong Arabidopsis), 9-cis-

epoxycarotenoid dioxygenase (được mã hóa bởi NCED), ABA aldehyde

oxidase và ABA3 còn được gọi là LOS5 (Xiong và cộng sự, 2001; Xiong và cộng

sự, 2002). ABA được tổng hợp từ β-carotene nhờ một số enzyme (Hình 1.3).

Việc đáp ứng stress nhờ hoạt động các gen sinh tổng hợp các chất như

zeaxanthin oxidase (được mã hóa bởi ZEP), 9-cis-epoxycarotenoid dioxygenase

(được mã hóa bởi NCED), ABA-aldehyde oxidase (được mã hóa bởi AAO) và

molypden cofactor sulphurase (được mã hóa bởi MCSU) được quy định thông

qua quá trình phosphoryl hóa phụ thuộc calcium (Zhu, 2002; Chinnusamy và

cộng sự, 2004). Ngoài ra, có thể phản hồi kích thích sự biểu hiện của gen sinh

tổng hợp ABA thông qua con đường calcium báo hiệu và kích hoạt các enzyme

catabolic ABA để làm giảm lượng ABA. Sự thay đổi quá trình trao đổi chất làm

thay đổi nồng độ hydrogen peroxide cũng có thể ảnh hưởng đến sự tích lũy và

sự nhạy cảm của ABA (Verslues và cộng sự, 2007).

12 Quá trình sinh tổng hợp và điều hòa ABA diễn ra với nhiều giai đoạn (hình

1.3). β-carotene bị oxy hóa thành neoxanthin và chuyển đổi thành xanthoxin, tạo

thành ABA-aldehyde và sau cùng là ABA. Các dạng stress (mất nước, nhiệt độ

lạnh, độ mặn cao) kích thích sinh tổng hợp và tích lũy ABA bằng cách kích hoạt

các gen tham gia vào con đường sinh tổng hợp ABA, hoặc có thể qua trung gian

là con đường phosphoryl hóa cascade phụ thuộc calcium. Quá trình sinh tổng

hợp ABA cũng có thể được điều hòa thông qua con đường tín hiệu calcium

(Xiong và cộng sự, 2002; Zhu, 2002).

Hình 1. 3. Quá trình sinh tổng hợp và điều hòa acid abscisic (Tuteja, 2007)

Điều hòa phiên mã các yếu tố cis-acting và các yếu tố liên quan đến ABA

trong quá trình đáp ứng với stress gồm nhiều giai đoạn (Hình 1.4). Các vùng

khởi động của các gen stress như DRE/CRT (A/GCCGAC), ABRE

(PyACGTGGC), trình tự nhận biết MYC (MYCRS; CANNTG) và trình tự nhận

biết MYB (MYBRS; C/TAACNA/G), được quy định bởi các yếu tố phiên mã

13

khác nhau (Hình 1.4) (Zhu, 2002). Stress phụ thuộc ABA có sự tham gia của

yếu tố phiên mã gọi là AREB, giúp kích hoạt leucine, và liên kết với yếu tố

ABRE trên gen RD29B. Các nhân tố phiên mã như DREB2A và DREB2B kích

hoạt yếu tố DRE của các gen stress và duy trì sự cân bằng thẩm thấu của tế bào

(Mahajan và Tuteja, 2005). Một số gen như RD22 thiếu yếu tố CRT/DRE điển

hình trong vùng khởi động thì được quy định bởi một số cơ chế khác. RD22 là

gen mã hóa một protein chưa rõ nguồn gốc. Các tín hiệu stress khô hạn được

quy định bởi con đường ABA phụ thuộc. Protein DREB1D có thể phản ứng

chậm với các tín hiệu stress khô hạn và phụ thuộc vào hàm lượng ABA (Hình

1.4). Các yếu tố phiên mã MYC/MYB, RD22BP1 và AtMYB2, có kết hợp với

MYCRS và các yếu tố MYBRS, phức hợp này giúp kích hoạt các gen RD22

(Hình 1.4). Những protein MYC và MYB được tổng hợp sau khi lượng ABA

nội sinh tăng lên, do đó cho thấy vai trò của chúng trong giai đoạn cuối của

stress (Mahajan và Tuteja, 2005). Các Clp protease điều hòa hoạt động của gen

ERD1 (khi cây bị mất nước), giúp cây phản ứng với tình trạng mất nước và

stress mặn trước khi lượng ABA tăng lên, con đường ABA độc lập cũng được

thể hiện trong các phản ứng với stress khô hạn ở Arabidopsis (Nakashima và

cộng sự, 1997). Hai protein ZF-HD và NAC kích hoạt sự biểu hiện của gen

ERD1 trong điều kiện phát triển bình thường của cây Arabidopsis chuyển gen.

Nhìn chung, các yếu tố phiên mã có sự liên hệ mật thiết với nhau để đáp ứng với

các tín hiệu stress (Kim và cộng sự, 2004).

14

Hình 1. 4. Điều hòa hoạt động gen của thực vật trong các điều kiện stress

(Tuteja, 2007)

Nhìn chung, các tín hiệu stress làm giảm năng suất cây trồng. Sự tham gia

của các gen phản ứng stress trong quá trình trao đổi chất giúp tăng cường khả

năng chống chịu với stress của thực vật. Các tín hiệu stress kích hoạt các gen

sinh tổng hợp ABA, thể hiện vai trò quan trọng trong sự tăng trưởng và phát

triển của cây trong điều kiện stress. Nhiều tác giả đã nghiên cứu sản phẩm của

các gen tổng hợp ABA và các yếu tố tham gia vào con đường dẫn truyền tín hiệu

stress độ mặn cao (Tuteja, 2007).

1.3. Các vấn đề liên quan đến nồng độ muối cao

Trong số các dạng stress ở thực vật, stress nồng độ muối cao là nghiêm

trọng nhất, làm suy giảm chức năng cây trồng (Tuteja, 2007).

15

Stress nồng độ muối cao là thuật ngữ dùng để chỉ sự hiện diện của các chất

khoáng hòa tan trong đất ở nồng độ cao, gây hại cho nhiều loại cây trồng nông

nghiệp (Hillel và cộng sự, 2005).

1.3.1. Sự tích tụ muối làm hư hại cấu trúc đất và chức năng

thực vật

Nồng độ Na+ cao trong đất không chỉ gây tổn hại trực tiếp cho thực vật mà

còn phá hủy cấu trúc đất, làm giảm tính xốp và sự thấm nước. Một đất sét nhiễm

mặn cứng đến nổi người ta phải dùng thuốc nổ để cày xới chúng. Ngoài đồng, sự

nhiễm muối của dịch đất hay nước tưới được đo nhờ độ dẫn điện hay thế thẩm

thấu. Nước tinh khiết có độ dẫn điện rất kém; độ dẫn điện của nước là do các ion

hòa tan trong nước, nồng độ muối của nước càng cao thì độ dẫn điện của nước càng cao. Nước tưới có phẩm chất tốt khi nồng độ Na+ dưới 2mM và các muối

hoàn tan tổng cộng dưới 500mg/l (Bùi Trang Việt, 2002).

Độ mặn trong đất làm ảnh hưởng lớn đến năng suất cây trồng, đặc biệt là ở

các vùng khô hạn và bán khô hạn, gây ảnh hưởng nghiêm trọng đến sản xuất

nông nghiệp. Tác hại của độ mặn gây ảnh hưởng đến tăng trưởng thực vật do

khả năng thẩm thấu thấp của dung dịch đất, mất cân bằng dinh dưỡng, do tác

dụng của các ion hoặc do sự kết hợp của những yếu tố này (Alexandre và cộng

sự, 2013).

16

Hình 1. 5. Ảnh hưởng của stress mặn đối với thực vật

(Alexandre và cộng sự, 2013)

Stress nồng độ muối cao cũng gần giống như stress thiếu nước, đều gây

ảnh hưởng đến sự tăng trưởng thực vật, nhưng stress mặn có các ion có khả năng

gây độc cho cây (Taiz và Zeiger, 2009).

Nồng độ cao Na+ và Cl– trong bào tương gây ảnh hưởng đến tế bào. Nồng

độ muối cao bên ngoài tế bào, có thể chỉ ảnh hưởng đến quá trình thẩm thấu.

Tuy nhiên, trong bào tương, các ion thường tác động đơn lẻ hoặc kết hợp, ảnh

hưởng đến toàn bộ cơ thể thực vật (Munns và Tester, 2008).

Sự gia tăng các chất hoà tan trong môi trường, chủ yếu là các ion, có thể

thúc đẩy làm giảm sự hấp thu nước của hệ thống rễ cây. Do đó, thực vật sẽ hấp

thu ít nước, dẫn đến tỷ lệ thoát hơi nước cao hơn so với tỷ lệ hấp thụ nước, và

kết quả là thực vật bị thiếu nước, làm giảm tỷ lệ quang hợp và giảm tốc độ tăng

trưởng (Alexandre và cộng sự, 2013).

Những biến đổi sinh lý của cơ thể thực vật để thích ứng với stress mặn (hình 1.6) thể hiện đầu tiên trong sự cân bằng dinh dưỡng và nước, thúc đẩy

17

những thay đổi trong quá trình chuyển hóa, cân bằng nội tiết, trao đổi khí và sản

xuất các sản phẩm liên quan đến oxygen. Tất cả những thay đổi trên làm thúc

đẩy quá trình tăng trưởng và phân chia tế bào, dẫn đến đẩy nhanh quá trình lão

hóa của lá, kết quả là cây bị chết (Taiz và Zeiger, 2009).

Hình 1. 6. Các biến đổi sinh lý của cơ thể thực vật khi bị stress mặn

(Taiz và Zeiger, 2009)

18 1.3.2. Sự nhiễm mặn cản tăng trưởng và quang hợp

Độ mặn cao gây sức tác động xấu đến thực vật bằng cách phá vỡ sự cân

bằng ion và sự thẩm thấu của tế bào. Trong đất mặn, nồng độ cao của các ion

natri dẫn đến ức chế sự tăng trưởng và thậm chí gây chết cho thực vật. Do đó, cơ chế chịu mặn liên quan đến sự cô lập ion Na+ và Cl- trong không bào của các tế bào thực vật, ngăn Na+ đi vào tế bào và một số cơ chế khác (Tuteja, 2007).

Thực vật được phân thành hai nhóm dựa vào sự kháng muối: cây ưa muối

sống ở các đất muối và hoàn toàn chu trình phát triển trong môi trường đó; cây

không ưa muối không có khả năng kháng muối. Thông thường, có nồng độ muối

ngưỡng, trên nồng độ này các cây không ưa muối có hiện tượng giảm tăng

trưởng, giảm trọng lượng khô và mất màu lá (Bùi Trang Việt, 2002).

1.3.3. Nồng độ muối cao tác động lên sự thẩm thấu

Hiệu ứng của nồng độ chất hòa tan cao tương tự như hiệu ứng thiếu nước

trong đất: hạ thấp thế nước bên ngoài hệ thống thực vật. Vài thực vật điều chỉnh

áp suất thẩm thấu khi tăng trưởng trong các đất muối; theo cách này, thực vật

tăng trưởng chậm nhưng tế bào có thế nước âm hơn để duy trì sức trương (Bùi

Trang Việt, 2002).

1.3.4. Kiểm soát sinh tổng hợp glycerol khi cây chống chịu

với stress nồng độ muối cao

Glycerol được tổng hợp trong thời gian cây chịu stress nồng độ muối cao

và có vai trò quan trọng trong khả năng chịu mặn ở cây Arabidopsis.

Arabidopsis hoang dại có sự biểu hiện gen GPD1 (tương tự gen Arabidopsis

GLY1). Khi gây đột biến gen GLY1 (ức chế glycerol 3-phosphate

dehydrogenase), hoặc đột biến gen GLI1 (ức chế glycerol kinase), và đột biến

gen ACT1 (ức chế G3P acyltransferase). Sau đó, đánh giá mức độ khả năng chịu

mặn của cây khi có mặt glycerol, glycerol 3-phosphate (G3P) và hoạt động của

19

các enzym G3PDH, ADH (alcohol dehydrogenase), ALDH (aldehyde

dehydrogenase), GK, G3PP (G3P phosphatase) và GLYDH (glycerol

dehydrogenase). Gen GPD1 giúp tạo nhanh enzyme G3PDH, một enzyme quan trọng phụ thuộc vào NAD+ giúp tế bào sinh tổng hợp glycerol cần thiết cho sự

tăng trưởng của tế bào khi phản ứng với stress. Những cây chuyển gen GPD1 và

những cây có hai đột biến GLI1 và ACT1 có sự tăng khả năng chịu mặn trong

các giai đoạn phát triển khác nhau so với cây đột biến GLY1. Những kết quả này

chỉ ra rằng có sự tham gia của glycerol, chứ không phải là G3P, trong khả năng

chịu mặn ở cây Arabidopsis (Bahieldin và cộng sự, 2013).

1.3.5. Thực vật có nhiều cách tránh tổn hại do muối

Thực vật có thể tránh tổn hại do các muối ở nồng độ cao, bằng cách loại

muối qua lá hay phân ngăn các ion trong không bào. Thực vật nhạy muối có thể cản sự hấp thu các ion gây hại có trong dịch đất loãng. Các ion Na+ có thể vào rễ theo cách thụ động, do đó tế bào rễ phải dùng năng lượng để bơm Na+ trở ra ngoài. Ngược lại, Cl- bị chặn bên ngoài do tính thấm chọn lọc của màng nguyên

sinh chất. Khi muối được loại ở lá, thực vật dùng các chất hữu cơ để làm hạ thấp

thế nước của tế bào chất và không bào. Nhiều cây ưa muối hấp thu và tích tụ ion

trong lá, thay vì loại trừ. Tuy nhiên, các ion này bị cô lập trong không bào, tham

gia vào thế thẩm thấu của tế bào, nhưng không làm tổn hại các enzyme nhạy với

muối của cytosol và diệp lạp (Bùi Trang Việt, 2002).

Đối với thực vật, nồng độ muối cao không những làm thay đổi áp suất

thẩm thấu mà còn gây độc cho cây. Các loài thực vật khác nhau có các cơ chế

khác nhau để đối phó với stress dạng này (Munns và Tester, 2008). Việc điều

chỉnh quá trình thẩm thấu của tế bào bằng cách tích lũy chất tan, đã được coi là

một cơ chế quan trọng để làm giảm stress muối ở thực vật. Sự giảm khả năng thẩm thấu muối ở thực vật đối với các ion vô cơ (Na+, Cl-, K+) và chất tan hữu

20

cơ tương thích (carbohydrate hòa tan, axit amin, proline, betain,….) được tích

lũy (Hasegawa và cộng sự, 2000).

