Luận án Tiến sĩ Nuôi trồng thủy sản: Nghiên cứu sử dụng ozone trong sản xuất giống cua biển (Scylla paramamosain Estampador, 1949)

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ

NGUYỄN VIỆT BẮC

NGHIÊN CỨU SỬ DỤNG OZON TRONG SẢN XUẤT GIỐNG CUA BIỂN (Scylla paramamosain Estampador, 1949)

LUẬN ÁN TIẾN SĨ

NGÀNH NUÔI TRỒNG THỦY SẢN

2021

BỘ GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO

TRƯỜNG ĐẠI HỌC CẦN THƠ

NGUYỄN VIỆT BẮC

NGHIÊN CỨU SỬ DỤNG OZON TRONG SẢN XUẤT GIỐNG CUA BIỂN (Scylla paramamosain Estampador, 1949)

LUẬN ÁN TIẾN SĨ

NGÀNH NUÔI TRỒNG THỦY SẢN

CÁN BỘ HƯỚNG DẪN

GS.TS. VŨ NGỌC ÚT

2021

LỜI CẢM TẠ

Trước hết tôi xin chân thành gửi những tình cảm cao quý nhất đến đấng sinh thành của mình. Cha, mẹ và những người thân đã dồn tất cả tình cảm và công sức để chắt chiu nuôi dạy tôi đến ngày hôm nay, đưa tôi đến ngưỡng cửa tương lai của cuộc đời.

Để hoàn thành tốt luận án, tôi xin chân thành cảm ơn sâu sắc đến thầy PGS.TS. Vũ Ngọc Út đã định hướng, hướng dẫn, giúp đỡ, động viên và đóng góp nhiều ý kiến quý báu trong suốt thời gian thực hiện đề tài và hoàn thành luận án.

Xin trân trọng gửi lời cảm ơn đến tất cả quý thầy cô Khoa Thủy Sản - Trường Đại học Cần Thơ đã tận tụy truyền đạt cho tôi rất nhiều kiến thức, kinh nghiệm bổ ích, là hành trang vững chắc giúp tôi có được những phẩm chất và năng lực trở thành con người có ích cho gia đình và xã hội.

Xin chân thành cảm