Hình 1. 7. Sự thích ứng của thực vật đối với stress mặn

(Horie và cộng sự, 2012)

1.3.6. Các phản ứng và biểu hiện của thực vật khi bị stress

mặn

Khi bị stress mặn, thực vật phản ứng theo hai giai đoạn: một phản ứng

nhanh và dữ dội với sự gia tăng áp suất thẩm thấu bên ngoài liên quan đến nồng

21

độ NaCl tăng trong môi trường, làm giảm mạnh sự tăng trưởng. Tiếp theo, một

phản ứng chậm hơn do sự tích tụ các ion độc trong các mô (giai đoạn ion hóa),

làm cho lá bị nhiễm độc, cụ thể là sự nhiễm độc của diệp lạp, biểu hiện là lá bị

úa vàng (hình 1.8). Sự tổn thương ở lá và lão suy có thể là do lượng muối cao

trong lá vượt quá sức chứa của khoang muối trong không bào, làm muối tích tụ

trong tế bào chất và lá bị ngộ độc (Munns và Tester, 2008; Munns, 2002). Ngoài

ra, còn có những phản ứng khác mạnh hơn giữa kiểu gen, độ mặn, đất và các

yếu tố khác (Munns và Tester, 2008).

Hình 1. 8. Các phản ứng của thực vật khi bị stress mặn

(Munns và Tester, 2008)

Thực vật có những biểu hiện đặc trưng do stress mặn cho đến khi chúng

trưởng thành. Các ion gây ảnh hưởng đến quá trình thẩm thấu và kết quả là ức

chế sự tăng trưởng của thực vật. Các loài thực vật khác nhau có các cơ chế khác

nhau để chống chịu với những tác động này. Các loài có các cách phản ứng với

stress mặn, độ mặn và thời gian biểu hiện khác nhau. Khi bị stress mặn, chỉ

22

trong vài ngày, các tế bào lá trưởng thành sẽ bị tổn thương. Tiếp đến, các lá này

bị chết sau khoảng một tuần. Và sau khoảng một hoặc vài tháng, một số lượng

lớn lá non bị tổn thương và cây chết hoàn toàn (Munns, 2002).

1.3.7. Stress nồng độ muối cao cảm ứng sự tổng hợp các

protein mới

Trong phản ứng của cây với stress nồng độ muối cao, các gen khác nhau

được khởi động, các protein tạo ra có liên quan trực tiếp hoặc gián tiếp đến quá

trình chống chịu với stress dạng này. Một số gen mã hóa tạo các kênh ion, các

thụ thể, các thành phần của tín hiệu calcium và một số yếu tố tín hiệu khác hoặc

các enzym giúp chuyển hóa các chất khi nồng độ muối cao. Nói chung, khả

năng chống chịu với stress nồng độ muối cao cần sự phối hợp của rất nhiều gen

(Tuteja, 2007).

NaCl (ở nồng độ cao) hay acid abcisic cảm ứng sự tổng hợp các protein

liên quan trong sự kháng muối. Trong nuôi cấy tế bào, nếu tế bào được xử lý

acid abcisic trước xử lý muối, khả năng thích nghi của tế bào được cải thiện rõ

rệt. Trong cây nguyên, nồng độ muối cao làm tăng nồng độ acid abcisic trong lá.

Phần lớn acid abcisic có nguồn gốc từ rễ (Bùi Trang Việt, 2002).

Khi cây ở điều kiện nồng độ muối cao, các chất oxy hóa như H2O2,

TBARS, glutathione, acid ascorbic, và proline tăng cao. Đồng thời, enzyme

chống oxy hóa, guaiacol cụ thể peroxidase (POX) được nâng lên đáng kể. Hoạt

động enzyme khác như β-amylase và acid phosphatase (AP) tăng ít (Babu và

cộng sự, 2008).

1.4. Các nghiên cứu trong và ngoài nước về cây tràm chua

1.4.1. Nghiên cứu phản ứng của cây con với các kim loại

Khảo sát khả năng thích ứng của 3 loài cây bản địa Acacia holosericea,

Eucalyptus camaldulensis và Melaleuca leucadendra với nồng độ Zn khác nhau.

23

Nhằm mục đích cải tạo môi trường thừa Zn bằng cách xây dựng một hệ sinh thái

có khả năng thích ứng với nồng độ Zn cao. Các loài keo, tràm, bạch đàn nêu trên

được nuôi trong môi trường nuôi cấy với thời gian 10 tuần. Thu hoạch cây con

(42 ngày tuổi) để thực hiện 6 nghiệm thức với nồng độ Zn khác nhau (0.5, 5, 10,

25, 50 và 100 µM). Kết quả thu được cho thấy khả năng thích ứng với nồng độ

Zn dư thừa của các loài theo trình tự E. camaldulensis, A. holosericea, M.

leucadendra. Vậy M. leucadendra có khả năng thích ứng kém nhất với nồng độ

Zn cao trong môi trường với các biểu hiện ngộ độc như lá chuyển sang màu đỏ

và sau đó bị hoại tử. Ngoài ra, kết quả nghiên cứu cũng cho thấy rằng khi tăng

nồng độ Zn trong môi trường thì nồng độ Zn trong mô cũng tăng theo tương

ứng. Nồng độ Zn trong rễ luôn cao hơn nồng độ Zn trong mô khác ở tất cả các

nồng độ Zn trong nghiệm thức (Reichman và cộng sự, 2001).

Ngoài ra, nhóm tác giả này cũng đã nghiên cứu khả năng phản ứng của cây

với nồng độ kim loại dư thừa (Mn), từ đó có biện pháp để quản lý các khu vực

bị ô nhiễm kim loại – nơi có nhiều cây trồng. Các loài keo, tràm, bạch đàn nêu

trên được nuôi trong môi trường nuôi cấy với thời gian 10 tuần. Thu hoạch cây

con (42 ngày tuổi) để thực hiện 6 nghiệm thức với nồng độ Mn khác nhau (1, 8,

32, 128, 512 và 2048 muM). Kết quả thu được cho thấy khả năng thích ứng với

nồng độ Mn dư thừa của các loài theo trình tự A. holosericea, E. crebra, M.

leucadendra, E. camaldulensis. Kết quả cho thấy rằng khả năng chịu đựng stress

(nồng độ Mn cao) của E. camaldulensis là rất tốt (trái ngược với sự nhạy cảm

của E. crebra). Điều này làm các nhà nghiên cứu lo ngại cho các loài động vật

ăn lá cây của loài này. Ngoài ra, kết quả cũng chứng tỏ M. leucadendra có khả

năng chống chịu khá tốt với nồng độ Mn cao trong môi trường. Còn A.

holosericea và E. crebra chống chịu khá kém (Reichman và cộng sự, 2004).

Nhóm tác giả khác đã nghiên cứu khả năng thích ứng của M. leucadenra L.

với stress (do sự kết hợp giữa Al và muối NaCl). Nghiên cứu khả năng thích ứng

24

của 16 cây tràm M. leucadenra L. với môi trường có Al, môi trường có muối

NaCl và môi trường kết hợp Al và NaCl. Cây con 2 tháng tuổi được nuôi trong

các môi trường có hoặc không có Al 10 mM, NaCl 50 mM, kết hợp Al 10mM

và NaCl 50 mM ở pH 3,8 trong 3 tháng. Kết quả thu được cho thấy sự tăng

trưởng của cây theo thứ tự các môi trường: kết hợp Al 10 mM và NaCl 50 mM,

NaCl 50 mM, Al 10mM. Khả năng chống chịu với stress của cây tăng lên theo

mức độ ảnh hưởng của stress. Kết quả cho thấy rằng môi trường kết hợp Al 10mM và NaCl 50 mM làm tăng stress, trong lá: Na+ tăng lên và nồng độ K+

giảm đáng kể (Nguyen và cộng sự, 2009).

1.4.2. Nghiên cứu kỹ thuật trồng, lai giống tràm Melaleuca

leucadendra L.

Để cây tràm chua phát triển tốt trên đất ngập phèn thì ta cần chú đến kỹ

thuật làm đất, chọn cây con, mật độ trồng, thời vụ trồng, kỹ thuật trồng, kỹ thuật

chăm sóc, thiết kế mô hình đồng tràm phòng chống cháy rừng, cách phòng

chống sâu bệnh (Phùng Cẩm Thạch, 2003).

Nghiên cứu thời kỳ nở hoa của các loài tràm Leucadendra (Melaleuca

leucadendra), tràm Cajuputi (Melaleuca cajuputi), tràm Viridiflora (Melaleuca

viridiflora), tràm Quinquenervia (Melaleuca quinquenervia) cho thấy các loài

này có thời gian nở hoa và quả chín khác nhau khá rõ rệt. Hạt phấn của các loài tràm cất trữ thích hợp ở nhiệt độ ẩm 300C. Nghiên cứu về lai giống tràm đã thu

được hơn 300 tổ hợp lai của 4 loài là M. cajuputi (Ca), M. leucadendra (L), M.

viridiflora (V), M. quinquenervia (Q). Tuỳ thuộc vào bố mẹ mà cho tỉ lệ đậu

quả khác nhau giữa các tổ hợp lai. Nghiên cứu khảo nghiệm giống lai tại Long

An cho thấy sinh trưởng của các tổ hợp tràm lai nhanh hơn các giống đối chứng

và các giống sản xuất. Loài M. leucadendra làm mẹ trong các tổ hợp lai khác

loài thường có sinh trưởng nhanh hơn loài M. cajuputi, M. viridiflora, M.

quinquenervia được sử dụng làm mẹ. Từ những số liệu nghiên cứu cho thấy khi

25 cất ở nhiệt độ trong phòng 20 - 300C thì chỉ sau 1 tuần hạt phấn của tràm chua

đã giảm tỷ lệ nẩy mầm rất nhiều (còn 8,8% - 6,2%), đến tuần thứ hai đã hoàn toàn mất sức nẩy mầm. Ở nhiệt độ -300C, hạt phấn của Tràm chua sau 1 năm

cất trữ tỉ lệ nẩy mầm giảm 14,2% (từ 83,8% xuống 69,4%), sau 3 năm cất trữ

vẫn giữ được tỉ lệ nẩy mầm tương đối cao 54,6% (Nguyễn Việt Cường và Đỗ

Thị Minh Hiển, 2007).

1.4.3. Nghiên cứu công dụng của tràm Melaleuca leucadendra

L.

Kết quả nghiên cứu cho thấy tràm chua (Melaleuca leucadendra L.) là loài

sinh trưởng nhanh, năng suất cao hơn tràm ta (Melaleuca cajuputi) và có khả

năng sử dụng làm cọc cừ trong xây dựng. Về tính chất cơ lý, M. leucadendra ở

giai đoạn 6,5 – 7 tuổi đều có khối lượng riêng, hệ số co rút, sức bền chịu nén dọc

và chịu tải trọng cực đại tương đương hoặc tốt hơn M. cajuputi ở giai đoạn 10 –

11 tuổi. Khả năng chống chịu bệnh mục của tràm chua (6,5 – 7 tuổi) không kém

tràm ta (10 – 11 tuổi), tuy ở giai đoạn tuổi khác nhau và sau khi chôn làm cừ ba

năm. Khả năng sử dụng cừ của M. leucadendra (6,5 – 7 tuổi) tương đương hoặc

cao hơn so với M. cajuputi (10 – 11 tuổi) (Nguyễn Thị Bích Thủy, 2005).

Sau khi nghiên cứu một số tính chất gỗ của các loài tràm, tác giả đã kết

luận rằng sự chênh lệch về giá trị trung bình của các tính chất gỗ giữa ba loài

tràm không đáng kể chứng tỏ giá trị của gỗ ba loài tràm tương tự nhau. Gỗ tràm

ngoài việc sử dụng làm cọc đóng móng nhà rất hiệu quả, còn có thể sử dụng cho

nhiều mục đích khác nhau. Khi sử dụng gỗ tràm cần chú trọng đến việc bảo

quản gỗ để nâng cao độ bền tự nhiên. Kích thước cây gỗ, chất lượng gỗ tràm là

điều đáng quan tâm nhất. Nếu muốn mở rộng khả năng sử dụng gỗ tràm vào

những mục đích khác nhau thì nhất thiết phải có những biện pháp kỹ thuật lâm

sinh tác động để ít nhất có được những cây gỗ có kích thước lớn hơn. Xác định

tuổi thành thục tự nhiên và công nghệ của tràm cũng như tiếp tục nghiên cứu

26

tính chất gỗ tràm ở các cấp tuổi cao hơn là việc hết sức cần thiết và có ý nghĩa

trong việc phát triển mở rộng rừng tràm trong vùng đất chua phèn ở Đồng bằng

sông Cửu Long (Đỗ Văn Bản, 2009).

1.5. Các nghiên cứu nước ngoài về khả năng chống chịu với stress của

thực vật

Nghiên cứu về ảnh hưởng của stress mặn và stress nước đối với sự tăng

trưởng của cây Jatropha curcas. Cây được đặt trong tình trạng thiếu nước, lá

cây bị giảm tốc độ tăng trưởng mạnh hơn khi bị stress muối. Kể từ khi cây

chống chịu với stress thiếu nước và stress muối nhẹ, cây phục hồi nhanh chóng

và gần như hoàn toàn. Những thay đổi sinh lý này có thể là tập hợp các cơ chế

thích nghi ở J. curcas để chống chịu với những điều kiện stress (Benzona và

cộng sự, 2009).

Hạt thông nảy mầm được đặt trong các điều kiện khác nhau: stress nước,

stress mặn sử dụng natri clorua (NaCl) và nước biển pha loãng, stress nhiệt. Sự

nảy mầm và các hoạt động của các enzym tham gia vào việc sử dụng các chất dự

trữ trong hạt giống (enzyme chu trình glyoxylate) giảm với sự gia tăng stress

nước, nồng độ NaCl và nồng độ nước biển. Ngoài ra, việc xử lý nước biển là ít

nghiêm trọng đối với hạt nảy mầm (Silva và cộng sự, 2010).

Stress mặn ảnh hưởng đến quá trình sinh trưởng và phát triển của thực vật,

ảnh hưởng đến tất cả các cơ quan thân, lá, rễ, chồi, quả, hạt. Stress mặn thường

làm giảm tốc độ tăng trưởng và phát triển của chồi hơn so với rễ, và có thể làm

giảm ra hoa. Sự hiểu biết stress mặn ảnh hưởng đến các cơ quan sinh dưỡng và

cơ quan sinh sản là rất quan trọng trong việc tìm ra giải pháp giảm thiểu stress

mặn tại các thời điểm thích hợp. Và stress mặn có thể ảnh hưởng nghiêm trọng

đến sự nảy mầm (Wang và cộng sự, 2011).

27

Hình 1. 9. Tỷ lệ nảy mầm của hạt ở các điều kiện stress mặn khác nhau

(Wang và cộng sự, 2011)

Trong một nghiên cứu khác ở cây A. nummularia đã nhận thấy rằng lá biểu hiện sự điều chỉnh thẩm thấu tốt hơn so với rễ. Ngoài ra, các ion Na+ và Cl– là

thành phần chính để điều chỉnh sự thẩm thấu. Trong cả lá và rễ, stress muối không được điều trị và có thể điều trị nhưng không được điều trị trong rễ khi K+

là thành phần chính (Souza và cộng sự, 2012). Đối với Atriplex allimus, giảm

trọng lượng tươi có thể là do sự sụt giảm hàm lượng nước. Hơn nữa, sự đóng khí

khổng làm giảm khả năng quang hợp, tương ứng với một cơ chế bảo vệ chống

lại sự mất nước để nâng cao hiệu quả sử dụng nước (Silveira và cộng sự, 2009).

A. allimus có thể chịu đựng hàm lượng NaCl cao và hạn hán bằng cách giảm bớt

tăng trưởng, giảm thông số trao đổi khí để nâng cao hiệu quả sử dụng nước.

Trong một nghiên cứu với các cây chịu mặn, độ mặn và thiếu nước đã ảnh

hưởng đến sự hấp thu chất dinh dưỡng và tăng trưởng của Spartina alterniflora.

Nghiên cứu này đã chứng minh rằng độ mặn cao kết hợp với thiếu nước làm cho

28

tỷ lệ sống của cây giảm đến 71%. Hơn nữa, lá úa vàng và nâu khi tăng độ mặn

và điều kiện thiếu nước, có thể chứng minh rằng stress thiếu nước có thể làm

tăng ảnh hưởng của stress mặn đối với khả năng tổng hợp chất dinh dưỡng của

thực vật (Mamdouh và cộng sự, 2011).

Khả năng chịu mặn khác nhau đối với NaCl của các giống ngô được đánh

giá thông qua khả năng tăng trưởng và các thông số sinh lý. Tỷ lệ SDM / RDM (Na+ chứa trong lá hoặc hòa tan trong chất tan hữu cơ) không có liên quan với khả năng chịu mặn. Mặt khác, Na+ tích lũy hoặc chất hữu cơ hòa tan trong rễ do

stress mặn đóng vai trò quan trọng trong việc đảm bảo sự thích nghi của các

giống ngô và đặc điểm này có thể được sử dụng như là dấu hiệu sinh lý của

stress mặn (Díaz và cộng sự, 2012).

Một số nghiên cứu đánh giá sự thích nghi của cây trồng đối với stress, và

biện pháp tiền xử lý để làm giảm bớt những tác động của stress đến thực vật là

rất phổ biến. Biện pháp tiền xử lý H2O2 ở hạt ngô nảy mầm giúp cây giống thích

nghi với stress mặn. Biện pháp này làm giảm mức độ ảnh hưởng của stress mặn

đến sự sinh trưởng ngô. Ngoài ra, kết quả cũng cho thấy sự khác biệt trong hoạt

động của enzyme chống oxy hóa, có thể giải thích khả năng chịu đựng stress

mặn tăng lên của thực vật có nguồn gốc từ biện pháp tiền xử lý H2O2 ở hạt

giống (Bakke và cộng sự, 2006).

Một loài thực vật được đánh giá có khả năng chịu mặn là Jatropha curcas,

kết quả nghiên cứu cho thấy có liên quan đến chất hoà tan hữu cơ và vô cơ góp

phần điều chỉnh thẩm thấu dưới mức stress mặn. Loài cây này đã có sự điều

chỉnh thẩm thấu hiệu quả trong lá dưới mức stress mặn, duy trì trạng thái ẩm, chủ yếu là thông qua Na+ và Cl– tích lũy và liên quan đến chất hoà tan hữu cơ,

glycinebetaine là thành phần quan trọng để điều chỉnh thẩm thấu hơn proline

trong cả hai nhóm cây stress mặn được điều trị và không được điều trị (Gondim

và cộng sự, 2010).

29

Ngoài ra, khả năng chịu mặn còn được nghiên cứu trên bông, đậu đũa, lúa

và ngô. Trong nghiên cứu này, kết quả tăng trưởng thể hiện khả năng chịu mặn

cao nhất ở bông, trong khi đậu đũa nhạy cảm nhất với stress mặn, trọng lượng

tươi và trọng lượng khô của cây này giảm mạnh ở độ mặn vừa phải. Ngoài ra,

hoạt động của enzyme chống oxy hóa trong hệ thống enzyme của bông thay đổi

có thể là nguyên nhân làm cho cây này chịu mặn hiệu quả hơn những loài còn

lại (Silva và cộng sự, 2009). Đậu đũa được trồng rộng rãi ở các vùng khô hạn và

bán khô hạn của thế giới, những nơi mà độ mặn là một áp lực môi trường lớn

làm hạn chế năng suất cây trồng (Freitas và cộng sự, 2011). Freitas đánh giá mối

quan hệ giữa khả năng chịu mặn với sự tích tụ ion, phân bổ sinh khối và quang

hợp ở cây đậu đũa. Stress mặn làm giảm tích lũy sinh khối và tỷ lệ khối lượng lá

quang hợp trên một đơn vị, chủ yếu là ở giống đậu đũa ‘TVu’. Giống ‘Pitiúba’

có khả năng chống chịu hơn hẳn ‘TVu’, điều này có liên quan đến sự giảm tích lũy Na+ trong lá và sự tăng nồng độ Na+ trong rễ ở giai đoạn đầu của thích ứng

với stress mặn. Nói một cách tổng quát, những phản ứng này sẽ cho phép tăng

lượng lớn carbon trên toàn bộ cơ thể thực vật, góp phần tăng hiệu suất nông học

tốt hơn các giống đậu đũa chịu mặn ở các vùng dễ bị nhiễm mặn (Freitas và

cộng sự, 2011).

Trong một nghiên cứu khác, bảy giống đậu đũa được phân tích liên quan

đến sự tăng trưởng và chứa các chất hữu cơ và vô cơ để đáp ứng với stress mặn.

Kết quả nghiên cứu chứng minh rằng stress mặn làm giảm khối lượng khô của

tất cả các giống cây trồng, trong đó ‘Pitiúba’ và ‘Vita 5’ là chống chịu nhất và

‘TVu’ là nhạy cảm nhất (Praxedes và cộng sự, 2010). Các thông số cho thấy tốc

độ tăng trưởng tương quan chặt chẽ với mức độ chịu mặn nhưng lại tăng đáng

kể với nồng độ muối tăng ít trong các giống cây trồng chịu được mặn. Nhìn chung, hàm lượng Na+ và Cl– tích lũy ở chồi tăng lên đáng kể do độ mặn tăng nhưng chỉ ở các giống nhạy cảm với stress mặn như ‘TVu’. Hàm lượng K+ trong

30 lá cao hơn so với hàm lượng Na+ và Cl– nhưng các ion này không có ý nghĩa trong mô lá. Do đó, tỷ lệ Na+ / K+ cao hơn ở tất cả các giống cây trồng là hợp lý.

Điều này có thể là một yếu tố quan trọng giải thích cho việc giảm tăng trưởng ở

các giống cây bị stress. Xem xét các chất hòa tan hữu cơ (proline, carbohydrate

hòa tan và chất tan N-amin) không tương quan với nồng độ NaCl trong cây

(Praxedes và cộng sự, 2010).

Một loài được phân bố rộng rãi trong khu vực bán khô hạn là cây điều

(Annacardium occidentale L.) cho thấy một số thích nghi với tình trạng thiếu

nước và loài này đã được sử dụng như một mô hình để đánh giá cơ chế khả năng

chịu mặn. Liên quan đến hạt giống nảy mầm và cây giống điều lùn, stress mặn

ngăn cản sự nảy mầm và phát triển của cây giống (Costa và cộng sự, 2003).

Hiện tượng này có thể là do ảnh hưởng của stress mặn đến quá trình trao đổi

chất, chẳng hạn như việc huy động các chất dự trữ trong phôi đang phát triển.

Ngoài ra, độ mặn có thể ức chế cây con phát triển thông qua sự ức chế enzym

tham gia vào việc huy động nguồn dự trữ chất béo của hạt giống (Marques và

cộng sự, 2010). Trong số các thông số sinh lý được đánh giá, mức độ tổn thương

của lá có liên quan chặt chẽ với khả năng chịu mặn giữa hai giống điều trên.

Ngoài ra, giống điều chịu mặn có sự tích lũy chất hoà tan hữu cơ (amino acid,

proline và đường hòa tan) trong lá bên cạnh việc duy trì nồng độ đường hòa tan

trong rễ nhiều hơn so với giống điều nhạy cảm (Bezerra và cộng sự, 2007). Bên

cạnh đó, việc đánh giá những thay đổi sinh lý và sinh hóa xảy ra trong cây điều

lùn gây ra bởi stress mặn cho thấy hàm lượng chất hoà tan hữu cơ ít bị ảnh

hưởng bởi stress, trừ hàm lượng proline tăng lên. Ngoài ra, hoạt động của các

enzyme trong rễ là guaiacol và ascorbate peroxidase cũng được nhận thấy trong

việc loại bỏ các phản ứng của oxygen, do đó, rễ được bảo vệ với stress mặn tốt

hơn lá. Mặc khác, sự thay đổi hàm lượng protein là do ảnh hưởng của stress mặn

31

chứ không chỉ là sự thay đổi trong giai đoạn phát triển (Ferreira và cộng sự,

2008).

Đề tài nghiên cứu khác liên quan đến khả năng thích ứng của các cây điều

con với stress muối, duy trì tính toàn vẹn và bảo vệ chống lại sự oxy hóa với sự kích hoạt của H+ - ATPase trên màng tế bào, như một cơ chế linh động để điều

chỉnh loại bỏ ion ở chồi (Abreu và cộng sự, 2008; Alvarez và cộng sự, 2009).

32

Chương 2. VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

2.1. Vật liệu

- Cây tràm chua Melaleuca leucadendra L. ở vườn ươm Thùy Linh, Huyện

Hóc Môn, Thành phố Hồ Chí Minh (hình 2.1).

- Khúc cắt diệp tiêu lúa (Oryza sativa L.) để đo hoạt tính auxin và acid

abscisic (ABA).

- Trụ hạ diệp của cây mầm xà lách (Lactuca sativa L.) để đo hoạt tính

gibberellin.

- Tử diệp dưa leo (Cucumis sativus L.) để đo hoạt tính cytokinin.

10 cm

Hình 2. 1. Cây tràm chua ba tháng tuổi lấy từ vườn ươm Thùy Linh, huyện Hóc

Môn, TP. HCM.

33

2.2. Thời gian, địa điểm

2.2.1. Thời gian nghiên cứu

Từ tháng 02/2014 đến tháng 09/2014.

2.2.2. Địa điểm nghiên cứu

- Khu vực trồng tràm Úc ở Huyện Nhà Bè, TP. Hồ Chí Minh. - Phòng thí nghiệm trường Đại học Sư phạm TP. Hồ Chí Minh. - Phòng thí nghiệm trường Đại học Khoa học tự nhiên – Đại học Quốc Gia

TP. Hồ Chí Minh.

- Vườn trường Đại học Sư phạm TP. Hồ Chí Minh. - Vườn Bộ môn Sinh lý thực vật trường Đại học Khoa học tự nhiên – Đại học

Quốc Gia TP. Hồ Chí Minh.

2.3. Phương pháp nghiên cứu

2.3.1. Quan sát thực địa

2.3.1.1. Lấy mẫu cây con

Cây con tràm chua được lấy từ vườn ươm Thùy Linh, xã Bà Điểm, Huyện

Hóc Môn để quan sát hình thái ngoài, hình thái giải phẫu nhằm đánh giá khả

năng chịu mặn của cây trên môi trường đất ngập nước.

2.3.1.2. Khảo sát độ mặn của nước

Mẫu nước được lấy vào mùa khô (tháng 2) ở mười khu vực trên địa bàn

Huyện Nhà Bè, Thành phố Hồ Chí Minh, mỗi khu vực lấy 10 mẫu. Mẫu nước

được lấy ở các khu vực sau: ấp 2 xã Phước Kiển; ấp 1 xã Phú Xuân; ấp 2 và ấp 3

xã Long Thới; ấp 1, ấp 2 và ấp 3 xã Hiệp Phước; ấp 1 và ấp 2 xã Nhơn Đức; ấp

2 xã Phước Lộc (hình 2.2) nhằm đánh giá độ mặn của nước ở các khu vực trồng

tràm chua.

34

Độ mặn của nước được đo bằng máy đo độ dẫn điện cầm tay (Thermo

electron corporation), đơn vị ‰. Kết quả thu được giúp xác định độ mặn phù

hợp cần thực hiện trong các nghiệm thức, qua đó khảo sát khả năng chống chịu

của cây tràm chua ở các độ mặn khác nhau, từ đó có biện pháp giúp cải thiện

khả năng chịu mặn của cây.

Hình 2. 2. Vị trí địa lý của các xã thuộc khu vực Huyện Nhà Bè.

(www.nhabe.hochiminhcity.gov.vn/vitridialy)

35

2.3.2. Quan sát hình thái giải phẫu

Các mẫu rễ, thân non ba tháng tuổi và lá trưởng thành của cây con được

rửa và cắt ngang thành từng lớp mỏng, sau đó ngâm trong Javen cho đến khi

mẫu chuyển sang màu trong (từng loại mẫu được để riêng trên đĩa Petri). Rửa lại

với nước cất (3 lần) và ngâm với acid acetic 10% trong 5 phút. Nhuộm với thuốc

nhuộm 2 màu đỏ carmin – xanh iod trong 10 phút. Cuối cùng, rửa sạch mẫu và

quan sát trên kính hiển vi quang học, chụp hình mẫu (Deysson, 1967).

2.3.3. Khảo sát khả năng chịu mặn

2.3.3.1. Rễ

Mẫu rễ được lấy 1 cm tính từ chóp rễ (hình 2.3) và lấy 125 mẫu. Chuẩn bị

môi trường nuôi cấy trên bình tam giác 150 ml với 30 ml môi trường MS và 10

ml sodium cloric với các nồng độ khác nhau (0%; 1,25%; 2,5%; 3,75%; 5%).

Tương ứng với mỗi nồng độ sodium cloric là 5 bình tam giác, mỗi bình 5 mẫu

rễ.

Các mẫu rễ được nuôi ở điều kiện phòng thí nghiệm (độ ẩm 58 %, nhiệt độ

32 ± 20C, cường độ ánh sáng 3000 lux) trong 2 tuần. Mẫu sau khi nuôi cấy được

Chóp rễ + Vùng tăng trưởng

dùng để xác định sự tặng trưởng của rễ (qua việc đo chiều dài rễ) và số rễ con.

1 cm

Hình 2. 3. Vị trí lấy mẫu rễ.

36

2.3.3.2. Lá

Mẫu lá được lấy ở phần giữa của lá trưởng thành (cách cuống lá 3 cm), mỗi

lá lấy 6 mẫu với kích thước 1 cm x 1 cm, mỗi mẫu cách gân chính 3mm, lấy dọc

theo gân chính và không lấy gân chính (hình 2.4), lấy 125 mẫu.

Chuẩn bị môi trường nuôi cấy trên bình tam giác 150 ml với 30ml môi

trường MS căn bản và 10 ml sodium cloric ở các nồng độ khác nhau (0%;

1,25%; 2,5%; 3,75%; 5%). Tương ứng với mỗi nồng độ muối NaCl là 5 bình

tam giác, mỗi bình 5 mẫu.

Các mẫu lá được nuôi ở điều kiện phòng thí nghiệm (độ ẩm 60 % và nhiệt độ 32 ± 20C, cường độ ánh sáng 3000 lux) trong 7 ngày. Sau khi nuôi cấy, các

chỉ tiêu sinh lý của lá như trọng lượng tươi và trọng lượng khô, cường độ quang

hợp và hô hấp, hàm lượng diệp lục tố tổng số, hoạt tính Acid abscisic được xác

định để đánh giá khả năng chịu mặn của lá đối với các nồng độ NaCl khác nhau.

37

1 cm

Hình 2. 4. Vị trí lấy mẫu lá.

2.3.4. Xác định trọng lượng tươi, trọng lượng khô

Mẫu lá được cắt như hình 2.4, trọng lượng tươi được xác định bằng

cách cân trực tiếp trọng lượng của các mẫu (chọn 5 mẫu cho 1 lần cân). Trọng lượng khô được tính sau khi sấy các mẫu lá ở 1050C trong 2 giờ, sau đó tiếp tục sấy ở 800C cho đến khi trọng lượng không đổi (Grodzinxki và Grodzinxki,

1981).

38

2.3.5. Đo cường độ hô hấp, quang hợp

2.3.5.1. Đo cường độ hô hấp

Cường độ hô hấp của lá cây tràm chua được xác định bằng máy Oxylab, ở nhiệt độ 25oC, trong phòng tối để tính lượng oxygen được hấp thu với đơn vị: µmolO2/ cm2/ phút (Biale, 1978).

2.3.5.2. Đo cường độ quang hợp

Mở nguồn sáng và thao tác tương tự đo hô hấp, với đơn vị: µmolO2/ cm2/

phút là số mol oxygen được phóng thích. Cả cường độ hô hấp và cường độ

quang hợp đều được thực hiện trên 1 g lá cho mỗi lần đo. Thí nghiệm lặp lại 3

lần. Kết quả được hiển thị trên màn hình và là trung bình cộng của 3 lần lặp lại.

(Biale, 1978).

Lấy 1g lá cho mỗi lần đo, thí nghiệm lặp lại 3 lần

2.3.6. Đo hàm lượng diệp lục tố tổng số

Cân 2 g lá trưởng thành, cắt thành từng miếng nhỏ cho vào ống nghiệm,

đun cách thủy lá trong metanol cho đến khi lá trắng ra. Rót dung dịch sắc tố vào

bình định mức 50 ml. Thêm metanol vào cho đến vạch 50 ml. Các bước trên

được thực hiện dưới ánh sáng mờ. Đo OD ở 660 nm và 642,5 nm (A.D.

Krikorian, 1965).

Hàm lượng diệp lục tố được tính theo công thức:

[ dlt ] µg / ml = ( 7,12 x OD660 ) + ( 16,8 x OD642,5 )

2.3.7. Đo hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật

2.3.7.1. Ly trích

Rễ sau 2 tuần và lá sau 1 tuần nuôi cấy được ly trích qua nhiều giai đoạn

(hình 2.5). Kết quả thu được lấy làm sinh trắc nghiệm để đo hoạt tính của các

chất điều hòa tăng trưởng thực vật có trong các mẫu trên.

39 Mẫu nghiền với methanol 80%

cô cạn 1 ml

Hòa tan trong 5ml nước cất

pH 2,5; Ether

Ether

Dịch nước

pH 7; Ether

NaHCO3 8%

Dịch nước (bỏ)

Ether

Dịch nước (bỏ)

Ether

Sắc ký

Sắc ký

Hoạt tính Zeatin

Hoạt tính IAA, ABA, Gibberellin

Hình 2. 5. Sơ đồ ly trích các chất điều hòa tăng trưởng thực vật

(Bùi Trang Việt, 1992)

40

2.3.7.2. Sắc ký lớp mỏng

Dịch acid và trung tính (trong ether) của các mẫu hoa được chấm trên bản

sắc kí lớp mỏng bằng nhôm tráng silica gel 60 F254 (Merck) kích thước 20 x 20

cm. Sử dụng micropipet chấm ether cô cạn và chất chuẩn cách mép 2 cm. Sau

mỗi lần chấm, dùng máy sấy làm khô vị trí này và sau đó tiếp tục chấm cho đến

khi hết dịch ether. Chấm các điểm tương tự với hỗn hợp chất chuẩn gồm IAA,

ABA và GA3 và zeatin tinh khiết nồng độ 1mg/l cho mỗi chất.

Đặt bản silica gel vào thùng sắc kí, dùng dung môi di chuyển (Isopropanol: Amon hydroxyd: H2O = 10:1:1 (theo tỉ lệ), nhiệt độ 30 - 32oC). Theo mao dẫn

dung môi sẽ di chuyển dọc trên bản mỏng sắc kí, tùy thuộc vào đặc tính hòa tan

của các chất mà chúng sẽ được phân ly tại các vị trí khác nhau trên bản sắc kí.

Khi mức dung môi cách mép 1cm thì sắc kí kết thúc. Lấy bản sắc kí ra khỏi

thùng, dùng bút chì đánh dấu mực dung môi và làm khô bản sắc kí.

2.3.7.3. Phát hiện và cô lập

Vị trí các chất điều hòa tăng trưởng thực vật dạng tự do được nhận diện

bằng các phương pháp đặc trưng rồi so với bản sắc kí chứa dung dịch các chất

điều hòa tăng trưởng thực vật dạng hỗn hợp.

- IAA khi để khô tự nhiên cho màu nâu vàng. - ABA cho màu vàng nâu khi phun H2SO4 10%, sấy ở 1300C trong 8 phút.

- Zeatin cho vệt màu xanh khi phun hỗn hợp xanh bromophenol: AgNO31% (tỉ

lệ 1:1 theo thể tích).

Ngoài ra, cả IAA, ABA và Zeatin đều có thể được phát hiện trực tiếp dưới tia

UV 254 nm.

- Gibberellin được phát hiện khi phun hỗn hợp H2SO4: ethanol (tỉ lệ 5:95 theo thể tích), sấy ở 1100C trong 10 phút và quan sát dưới tia UV.

Các vị trí này tùy thuộc vào hệ dung môi di chuyển và nhiệt độ môi trường

khai triển sắc kí.

41

Trong hệ dung môi trên Gibberellin (Rf = 0,72 - 0,76), auxin (Rf = 0,57 -

0,71), ABA (Rf = 0,78 - 0,85), zeatin (Rf = 0,92 - 0,96). Các chất chuẩn, hỗn

hợp các chất nội sinh sẽ được phát hiện và cô lập riêng bằng cách dùng dao lam

cạo lấy các hạt silic từng vùng trên bản sắc kí vào các ống nghiệm nhỏ để chuẩn

bị giải hấp.

2.3.7.4. Sự giải hấp

Các chất điều hòa tăng trưởng thực vật sau khi được cô lập vào các hạt silic

trên bảng sắc kí có thể tách rời và hòa tan tốt trong dung môi.

Dung môi chuẩn bị cho quá trình giải hấp gồm có methanol: chloroform (tỉ

lệ 8 : 2 theo thể tích), sau đó cứ 100 ml hỗn hợp cho thêm vào 3 ml dung dịch

acid acetic. Trộn đều dung môi giải hấp này trước khi sử dụng.

Thêm 3 ml dung môi giải hấp vào ống nghiệm đã chứa các hạt silic ở trên và

vortex 3 phút. Li tâm với vận tốc 1.500 vòng/phút (trong 3 phút). Dịch nổi sau

hai lần giải hấp của mỗi chất được cho vào đĩa Petri hoặc Erlen 100 ml và cô

cạn, sau đó thêm 10 ml nước cất và dùng đũa thủy tinh khuấy đều để hòa tan

hoàn toàn các chất vào dung dich để chuẩn bị sinh trắc nghiệm.

2.3.7.5. Đo hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật

bằng sinh trắc nghiệm

Đo hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật ở vật liệu sau khi ly

trích và phân đoạn qua sắc kí bản mỏng, gồm các chất trích từ mẫu lá và rễ tràm

ở 10 băng trên bản mỏng silica gel.

Hoạt tính Acid abscisic được đo bằng sinh trắc nghiệm khúc cắt diệp tiêu

lúa (Oryza sativa L.) (Bùi Trang Việt, 1992; Nguyen Thi Ngoc Lang, 1970). Hột lúa gieo trên bông ẩm trong tối ở nhiệt độ 310C ± 20C và đo chiều dài sai biệt

sau 24 giờ. Hoạt tính IAA tỷ lệ thuận với chiều dài khúc cắt diệp tiêu trong IAA

42

tinh khiết 1 mg/l, hoạt tính ABA tỷ lệ nghịch với chiều dài khúc cắt diệp tiêu

trong ABA tinh khiết 1 mg/l.

Hoạt tính gibberellin (GA3) được đo bằng sinh trắc nghiệm trụ hạ diệp cây mầm xà lách (Lactuca sativa L.). Gieo hột xà lách trên bông ẩm, nhiệt độ 310C ± 20C sau 18 giờ chọn hột có rễ mầm vừa lú ra khỏi vỏ đặt trong các Becher nhỏ

(100 ml) chứa dịch trích sau sắc ký. Các Becher được đặt dưới ánh sáng liên tục 2500 lux ± 500 lux, nhiệt độ 280C ± 20C. Sau 72 giờ, đo sai biệt chiều dài trụ hạ

diệp so với chuẩn (nước cất). Hàm lượng gibberelline tỷ lệ thuận với chiều dài

trụ hạ diệp trong GA3 tinh khiết 10 mg/l.

Hoạt tính zeatin được đo dựa trên sự tăng trọng lượng của tử diệp dưa leo (Cucumis sativus L.). Hột dưa leo gieo trong tối, trên bông ẩm, ở nhiệt độ 310C ± 20C. Khi rễ mầm vừa lú ra khỏi vỏ hột, thu các tử diệp, cân 10 tử diệp và đặt trên giấy thấm ẩm chứa dịch trích cytokinin ở 280C ± 20C, ánh sáng liên tục

2500 lux ± 500 lux. Sau 48 giờ, đo và tính sai biệt trọng lượng tử diệp so với

chuẩn (nước cất). Hoạt tính zeatin tỷ lệ thuận với trọng lượng sai biệt của tử diệp

dưa leo so với chuẩn nước cất và zeatin tinh khiết 1 mg/l.

2.3.8. Ứng dụng

2.3.8.1. Trong vườn

Trồng cây trong vườn ươm, sau đó xử lý hormone thực vật trên cây con

nhằm cải thiện khả năng chịu mặn của cây.

Cây con được trồng trong chậu không có lỗ thoát nước (tạo điều kiện giống

như đất ngập nước), trộn đất và tro theo tỷ lệ 1:1 (v/v) cho vào chậu. Cây con

được mở bầu và cho vào chậu, lắp đất lại và tưới nước cho cây. Mỗi ngày tưới

nước 2 lần, mỗi lần khoảng 1 lít nước/cây, sao cho nước vừa đủ ngập khoảng 5

cm so với bề mặt đất trong chậu. Bố trí thí nghiệm khảo sát ảnh hưởng của các

chất điều hòa tăng trưởng thực vật trên cây con (bảng 2.1) sau 1 tháng, khi cây

đã thích nghi được với điều kiện trồng trong chậu.

43

Các cây con được xếp thành 5 hàng, mỗi hàng 10 cây. Bố trí 8 nghiệm thức

với 24 cây con, mỗi nghiệm thức gồm 3 cây con lấy ngẫu nhiên, trừ 4 hàng ở

ngoài viền.

Phun hormone trực tiếp lên lá kết hợp với tưới hormone vào gốc cây con

lúc 5 giờ sáng và 17 giờ chiều, lặp lại sau 1 tuần, theo dõi kết quả trong 2 tuần

về các chỉ tiêu sinh lý như: tỷ lệ lá lão suy, sự thay đổi diện tích lá, cường độ

quang hợp, hô hấp, hàm lượng diệp lục tố tổng số, trọng lượng tươi và trọng

lượng khô, lấy kết quả sau hai tuần.

Bảng 2. 1. Bố trí nghiệm thức khảo sát ảnh hưởng của các chất điều hòa tăng

trưởng thực vật trên cây con có xử lý NaCl 2,5%.

Nghiệm thức Xử l ý hormone

1 (Đối chứng 1) Nước cất

2 (Đối chứng 2) NaCl 2,5%

3 IAA 10 mg/l

4 IAA 2 mg/l

5 GA3 20 mg/l

6 GA3 10 mg/l

7 BA 10 mg/l

8 BA 2 mg/l

Lão suy (senescence) là giai đoạn sống sau cùng của thực vật bao gồm

một chuỗi các sự kiện bình thường không thể đảo ngược dẫn tới sự phá hủy tổ

chức tế bào và sự chết tế bào của thực vật. Biểu hiện rõ nhất của sự lão suy là sự

mất khả năng phân chia tế bào, sự phân hủy các đại lượng phân tử như RNA,

protein và diệp lục tố (lá) (Bùi Trang Việt, 2000).

44

Tỷ lệ lá lão suy được tính bằng cách đánh dấu 60 lá trên 3 cây (tương ứng

với một nghiệm thức), mỗi cây 20 lá. Sau 2 tuần xử lý các chất điều hòa tăng

trưởng thực vật trên cây con, đếm số lá lão suy (lá bị úa vàng và chết) rồi chia

cho tổng số lá đánh dấu của mỗi cây, được kết quả tỷ lệ lá lão suy.

Diện tích lá được đo bằng phương pháp cân trực tiếp lá cây tươi sau 2 tuần xử lý cây con với các chất điều hòa tăng trưởng thực vật. Đo và cắt 1 cm2 lá rồi

đem cân trên cân điện kỹ thuật được khối lượng P1. Sau đó, cân toàn bộ lá cần

đo diện tích được khối lượng P2. Diện tích lá được tính bằng công thức (Hoàng

Minh Tấn, 2006):

S = 100 mm2 x P2/P1

Từ các số liệu tỷ lệ lá lão suy, sự thay đổi diện tích lá trước và sau khi xử

lý, cường độ quang hợp, hô hấp, hàm lượng diệp lục tố tổng số, trọng lượng tươi

và trọng lượng khô, chọn nồng độ chất điều hòa tăng trưởng thích hợp giúp cây

chống chịu với điều kiện nồng độ NaCl 2,5% tốt nhất. Sau đó, tiếp tục xử lý chất

này trên cây con trồng trong điều kiện tự nhiên.

2.3.8.2. Trong tự nhiên

Bố trí 2 nghiệm thức gồm 1 đối chứng (nước tự nhiên có độ mặn trung

bình là 2,5%) và 1 nghiệm thức có xử lý IAA 10 mg/l. Mỗi nghiệm thức 20 cây

con. Trồng 120 cây con trên đất ven sông ở 3 khu vực ấp 3 xã Long Thới, ấp 2

xã Nhơn Đức, ấp 3 xã Hiệp Phước trong điều kiện đất ngập nước. Mỗi khu vực

trồng 40 cây con và thực hiện 2 nghiệm thức như trên.

Cây con được trồng khi nước cạn, đào một hố có diện tích khoảng 0,3 m x

0,2 m, tháo bầu và cho cây con vào hố, lắp đất lại. Sau đó, xử lý hormone IAA

10 mg/l bằng cách phun trực tiếp lên lá vào lúc 5 giờ sáng, lặp lại sau mỗi tuần

và theo dõi kết quả tỷ lệ cây sống sót sau 1 tháng. Số liệu thu được ở 3 khu vực

tương ứng với 3 lần lặp lại. Kết quả ghi nhận là trung bình cộng của 3 khu vực

này.

45

2.3.9. Xử lý thống kê

Số liệu được phân tích thống kê bằng phần mềm SPSS (Statistical Package

for Social Sciences), phiên bản 11.5 dùng cho Windows. Sự khác biệt có ý nghĩa

ở mức p = 0.05 của các giá trị được biểu hiện bằng các mẫu tự khác nhau.

46 Chương 3. KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

KẾT QUẢ

3.1. Hình thái

Tràm Melaleuca leucadendra L. là cây thân gỗ (hình 3.1, hình 3.2). Cây to,

thân thẳng, vỏ mềm trắng, dễ tróc (hình 3.3, hình 3.4). Rễ cọc, có nhiều rễ con

(hình 3.5). Lá mọc so le, phiến dày, gân lá hình cung (hình 3.6).

10 cm

Hình 3. 1. Cây tràm chua con ba tháng tuổi được lấy từ vườn

ươm Thùy Linh, Huyện Hóc Môn, TP. HCM.

47

1 cm

Hình 3.2. Thân cây tràm chua con ba tháng tuổi được lấy từ

vườn ươm Thùy Linh, Huyện Hóc Môn, TP. HCM.

48

10 cm

Hình 3.3. Cây tràm chua trưởng thành bốn năm tuổi được

quan sát ở Huyện Nhà Bè, TP. HCM

49

5 cm

Hình 3.4. Thân cây tràm chua trưởng thành bốn năm tuổi

được quan sát ở Huyện Nhà Bè, TP. HCM

50

2 cm

Hình 3.5. Bộ rễ của cây tràm chua con ba tháng tuổi lấy từ

vườn ươm Thùy Linh, Huyện Hóc Môn, TP. HCM.

2 cm

c

a

b

d

Hình 3.6. Các giai đoạn phát triển của lá cây tràm chua con

ba tháng tuổi lấy từ vườn ươm Thùy Linh, Huyện Hóc Môn,

TP. HCM.

a- Lá non b- Lá tăng trưởng sớm

c- Lá tăng trưởng muộn d- Lá trưởng thành

51

3.2. Cấu trúc giải phẫu

Lát cắt ngang của lá trưởng thành cho thấy có 2 lớp biểu bì ở mặt trên và

mặt dưới lá (hình 3.7), gân lá có các tế bào bó mạch gồm mạch gỗ và libe

(hình 3.8), có nhiều tế bào khí khổng ở mặt trên và mặt dưới của lá (hình 3.9,

hình 3.10).

Lát cắt ngang thân non của cây tràm chua cho thấy 3 lớp rõ rệt: chu bì, nhu

mô vỏ và trung trụ (hình 3.11). Nhu mô vỏ gồm các tế bào hình cầu xếp sát nhau

(hình 3.12). Các bó mạch sắp xếp không theo trật tự nhất định (hình 3.13), các tế

bào bó mạch có hình cầu (hình 3.14).

Mẫu ép dọc của rễ cây con cho thấy các tế bào chóp rễ nhỏ và nhiều, có

dạng hình vuông. Các tế bào vùng tăng trưởng có kích thước to hơn, có dạng

hình trụ (hình 3.15). Lát cắt ngang của rễ cho thấy các tế bào bó mạch có dạng

hình cầu và xếp sát nhau (hình 3.16).

52

1 µm

Hình 3.7. Cấu trúc giải phẫu lá trưởng thành của cây

tràm chua được quan sát qua lát cắt ngang (x10)

1 µm

Hình 3.8. Lát cắt ngang qua bó mạch ở gân chính lá

trưởng thành của cây tràm chua (x10)

53

1 µm

Hình 3.9. Lớp biểu bì mặt trên lá trưởng thành của cây

tràm chua (x10)

1 µm

Hình 3.10. Lớp biểu bì mặt dưới lá trưởng thành của

cây tràm chua (x10)

54

1 µm

Hình 3.11. Cấu trúc giải phẫu thân non của cây tràm

chua được quan sát qua lát cắt ngang (x10)

1 µm

Hình 3.12. Lát cắt ngang qua nhu mô vỏ thân non của

cây tràm chua (x40)

55

1 µm

Hình 3.13. Cấu trúc bó mạch thân non của cây tràm

chua được quan sát qua lát cắt ngang (x40)

1 µm

Hình 3.14. Cấu trúc tế bào bó mạch thân non của cây

tràm chua được quan sát qua lát cắt ngang (x40)

56

1 µm

Hình 3.15. Cấu trúc rễ non ép dọc của cây tràm chua lấy

từ chóp rễ đến vị trí 1mm (x40)

1 µm

Hình 3.16. Cấu trúc bó mạch rễ non của cây tràm chua

quan sát qua lát cắt ngang (x40)

57

3.3. Độ mặn của nước

Số liệu độ mặn của nước (Bảng 3.1) và biểu đồ khảo sát độ mặn của nước ở

Nhà Bè (hình 3.17) cho thấy độ mặn của nước ở mười khu vực trong khoảng từ

0,5% đến 5,0% và tập trung trong 5 nhóm chính sau đây: 0% – 1,0%, 1,0% –

2,0%, 2,0% – 3,0%, 3,0% – 4,0%, 4,0% – 5,0%.

Vậy, trong các nghiệm thức khảo sát khả năng chịu mặn của cây tràm chua,

khoảng độ mặn được chọn là 0% – 5,0% và độ mặn trong các nghiệm thức được

lấy chia đều như sau: 0%; 1,25%; 2,5%; 3,75%; 5%.

58

Bảng 3. 1. Độ mặn của nước ở mười khu vực trên địa bàn Huyện Nhà Bè

Độ mặn Số thứ tự Khu vực

Ấp 2 xã Phước Kiển 1

Ấp 1 xã Phú Xuân 2

Ấp 2 xã Long Thới 3

Ấp 1 xã Hiệp Phước 4

Ấp 3 xã Long Thới 5

Ấp 2 xã Nhơn Đức 6

Ấp 3 xã Hiệp Phước 7

Ấp 2 xã Phước Lộc 8

Ấp 1 xã Nhơn Đức 9

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

6

5

4

(‰) 5,04 ± 0,12a 10,86 ± 0,12b 12,12 ± 0,24c 14,26 ± 0,16d 23,84 ± 0,21e 25,16 ± 0,23f 27,14 ± 0,11g 35,78 ± 0,55h 38,02 ± 0,27i 49,82 ± 0,43k 10 Ấp 2 xã Hiệp Phước

Độ mặn %

3

2

1

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Khu vực

Hình 3.17. Độ mặn của nước ở mười khu vực thuộc Huyện Nhà Bè

59

3.4. Khả năng chịu mặn của rễ

Sau 2 tuần nuôi cấy, kích thước của rễ và số lượng rễ con có sự thay đổi rõ

rệt (Bảng 3.2).

Kết quả cho thấy sự tăng trưởng rễ có sự khác biệt rõ rệt ở các môi trường

nuôi cấy. Rễ tăng trưởng nhanh nhất ở nồng độ NaCl 0% (đối chứng) và tăng

trưởng chậm nhất ở nồng độ NaCl 5%. Số lượng rễ con ra mới thể hiện rõ nhất ở

nồng độ NaCl 0%. Sự tăng trưởng của rễ ở các nồng độ NaCl 2,5%; 3,75%; 5%

không có sự khác biệt (tăng trưởng chậm). Sự tăng trưởng của rễ ở nồng độ

NaCl 1,25% gần với đối chứng nhất. Vậy, nồng độ NaCl càng cao sẽ ức chế quá

trình tăng trưởng của rễ.

Bảng 3. 2. Chiều dài và số rễ con của rễ tràm chua sau 2 tuần nuôi cấy.

Nồng độ NaCl (%)

0,00 (Đối chứng)

1,25

2,50

3.75

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

5,00 Chiều dài (mm) 13,68 ± 0,37c 11,84 ± 0,20b 10,40 ± 0,14a 10,08 ± 0,05a 10,08 ± 0,08a Số rễ con 5,40 ± 0,50c 2,8 ± 0,58b 1,00 ± 0,31a 0,40 ± 0,24a 0,20 ± 0,20a

3.5. Trọng lượng tươi, trọng lượng khô của lá sau khi nuôi cấy

Kết quả trọng lượng tươi và trọng lượng khô của lá sau khi nuôi cấy cho

thấy ở nồng độ NaCl 0% là cao nhất, còn ở nồng độ NaCl 5% là thấp nhất.

Trọng lượng tươi và khô sau nuôi cấy giảm dần tương ứng với các nồng độ

NaCl tăng dần từ 0%; 1,25%; 2,5%; 3,75%; 5% (bảng 3.3).

60

Bảng 3. 3. Trọng lượng tươi, trọng lượng khô của lá tràm chua trưởng thành sau

7 ngày nuôi cấy.

Trọng lượng tươi Trọng lượng khô Nồng độ

NaCl (%)

0,00 (Đối chứng)

1,25

2,50

3,75

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

5,00 (mg/lá) 132,6 ± 1,6d 123,8 ± 1,7c 105,7 ± 1,3b 89,9 ± 1,5a 88,4 ± 2,1a (mg/lá) 60,0 ± 1,4d 51,4 ± 1,8c 33,1 ± 1,5b 17,7 ± 1,6a 16,1 ± 2,2a

3.6. Cường độ hô hấp, quang hợp của lá sau khi nuôi cấy

Số liệu cường độ hô hấp và quang hợp của lá sau khi nuôi cấy cho thấy

cường độ hô hấp ở nồng độ NaCl 2,5% là cao nhất, cường độ hô hấp ở nồng độ

NaCl 3,75% và 5% là rất thấp (gần như không hô hấp). Cường độ quang hợp

của lá ở nồng độ NaCl 0% là cao nhất, khác biệt hẳn so với các nồng độ còn lại

và mẫu lá ở nồng độ NaCl 3,75% và 5% thì quang hợp không đáng kể (Bảng

3.4).

Bảng 3. 4. Cường độ hô hấp, quang hợp của lá tràm chua trưởng thành sau 7

ngày nuôi cấy.

Nồng độ

NaCl (%)

0,00 (Đối chứng)

1,25

1 cm

2,50

3,75

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

5,00 Cường độ hô hấp (µmol O2/ cm2/ phút) 1,23 ± 0,06b 1,53 ± 0,11c 2,05 ± 0,07d 0,02 ± 0,006a 0,01 ± 0,007a Cường độ quang hợp (µmol O2/ cm2/ phút) 0,83 ± 0,013d 0,54 ± 0,018c 0,25 ± 0,023b 0,17 ± 0,008a 0,14 ± 0,011a

61

3.7. Hàm lượng diệp lục tố tổng số của lá sau khi nuôi cấy

Hàm lượng diệp lục tố tổng số của lá tràm chua sau khi nuôi cấy ở nồng độ

NaCl 0% là cao nhất và ở nồng độ NaCl 5% là thấp nhất. Hàm lượng diệp lục tố

tổng số giảm dần tương ứng với các nồng độ NaCl tăng dần từ 0%; 1,25%;

2,5%; 3,75%; 5% (bảng 3.5).

Bảng 3. 5. Hàm lượng diệp lục tố tổng số của của lá tràm chua trưởng thành sau

7 ngày nuôi cấy

Nồng độ Hàm lượng diệp lục tố

NaCl (%)

0,00 (Đối chứng)

1,25

2,50

3,75

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

5,00 (µg/ml) 19,39 ± 0,11e 18,45 ± 0,10d 17,97 ± 0,22c 15,66 ± 0,09b 12,52 ± 0,41a

3.8. Khả năng chịu mặn của lá

Các mẫu lá sau khi nuôi cấy trên môi trường MS, có hoặc không bổ sung

NaCl ở các nồng độ khác nhau từ 0%; 1,25%; 2,5%; 3,75% và 5%. Kết quả các

chỉ tiêu sinh lý như trọng lượng tươi và trọng lượng khô (bảng 3.3), cường độ hô

hấp và cường độ quang hợp (bảng 3.4) và hàm lượng diệp lục tố tổng số của lá

(bảng 3.5) cho thấy khi tăng nồng độ NaCl càng cao sẽ ức chế quá trình tăng

trưởng của lá. Ở nồng độ NaCl 0%, lá tăng trưởng tốt nhất. Còn ở nồng độ NaCl

3,75% và 5% thì lá hầu như không tăng trưởng. Đối với nồng độ NaCl 1.25% và

2.5%, lá có tăng trưởng nhưng rất chậm. Vậy, từ kết quả về khả năng chịu mặn

của rễ và lá, nồng độ NaCl 1,25% và 2,5% được chọn sử dụng cho các thí

62

nghiệm tiếp theo nhằm cải thiện khả năng chịu mặn của lá tràm chua cũng như

đối với cây con.

3.9. Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng của lá và rễ sau khi

nuôi cấy

Kết quả đo hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật của lá tràm

chua cho thấy, hoạt tính ABA và Zeatin của lá ở nồng độ NaCl 1,25% là cao

nhất và ở nồng độ NaCl 2.5% là thấp nhất. Hoạt tính của ABA và zeatin giảm

dần tương ứng với nồng độ NaCl theo thứ tự như sau: 1,25%; 0%, và 2,5%.

Hoạt tính của IAA giảm dần khi tăng nồng độ NaCl, hoạt tính của

phytohormone này cao nhất ở môi trường MS không bổ sung NaCl và thấp nhất

ở nồng độ NaCl 2,5%. Trái ngược với hoạt tính của IAA, hoạt tính của GA3 tăng

dần khi tăng nồng độ NaCl nhưng khối lượng rất thấp. Hoạt tính của GA3 cao

nhất ở nồng độ NaCl 2,5% và thấp nhất ở môi trường MS không bổ sung NaCl

(bảng 3.6).

Bảng 3. 6. Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật của lá tràm chua sau

1 tuần nuôi cấy trên môi trường MS.

Hoạt tính (µg/g lá) Nồng độ NaCl

(%)

0,0 (Đối chứng)

1,25

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

ABA 2,69 ± 0,10b 3,71 ± 0,11c 0,14 ± 0,02a IAA 116,3 ± 5,6c 84,2 ± 2,0a 96,1 ± 4,2b GA3 0,052 ± 0,0024a 0,196 ± 0,0040b 0,216 ± 0,0064c Zeatin 1,81 ± 0,07b 2,07 ± 0,23c 0,79 ± 0,01a 2,50

Trong khi đó, kết quả đo hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật

của rễ tràm chua có sự khác biệt hẳn so với ở lá. Hoạt tính ABA, IAA và Zeatin

của rễ tăng dần khi tăng nồng độ NaCl nhưng lại giảm ở nồng độ NaCl 2,5%.

Hoạt tính của ba phytohormon này ở nồng độ NaCl 1,25% là cao nhất và ở nồng

63

độ NaCl 2.5% là thấp nhất. Trái ngược với hoạt tính ba loại trên, hoạt tính của

GA3 tăng dần khi tăng nồng độ NaCl nhưng khối lượng rất thấp (tính bằng ng).

Hoạt tính của GA3 cao nhất ở nồng độ NaCl 2,5% và thấp nhất ở môi trường

MS không bổ sung NaCl (bảng 3.7).

Bảng 3. 7. Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật của rễ tràm chua sau

2 tuần nuôi cấy trên môi trường MS ở các nồng độ NaCl khác nhau

Hoạt tính (µg/g rễ) Nồng độ NaCl

(%)

0,0 (Đối chứng)

1,25

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05.

2,50 ABA 3,04 ± 0,21b 4,27 ± 0,39c 2,51 ± 0,19a IAA 407,5 ± 3,5b 476,4 ± 2,4c 162,8 ± 1,8a GA3 0,118 ± 0,0029b 0,046 ± 0,0063a 0,220 ± 0,0079c Zeatin 2,17 ± 0,11b 7,05 ± 0,26c 1,52 ± 0,09a

Từ các kết quả đạt được, nồng độ NaCl 2,5% được chọn để ứng dụng cho

việc xử lý khả năng chịu mặn của tràm chua ở ngoài vườn và trong tự nhiên.

3.10. Ứng dụng

3.9.1. Trong vườn

2.3.9.1. Tỷ lệ lá lão suy

Sau khi xử lý với các chất điều hòa tăng trưởng thực vật, tỷ lệ lá lão suy có

sự khác biệt rõ rệt ở các nghiệm thức. Ở nghiệm thức đối chứng 2 (NaCl 2,5%

và không xử lý hormone thực vật) tỷ lệ lá lão suy là cao nhất và ở nghiệm thức

đối chứng 1 (nước cất và không xử lý hormone thực vật) thì tỷ lệ lá lão suy là

thấp nhất. Tỷ lệ lá lão suy ở các nghiệm thức xử lý IAA 2 mg/l, GA3 20 mg/l,

GA3 10 mg/l tương đối cao và không có sự sai biệt rõ. Nghiệm thức xử lý BA

10 mg/l có tỷ lệ lá lão suy gần giống với đối chứng 2 nhất. Và tỷ lệ lá lão suy

trong 2 nghiệm thức xử lý IAA 10 mg/l và BA 2 mg/l thì gần với đối chứng 1

nhưng nghiệm thức xử lý IAA 10 mg/l có tỷ lệ lá lão suy thấp nhất (bảng 3.8).

64

Bảng 3. 8. Tỷ lệ lão suy của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng trưởng thực

vật trên cây con bốn tháng tuổi.

Nghiệm thức Môi trường xử lý Tỷ lệ lá lão suy (%)

1 (Đối chứng 1) Nước cất

2 (Đối chứng 2) NaCl 2,5% 11,67 ± 1,66ª 83,33 ± 4,41d

3 IAA 10 mg/l

4 IAA 2 mg/l

5 GA3 20 mg/l

6 GA3 10 mg/l

7 BA 10 mg/l 13,33 ± 1,67ª 40,00 ± 5,77b 38,33 ± 4,41b 50,00 ± 5,77bc 60,00 ± 7,63c

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

8 BA 2 mg/l 21,67 ± 4,40ª

2.3.9.2. Sự thay đổi diện tích lá

Sự thay đổi diện tích lá trước và sau 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng trưởng

thực vật thể hiện khả năng tăng trưởng của lá và có sự khác biệt rõ ở các nghiệm

thức. Ở nghiệm thức đối chứng 1 và nghiệm thức 3 (IAA 10 mg/l), lá tăng

trưởng nhanh nhất, còn ở nghiệm thức đối chứng 2 và nghiệm thức 7 (BA 10

mg/l) lá tăng trưởng chậm nhất và hầu như không tăng trưởng. Còn đối với

nghiệm thức 4 (IAA 2 mg/l) và nghiệm thức 8 (BA 2 mg/l) thì lá tăng trưởng ở

mức trung bình. Trường hợp nghiệm thức 5 (GA3 20 mg/l) và nghiệm thức 6

(GA3 10 mg/l), lá có tăng trưởng nhưng tương đối chậm (bảng 3.9).

65

Bảng 3. 9. Sự thay đổi diện tích của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng

trưởng thực vật trên cây con bốn tháng tuổi.

Nghiệm thức Môi trường xử lý

1 (Đối chứng 1) Nước cất Sự thay đổi diện tích lá (mm2) 5,92 ± 0,22e

2 (Đối chứng 2) NaCl 2,5%

3 IAA 10 mg/l

4 IAA 2 mg/l

5 GA3 20 mg/l

6 0,42 ± 0,05ª 5,49 ± 0,28e 4,15 ± 0,10d 2,22 ± 0,05c 1,46 ± 0,07b GA3 10 mg/l

7 BA 10 mg/l

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

8 BA 2 mg/l 0,52 ± 0,03ª 4,18 ± 0,11d

2.3.9.3. Cường độ hô hấp, quang hợp

Cường độ hô hấp của lá cây con 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng trưởng

thực vật không có sự khác biệt ở các nghiệm thức IAA 2 mg/l, GA3 20 mg/l,

GA3 10 mg/l, BA 10 mg/l với nghiệm thức đối chứng 2, khác hẳn so nghiệm

thức đối chứng 1 và các nghiệm thức IAA 10 mg/l, BA 2 mg/l. Cường độ hô hấp

ở nghiệm thức GA3 20 mg/l là cao nhất và ở nghiệm thức đối chứng 1 là thấp

nhất (bảng 3.10).

Nhưng cường độ quang hợp của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng

trưởng thực vật ở các nghiệm thức có sự khác biệt khá rõ. Nghiệm thức đối

chứng 1 có cường độ quang hợp cao nhất và khác hẳn nghiệm thức BA 10 mg/l

có cường độ quang hợp thấp nhất, lá cây con dường như không quang hợp,

tương tự như nghiệm thức đối chứng 2. Cường độ quang hợp ở nghiệm thức

IAA 10 mg/l tương đối cao và gần với nghiệm thức đối chứng 1 nhất. Lá cây

66 con ở các nghiệm thức GA3 20 mg/l và GA3 10 mg/l có quang hợp nhưng cường

độ tương đối thấp, còn ở nghiệm thức IAA 2 mg/l và BA 2 mg/l cường độ quan

hợp ở mức trung bình so với các nghiệm thức khác (Bảng 3.10).

Bảng 3. 10. Cường độ hô hấp và quang hợp của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa

tăng trưởng thực vật trên cây con bốn tháng tuổi.

Môi trường Nghiệm thức xử lý Cường độ hô hấp (µmol O2/ cm2/ phút)

1 (Đối chứng 1) Nước cất Cường độ quang hợp (µmol O2/ cm2/ phút) 1,83 ± 0,02e

2 (Đối chứng 2) NaCl 2,5% 0.26 ± 0,09ª 1,01 ± 0,03bc

IAA 10 mg/l 3

IAA 2 mg/l 4

5 GA3 20 mg/l

0,27 ± 0,04ª 1,73 ± 0,11e 1,35 ± 0,09c 1,07 ± 0,08b 0,96 ± 0,07b 6 GA3 10 mg/l

0,42 ± 0,02ª 0,63 ± 0,18ab 1,35 ± 0,25c 1,03 ± 0,11bc 1,02 ± 0,08bc BA 10 mg/l 7

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

0,38 ± 0,07ª BA 2 mg/l 0,26 ± 0,01ª 1,55 ± 0,03d 8

2.3.9.4. Hàm lượng diệp lục tố

Hàm lượng diệp lục tố tổng số của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng

trưởng thực vật ở nghiệm thức đối chứng 2 là thấp nhất trong các nghiệm thức.

Và hàm lượng diệp lục tố tổng số ở nghiệm thức 1 là cao nhất và không có sai

biệt so với nghiệm thức IAA 10 mg/l và BA 2 mg/l. Những nghiệm thức còn lại

có hàm lượng diệp lục tố tổng số ở mức trung bình so với các nghiệm thức khác

và thứ tự tăng dần như sau: BA 10 mg/l, IAA 2 mg/l, GA3 10 mg/l, GA3 20 mg/l

(Bảng 3.11).

Bảng 3. 11. Hàm lượng diệp lục tố tổng số của lá sau 2 tuần xử lý chất điều hòa

tăng trưởng thực vật trên cây con bốn tháng tuổi

67

Hàm lượng diệp lục tố Nghiệm thức Môi trường xử lý

1 (Đối chứng 1) Nước cất tổng số (µg/ml) 20,10 ± 0,11e

2 (Đối chứng 2) NaCl 2,5%

IAA 10 mg/l 3

IAA 2 mg/l 4

5 GA3 20 mg/l

6 GA3 10 mg/l

BA 10 mg/l 7

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

BA 2 mg/l 10,84 ± 0,23ª 19,44 ± 0,13e 15,67 ± 0,95c 17,26 ± 0,12d 15,83 ± 0,10c 12,53 ± 0,23b 19,16 ± 0,10e 8

2.3.9.5. Trọng lượng tươi, trọng lượng khô

Trọng lượng tươi và trọng lượng khô thể hiện khả năng tăng trưởng của cây

con sau 2 tuần xử lý chất điều hòa tăng trưởng thực vật. Cây con tăng trưởng

nhanh nhất ở nghiệm thức đối chứng 1, kế đến là nghiệm thức IAA 10 mg/l và

nghiệm thức BA 2 mg/l. Ở hai nghiệm thức này cây con tăng trưởng tương đối

nhanh và giá trị không có sự sai biệt. Đối với các nghiệm thức IAA 2 mg/l, GA3

20 mg/l thì khả năng tăng trưởng tương đối chậm so với khối lượng cây con

trung bình trước khi xử lý là 0,980 kg/cây con. Cây con ở các nghiệm thức còn

lại: đối chứng 2, GA3 10 mg/l, BA 10 mg/l dường như không tăng trưởng và có

dấu hiệu giảm trọng lượng (bảng 3.12).

68

Bảng 3. 12. Trọng lượng tươi và trọng lượng khô của cây con bốn tháng tuổi sau

2 tuần xử lý chất điều hòa tăng trưởng thực vật.

Môi trường Trọng lượng tươi Trọng lượng khô Nghiệm thức xử lý

1 (Đối chứng 1) Nước cất (kg/cây) 1,454 ± 0,012e (kg/cây) 0,595 ± 0,023c

2 (Đối chứng 2) NaCl 2,5%

3 IAA 10 mg/l

4 IAA 2 mg/l

5 0,164 ± 0,026ª 0,574 ± 0,036c 0,344 ± 0,013b 0,272 ± 0,042b GA3 20 mg/l

6 0,167 ± 0,027ª GA3 10 mg/l

7 BA 10 mg/l

Các giá trị trong cùng một cột với các mẫu tự khác nhau khác biệt có ý nghĩa ở mức p = 0,05

8 BA 2 mg/l 0,788 ± 0,027ª 1,300 ± 0,036d 1,070 ± 0,013c 0,999 ± 0,043c 0,888 ± 0,025b 0,890 ± 0,029b 1,251 ± 0,027d 0,167 ± 0,032ª 0,527 ± 0,028c

3.9.2. Trong tự nhiên

Cây tràm chua con trồng trong tự nhiên ở 3 khu vực có độ mặn trung bình

khoảng 2,5% trong 1 tháng và không xử lý hormon thì tỷ lệ sống rất thấp khoảng

23,33 ± 0,89 (%), đa số các cây bị chết. Và khi cây được xử lý hormone IAA 10

mg/l thì tỷ lệ sống sót tương đối khả quan hơn 71,67 ± 0,72 (%) (bảng 3.13).

Bảng 3. 13. Tỷ lệ cây tràm chua con sống sót sau 1 tháng trồng ở 3 khu vực có

độ mặn trung bình 2,5% thuộc Huyện Nhà Bè.

Nghiệm thức Môi trường xử lý Tỷ lệ cây con sống sót (%)

1 Đối chứng 23,33 ± 0,89

2 IAA 10 mg/l 71,67 ± 0,72

69

THẢO LUẬN

Về khả năng chịu mặn của cây tràm chua

Với hình thái thân gỗ to, có rễ cọc và lớp tế bào nhu mô thân khá dày và có

nhiều lỗ to khi càng hướng về trung trụ, cây tràm chua sống khá tốt trong điều

kiện ven sông, trong điều kiện ngập nước, nơi đất mềm và thường có gió lớn

(Nguyen và cộng sự, 2009).

Theo kết quả ghi nhận, độ mặn của nước ở khu vực huyện Nhà Bè nằm

trong khoảng 0 – 5%. Những khu vực gần biển như xã Hiệp Phước, Phước Lộc

và Nhơn Đức có độ mặn của nước khá cao, có nơi đạt gần 5% (ấp 2 xã Hiệp

Phước). Chính vì độ mặn cao như vậy nên dự án trồng cây tràm chua ở những

khu vực này hoàn toàn thất bại, tỉ lệ cây con bị chết sau khi trồng 1 tháng có thể

lên đến 60 – 80%, vì tràm chua là loài cây không thể chịu mặn, loài cây này chỉ

sống tốt ở điều kiện đất ngập nước như ở ven sông (Nguyen và cộng sự, 2009).

Chính vì vậy, đề tài này tập trung khảo sát khả năng chịu mặn của cây tràm chua

ở các nồng độ NaCl khác nhau để tìm hiểu nguyên nhân và giải pháp giúp loài

cây này chống chịu được với điều kiện đất ngập mặn ở khu vực huyện Nhà Bè.

Trong số các dạng stress ở thực vật, stress nồng độ muối cao là nghiêm

trọng nhất, làm suy giảm chức năng cây trồng (Tuteja, 2007). Stress nồng độ

muối cao là thuật ngữ dùng để chỉ sự hiện diện của các chất khoáng hòa tan

trong đất ở nồng độ cao, gây hại cho nhiều loại cây trồng (Hillel và cộng sự,

2005). Stress nồng độ muối cao gần giống như stress thiếu nước, đều gây ảnh

hưởng đến sự tăng trưởng thực vật, nhưng stress mặn có các ion có khả năng gây

độc cho cây (Taiz và Zeiger, 2009).

Nồng độ cao Na+ và Cl– trong bào tương gây ảnh hưởng đến tế bào. Nồng

độ muối cao bên ngoài tế bào, có thể chỉ ảnh hưởng đến quá trình thẩm thấu.

Tuy nhiên, trong bào tương, các ion thường tác động đơn lẻ hoặc kết hợp, ảnh

hưởng đến toàn bộ cơ thể thực vật (Munns và Tester, 2008).

70

Trong phòng thí nghiệm, sau 2 tuần nuôi cấy. Khi tăng nồng độ NaCl, khả

năng tăng trưởng của rễ giảm đi rõ rệt và từ nồng độ 3,75% trở đi, rễ hầu như

không tăng trưởng (bảng 3.2). Sự gia tăng các chất hoà tan trong môi trường,

chủ yếu là các ion, làm giảm sự hấp thu nước của hệ thống rễ cây. Do đó, thực

vật sẽ hấp thu ít nước, dẫn đến tỷ lệ thoát hơi nước cao hơn so với tỷ lệ hấp thụ

nước, và kết quả là thực vật bị thiếu nước, làm giảm tỷ lệ quang hợp và giảm tốc

độ tăng trưởng. Nồng độ muối cao không chỉ ức chế khả năng hấp thụ nước mà

còn ngăn cản quá trình hấp thu chất dinh dưỡng của rễ, làm cản trở quá trình

trao đổi chất, dẫn đến sự ức chế quá trình tăng trưởng bình thường của rễ

(Alexandre và cộng sự, 2013).

Những biến đổi sinh lý của cơ thể thực vật để thích ứng với stress mặn thể

hiện sự cân bằng dinh dưỡng và nước, thúc đẩy những thay đổi trong quá trình

chuyển hóa, cân bằng nội tiết, trao đổi khí và sản xuất các sản phẩm liên quan

đến oxygen. Tất cả những thay đổi trên làm thúc đẩy quá trình tăng trưởng và

phân chia tế bào, dẫn đến đẩy nhanh quá trình lão hóa của lá, kết quả là cây bị

chết (Taiz và Zeiger, 2009).

Sau một tuần nuôi cấy lá trong phòng thí nghiệm, NaCl 2,5%; 3,75% và 5%

làm giảm mạnh trọng lượng tươi và trọng lượng khô của lá so với trước khi nuôi

cấy. Với NaCl 1,25%, trọng lượng tươi và trọng lượng khô của lá có tăng,

nhưng vẫn thấp hơn đối chứng (bảng 3.3). Vậy, độ mặn cao cản trở sự tăng

trưởng của lá, và càng tăng nồng độ NaCl thì trọng lượng của lá càng giảm.

Thông thường, thực vật có nồng độ muối ngưỡng. Trên nồng độ này, các

cây không ưa muối giảm tăng trưởng, giảm trọng lượng khô và mất màu lá (Bùi

Trang Việt, 2002). Trọng lượng của lá giảm có thể do khả năng quang hợp giảm

vì sau một tuần nuôi cấy lá, càng tăng nồng độ NaCl thì cường độ hô hấp của lá

càng tăng và cường độ quang hợp của lá càng giảm (bảng 3.3). Ở nghiệm thức

NaCl 2,5%, cường độ hô hấp của lá cao nhưng cường độ quang hợp lại rất thấp,

71

điều này chứng tỏ lá đang bị tổn thương. Khi nồng độ NaCl từ 3,75% trở lên,

cường độ hô hấp và quang hợp của lá đều rất thấp, chứng tỏ lá đang bị lão suy

và có thể chết sau đó. Ở nghiệm thức NaCl 1,25%, cường độ quang hợp của lá

tương đối cao nhưng vẫn thấp hơn so với đối chứng, điều này giải thích vì sao

trọng lượng của lá tăng không bằng trọng lượng của lá đối chứng.

Cường độ quang hợp của lá thể hiện khá rõ qua hàm lượng diệp lục tố tổng

số (bảng 3.5). Khi nồng độ NaCl càng tăng thì hàm lượng diệp lục tố của lá càng

giảm, dẫn đến cường độ quang hợp cũng giảm theo.

Khi bị stress mặn, thực vật phản ứng theo hai giai đoạn: Đầu tiên, một phản

ứng nhanh và dữ dội với sự gia tăng áp suất thẩm thấu, giảm mạnh sự tăng

trưởng (Munns, 2002; Munns và Tester, 2008). Tiếp theo, một phản ứng chậm

hơn do sự tích tụ các ion độc trong các mô (giai đoạn ion hóa), làm cho lá bị

nhiễm độc, đặc biệt là sự nhiễm độc của diệp lạp, và lá trở nên úa vàng. Sự tổn thương và lão suy ở lá có thể do lượng muối cao (bao gồm các ion Na+ và Cl– )

trong lá vượt quá sức chứa của không bào, làm muối tích tụ trong tế bào chất và

tác động đến hệ enzyme nhạy cảm với muối trong cytosol và diệp lạp (Munns và

Tester, 2008; Munns, 2002).

Về hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật

Hoạt tính các chất điều hòa tăng trưởng thực vật được đo từ lá và rễ cây

tràm chua ở các nghiệm thức NaCl 0% (đối chứng); 1,25% và 2,5%. Ở nồng độ

2,5%, lá và rễ bắt đầu giảm tăng trưởng.

Ở cây tràm chua, xử lý NaCl 1,25% làm tăng hàm lượng ABA so với đối

chứng, giúp lá và rễ chống chịu lại với stress mặn. Hai cơ quan này vẫn tăng

trưởng, dù không bằng đối chứng. Với NaCl 2,5%, hàm lượng ABA ở lá và rễ

giảm mạnh cùng với sự giảm tăng trưởng (bảng 3.6 và 3.7).

Acid abscisic được tổng hợp để đáp ứng với các stress của cây và được

xem là hormone stress ở thực vật (Xiong và cộng sự, 2002), thường có vai trò

72

kiểm soát quá trình thích ứng của cây với các stress, đặc biệt giúp thực vật

chống chịu với stress mặn. Acid abscisic hoạt động như một tín hiệu nội sinh

trong việc điều hòa lượng nước trong tế bào khi cây thiếu nước, bảo vệ tế bào

bằng cách kiểm soát sự đóng mở khí khổng (Mahajan và Tuteja, 2005; Swamy

và Smith, 1999).

Hàm lượng ABA trong cơ thể thực vật thay đổi rõ rệt trong điều kiện

stress, chủ yếu do các enzyme liên quan trong sinh tổng hợp ABA được cảm

ứng, như zeathanxin epoxidase (được mã hóa bởi ABA1 ở Arabidopsis), 9-cis-

epoxycarotenoid dioxygenase (được mã hóa bởi NCED)… (Xiong và cộng sự,

2001; Xiong và cộng sự, 2002).

Hàm lượng IAA ở lá cây tràm chua giảm khi nồng độ NaCl tăng, nhưng lại

tăng khi nồng độ NaCl lên đến 2,5% (bảng 3.6). Ở rễ thì ngược lại, hàm lượng

IAA tăng khi nồng độ NaCl tăng, nhưng khi nồng độ NaCl lên đến 2,5% thì hàm

lượng IAA lại giảm (bảng 3.7). Có thể nói, sự tăng IAA giúp cây chống chịu với

điều kiện xử lý NaCl và, như vậy, rễ nhạy cảm với sự tăng nồng độ NaCl hơn so

với lá.

Ở cả lá và rễ, hàm lượng zeatin tăng khi nồng độ NaCl tăng, nhưng khi

nồng độ NaCl ở mức 2,5% thì hàm lượng zeatin lại giảm, và hàm lượng zeatin ở

rễ thì cao hơn hẳn so với ở lá (bảng 3.6, bảng 3.7). Cytokinin được tạo nhiều ở

rễ, nên sự kiện zeatin ở rễ thì cao hơn hẳn so với ở lá, đặc biệt trong điều kiện

stress muối, có thể do sự vận chuyển đi lên trong mạch mộc bị hạn chế do cây

thiếu nước, vì stress muối gây nhiều hậu quả giống với với stress nước (Taiz và

Zeiger, 2009).

Trong số các phytohormone được phân tích, gibberellin có hàm lượng rất

thấp. Gibberellin không có vai trò kháng stress rõ rệt như ABA (Xiong và cộng

sự, 2002).

73 Về xử lý các chất điều hòa tăng trưởng thực vật trên cây tràm chua

Đối với các cây tràm chua được trồng trong vườn thực nghiệm, sự dùng

IAA 10 mg/l và BA 2 mg/l cho hiệu quả rõ nét nhất trên sự chống chịu và tăng

trưởng của thực vật được ghi nhận qua các chỉ tiêu về tỷ lệ lá lão suy (bảng 3.8),

sự thay đổi diện tích lá (bảng 3.9), cường độ hô hấp và quang hợp (bảng 3.10),

hàm lượng diệp lục tố tổng số trong lá (bảmg 3.11), cũng như trọng lượng tươi

và trọng lượng khô của cây con (bảng 3.12).

Còn đối với các cây tràm chua được trồng ở ba khu vực thuộc địa bàn

huyện Nhà Bè, với độ mặn trung bình khoảng 2,5%, xử lý IAA 10 mg/l trên cây

con bốn tháng tuổi cho kết quả khá khả quan, tỷ lệ cây con sống sót đạt đến

71,67 ± 0,72 %, tăng hơn gấp ba lần so với đối chứng không xử lý hormone

(bảng 3.13).

Độ mặn cao gây tác động xấu đến thực vật bằng cách phá vỡ sự cân bằng ion và sự thẩm thấu của tế bào. Trong đất mặn, nồng độ cao của các ion Na+ dẫn

đến ức chế sự tăng trưởng và thậm chí gây chết cho thực vật. Do đó, cơ chế chịu mặn bao gồm sự cô lập ion Na+ và Cl- trong không bào của các tế bào thực vật, ngăn Na+ vào tế bào chất (Tuteja, 2007). Khi bị stress mặn, chỉ trong vài ngày,

các tế bào lá trưởng thành sẽ bị tổn thương. Tiếp đến, các lá này bị lão hóa và

chết sau khoảng một tuần. Và sau khoảng một hoặc vài tháng, một số lượng lớn

lá non bị tổn thương và cây chết hoàn toàn (Munns, 2002).

Thực vật có những biểu hiện đặc trưng do stress mặn cho đến khi trưởng

thành (Munns, 2002). Ở cây tràm chua, các biểu hiện đó là sự giảm hàm lượng

diệp lục tố dẫn đến giảm cường độ quang hợp, lá bị lão suy và chết sau khoảng

một tuần, sau đó, đa số cây con sẽ chết sau một tháng. Các loài thực vật khác

nhau có các cơ chế khác nhau để chống chịu với những tác động của stress, như

sự thay đổi hàm lượng các chất điều hòa tăng trưởng thực vật (Xiong và cộng

74

sự, 2002), cụ thể ở lá và rễ cây tràm chua là sự tăng hàm lượng ABA, auxin và

cytokinin.

75

KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ

KẾT LUẬN

Từ các kết quả trên, chúng tôi có một số kết luận như sau:

1. Tràm chua Melaleuca leucadendra L. chịu mặn kém, khi bị tác động

(giảm tăng trưởng) bởi NaCl ở nồng độ từ 1,25%.

2. Khi sống trong điều kiện stress mặn, cây giảm cường độ quang hợp, lá

lão suy và chết sau khoảng một tuần, và đa số cây con chết sau một

tháng.

3. NaCl 2,5% làm giảm hàm lượng ABA (ở lá và rễ), IAA (ở rễ) và zeatin

(ở lá và rễ) cùng với sự giảm tăng trưởng.

4. IAA 10 mg/l giúp cây tràm chua con chống chịu với stress mặn (NaCl

2,5%).

KIẾN NGHỊ

Trong thời gian tới, nếu có điều kiện, chúng tôi sẽ tiếp tục nghiên cứu về

vai trò của các chất điều hòa tăng trưởng thực vật trên cây tràm chua chịu stress

muối và cải tiến cách xử lý để đạt hiệu quả cao hơn.

76

TÀI LIỆU THAM KHẢO

Tiếng Việt

1. Đỗ Văn Bản (2009), Một số tính chất gỗ của Melaleuca leucadendra,

Melaleuca cajuputi, Melaleuca viridiflora và định hướng sử dụng gỗ của

chúng, Viện Khoa học Lâm nghiệp Việt Nam.

2. Nguyễn Việt Cường và Đỗ Thị Minh Hiển (2007), Nghiên cứu lai giống và

khảo nghiệm giống tràm lai tại Long An, Trung tâm Công nghệ Sinh học

Lâm nghiệp – Viện Khoa học Lâm nghiệp Việt Nam.

3. Grodzinxki A.M., Grodzinxki D. M. (1981), Sách tra cứu tóm tắt về sinh lý

thực vật, Nguyễn Ngọc Tân và Nguyễn Đình Huyên dịch, Nxb Khoa học

và Kỹ thuật Hà Nội, tr. 18.

4. Lê Đình Khả, Nguyễn Hoàng Nghĩa, Nguyễn Xuân Liệu (2006), Cải thiện

giống và quản lý giống cây rừng ở Việt Nam.

5. Hoàng Minh Tấn (2006), Giáo trình sinh lí thực vật, Nhà xuất bản Đại học Sư

Phạm, tr. 257 - 302.

6. Phùng Cẩm Thạch (2003), Kỹ thuật trồng tràm M. Leucadenra L. trên đất

phèn, Viện Khoa học Lâm nghiệp Việt Nam.

7. Nguyễn Thị Bích Thủy (2005), Khả năng sử dụng gỗ tràm lá dài (Melaleuca

leucadendra) để làm cọc cừ trong xây dựng, Sở Nông nghiệp và phát triển

nông thôn TP. HCM.

8. Bùi Trang Việt (1992), “Tìm hiểu hoạt động của các chất điều hòa sinh trưởng

thực vật thiên nhiên trong hiện tượng rụng "bông" và "trái non" Tiêu

(Piper nigrum L.)”, Tập san khoa học ĐHTH TpHCM 1, tr. 155-165.

9. Bùi Trang Việt (2002), Sinh lý thực vật đại cương, Phần 1: Dinh dưỡng, Nxb

Đại học quốc gia TP. HCM, tr. 299 – 324.

10. Bùi Trang Việt (2000), Sinh lý thực vật đại cương, Phần 2: Phát triển, Nxb Đại

học quốc gia TP. HCM, tr. 172 – 195.

77

Tiếng nước ngoài

11. Abreu CEB, Bezerra MA, Enéas-Filho J, Prisco JT, Gomes-Filho E (2008),

“Physiological and biochemical changes occurring in dwarf-cashew seedlings

subjected to salt stress”, Brazilian Journal of Plant Physiology, 20(2): 105-

118.

12. Alexandre Bosco de Oliveira, Nara Lídia Mendes Alencar and Enéas Gomes-

Filho (2013), “Comparison Between the Water and Salt Stress Effects on

Plant Growth and Development”, Responses of Organisms to Water Stress,

4:953-978.

13. Alvarez-Pizarro JC, Alencar NLM, Prisco JT, Gomes-Filho E (2009), “Salt- induced changes on H+-ATPase activity, sterol and phospholipid content

and lipid peroxidation of root plasma membrane from dwarf- cashew

(Anacardium occidentale L.) seedlings”, Plant Growth Regulation, 59(2):

125-135.

14. Babu N., Devaraj R., and Edris V. R. (2008), High temperature and salt stress

response in French bean, Australian Journal of Crop Science.

15. Bahieldin A., Sabir S. M., Ramadan A., Alzohairy A. M., Younis R. A.,

Shokry A. M., Gadalla N. O., Edris S., Hassan S. M., Al-Kordy M. A.,

Kamal K. B. H., Rabah S., Abuzinadah O. A., and Domyat F. M. (2013),

Functional Plant Biology, 41(1) 87-95.

16. Bakke IA, Freire ALO, Bakke OA, Andrade AP, Bruno ALO (2006), “Water

and sodium chloride effects on Mimosa tenuiflora (WILLD.) poiret seed

germination”, Caatinga, 19(3): 261-267.

17. Benzona N, Hensley D, Yogi J, Tavares J, Rauch F, Iwata R, Kellison M,

Wong M, and Patti C (2009), “Salt and wind tolerance of landscape plants

for Hawai’I. Cooperative Extension Service”, Landscape, 13:1-9.

78

18. Bezerra MA, Lacerda CF, Gomes-Filho E, Abreu CEB, Prisco JT (2007),

“Physiology of cashew plants grown under adverse conditions”, Brazilian

Journal of Plant Physiology, 19 (4): 449-461.

19. Biale J. B. (1978), “On the interface of horticulture and plant physiology”, Ann.

Rev. Plant Physiol., 29, pp. 1 – 23.

20. Chinnusamy V, Schumaker K, Zhu JK. (2004), Molecular genetic perspectives

on cross-talk and specificity in abiotic stress signaling in plants, J Exp Bot,

55, pp. 225–236.

21. Costa PHA, Silva JV, Bezerra MA, Enéas-Filho J, Prisco JT, Gomes-Filho E

(2003), “Growth and organic and inorganic solute contents in NaCl-

stressed cultivars of Vigna unguiculata”, Revista Brasileira de Botânica,

26 (3): 289-297.

22. Daysson G. (1967), Elément d’anatomie des plant vasculaires, Sedes Paris, pp.

211.

23. Díaz-López L., Gimeno V., Lidón V., Simón I., Martínez V., García-Sánchez

F. (2012), “The tolerance of Jatropha curcas seedling to NaCl: An

ecophysiological analyses”, Plant Physiology and Biochemistry, 54: 34-24.

24. Doran J. C., Gunn B. V. (1994), Exploring the genetic resources of tropical

melaleucas, Forest Genetic Resources, 2, pp. 12 – 24.

25. Ferreira-Silva SL, Silveira JAG, Voigt EL, Soares LSP, Viégas RA (2008),

“Changes in physiological indicators associated with salt tolerance in two

contrasting cashew rootstocks”, Brazilian Journal of Plant Physiology,

20(1): 51-59.

26. Freitas VS, Alencar NLM, Lacerda CF, Prisco JT, Gomes-Filho E (2011),

“Changes in physiological and biochemical indicators associated with salt

tolerance in cotton, sorghum and cowpea”, African Journal of

Biochemistry Research, 5(8): 264-271.

79

27. Gondim FA, Gomes-Filho E, Lacerda CF, Prisco JT, Azevedo Neto AD,

Marques EC (2010), “Pretreatment with H2O2 in maize seeds: effects on

germination and seedling acclimation to salt stress”, Brazilian Journal of

Plant Physiology, 22(2): 103-112.

28. Hasegawa P. M., Bressan R. A., Zhu J.K., Bohnert H.J. (2000), “Plant cellular

and molecular responses to high salinity”, Annual Review of Plant

Physiology and Molecular Biology, 51(1) 463–499.

29. Horie T, Karahara I, Katsuhara M. (2012), “Salinity tolerance mechanisms in

glycophytes: An overview with the central focus on rice plants”, The Rice

Journal, 5(1) 1-18.

30. Hillel D., Hatfield JH, Powlson DS, Rosenzweig C, Scow KM, Singer MJ,

Sparks DL. (2005), Encyclopedia of Soils in the Environment, London:

Elsevier/Academic Press, pp. 435-442.

31. Inskeep W. P. and Bloom P. R. (1985), “Extinction coefficients of chlorophyll

a and b in N,N-dimethylformamide and 80% acetone”, Plant Physiol., 77

(3), 483-485.

32. Kinight H., Trewavas A.J., Knight M.R. (1997), Calcium signaling in

Arabidopsis thaliana responding to drought and salinity, Plant J., 12:1067–

1078.

33. Kim J.B., Kang J.Y., Kim S.Y. (2004), Over-expression of a transcription

factor regulating ABA-responsive gene expression confers multiple stress

tolerance, Plant Biotechnol J., 2:459–466.

34. Koornneef M., Leon-Kloosterziel K.M., Schwartz S., Hand Zeevaart J.A.D.

(1998), The genetic and molecular dissection of Acid abscisic biosynthesis

and signal transduction in Arabidopsis, Plant Physiol Biochem, 36:83–89.

35. Krikorian A.D. (1965), “Laboratory experiments in plant physiology”,

Appendix IV, 12:132-141.

80

36. Lee K.H., Piao H.L., Kim H.Y., Choi S.M., Jiang F., Hartung W., Hwang I.,

Kwak J.M., Lee I.J., Hwang I. (2006), Activation of glucosidase via stress-

induced polymerization rapidly increases active pools of Acid abscisic,

Cell, 126, pp. 1023–1025.

37. Mahajan S. and Tuteja N. (2005), Cold, salinity and drought stresses, Arch

Biochem Biophys, 444(2):139–158.

38. Mahajan S., Sopoy S.K., Tuteja N. (2006), CBL-CIPK paradigm: Role in

calcium and stress signaling in plants, Proc Indian Natn Sci Acad, 72, pp.

63–78.

39. Mahajan S., Sopoy S.K., Tuteja N. (2006), Cloning and characterization of

CBL-CIPK signaling components from a legume (Pisum sativum), FEBS

J., 273, pp. 907–925.

40. Mamdouh M, Nemat A, Abdel-Hamid A, Mamdouh MS, Abu-Alnaga AZ,

Nada RM, Reham M (2011), “Physiological aspects of tolerance in

Atriplex halimus L. to NaCl and drought”, Acta Physiologia Plantarum,

33:547–557.

41. Marques EC, Freitas VS, Bezerra MA, Prisco JT, Gomes-Filho E (2010),

“Effects of salt stress on germination, emergence and establishment of

dwarf-cashew seedling”, Revista Ciência Agronômica, 42(4): 993-999.

42. Munns R. (2002), “Comparative physiology of salt and water stress”, Plant,

Cell and Environment, 25(2) 239–250.

43. Munns R and Tester M. (2008), “Mechanisms of salinity tolerance”, Annual

Review of Plant Biology, 59(1) 651-681.

44. Nakashima K., Kiyosue T., Yamaguchi-Shinozaki K., Shinozaki K. (1997), A

nuclear gene, erd1, encoding a chloroplast-targeted Clp protease

regulatory subunit homolog is not only induced by water but also

81

developmentally up-regulated during senescence in Arabidopsis thaliana,

Plant J, 12, pp. 851–861.

45. Nguyen Thi Ngoc Lang (1970), Essai de déterminaison des causes de

dormance d'une variété locale de riz Nàng Phệt muộn, Doctorat de 3e

cycle, Université de Saigon, Faculté des sciences.

46. Nguyen N. T., Hirofumi S., Ryuichi S., Kounosuke F. (2009), The Interaction

among Provenances of Melaleuca leucadendra (Weeping Paperbark), Salt,

and Aluminum, Forest Science, 55(5):443-454.

47. Praxedes SC, Lacerda CF, DaMatta FM, Prisco JT, Gomes-Filho E (2010),

“Salt tolerance is associated with differences in accumulation, biomass

allocation and photosynthesis in cowpea cultivars”, Journal of Agronomy

and Crop Sceince, 196: 193-204.

48. Reichman S. M., Asher C. J., Mulligan D. R. and Menzies N. W. (2001),

Seedling responses of three Australian tree species to toxic concentrations

of zinc in solution culture, Kluwer Academic Publishers, 235: 151–158.

49. Reichman S. M., Menzies N. W., Asher C. J. and Mulligan D. R. (2004),

Seedling responses of four Australian tree species to toxic concentrations

of manganese in solution culture, Kluwer Academic Publishers, 258: 341–

350.

50. Sanan-Mishra N., Phan X.H., Sopory S.K., Tuteja N. (2005), Pea DNA helicase

45 overexpression in tobacco confers high salinity tolerance without

affecting yield, Proc Natl Acad Sci USA, 102:509–514.

51. Seki M, Ishida J, Narusaka M, et al. (2002), “Monitoring the expression pattern

of ca. 7000 Arabidopsis genes under ABA treatments using a full-length

cDNA microarray”, Functional and Integrative Genomics, 2, 282–291.

82

52. Shinozaki K., Yamaguchi-Shinozaki K. (2000), Molecular responses to

dehydration and low temperature: Differences and cross-talk between two

stress signaling pathways, Curr Opin Plant Biol, 3:217–223.

53. Silva EN, Silveira JAG, Rodrigues CRF, Lima CS, Viégas RA. (2009),

“Contribuição de solutos orgânicos e inorgânicos no ajustamento osmótico

de pinhão-manso submetido à salinidade”, Pesquia agropecuária

brasileira, 44(5): 437-445.

54. Silva EN, Ribeiro RV, Ferreira-Silva SL, Viégas RA, Silveira JAG (2010),

“Comparative effects of salinity and water stress on photosynthesis, water

relations and growth of Jatropha curcas plants”, Journal of Arid

Environments, 74(10):1-8.

55. Silveira JAG, Araújo SAM, Lima JPMS, Viégas RA (2009), “Roots and leaves

display contrasting osmotic adjustment mechanisms in response to NaCl-

salinity in Atriplex nummularia”, Environmental and Experimental

Botany, 66: 1–8.

56. Souza ER, Freire MBGS, Cunha KPV, Nascimento CWA, Ruiz HA, Teixeira

MA (2012), “Biomass, anatomical changes and osmotic potential in

Atriplex nummularia Lindl. cultivated in sodic saline soil under water

stress”, Environmental and Experimental Botany, 82: 20– 27.

57. Swamy PM, Smith B. (1999), Role of Acid abscisic in plant stress tolerance,

Current Science, 76:1220–1227.

58. Taiz L, Zeiger E (2009), Plant Physiology, Sunderland: Sinauer Associates.

59. Thomashow MF (1999), Plant cold acclimation: Freezing tolerance genes and

regulatory mechanisms, Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol, 50:571–

599.

83

60. Thiery L., Leprince A., Lefebvre D., Ghars M.A., Debabieux E., Savoure A.

(2004), Phospholipase D is a negative regulator of proline biosynthesis in

Arabidopsis thaliana, J Biol Chem, 279:14812–14818.

61. Tuteja N. (2007), Plant Molecular Biology, International Centre for Genetic

Engineering and Biotechnology.

62. Uno Y., Furihata T., Abe H., Yoshida R., Shinozaki K., Yamaguchi Shinozaki

K. (2000), Arabidopsis basic leucine zipper transcription factors involved

in an Acid abscisic-dependent signal transduction pathway under drought

and high-salinity conditions, Proc Natl Acad Sci USA, 97:11632–11637.

63. Verslues P.E., Kim Y.S., Zhu J.K. (2007), Altered ABA, proline and hydrogen

peroxide in an Arabidopsis glutamate:glyoxylate aminotransferase mutant,

Plant Mol Biol, 64:205-217.

64. Wang W, Wang R, Yuan Y, Du N, Guo W (2011), “Effects of salt and water

stress on plant biomass and photosynthetic characteristics of Tamarisk

(Tamarix chinensis Lour.) seedlings”, African Journal of Biotechnology,

10: 17981-1789.

65. Wrigley J. W. and Fagg M. (1993), Paperbarks, Tea Trees – and all other

plants in the Leptospermum alliance, Angas and Robertson, 73, pp. 315-

317.

66. Xiong L., Ishitini M., Lee H., Zhu J.K. (2001), The Arabidopsis LOS5/ABA3

locus encodes a molybdenum cofactor sulfurase and modulates cold stress

and osmotic stress responsive gene expression, Plant Cell, 13:2063–2083.

67. Xiong L., Schumaker K., Zhu JK. (2002), Cell signaling during cold, drought

and salt stress, Plant Cell,14:165–183.

68. Yamaguchi-Shinozaki K., Shinozaki K. (1993), Characterization of the

expression of a desiccation-responsive rd29 gene of Arabidopsis thaliana

84

and analysis of its promoter in transgenic plants, Mol Gen Genet,

236:331–340.

69. Zhu J.K. (2002), Salt and drought stress signal transduction in plants, Annu

Rev Plant Biol, 53:247–273.

Internet

70. www.nhabe.hochiminhcity.gov.vn/vitridialy.

71. www.vienduoclieu.org.vn/melaleuca leucadendra.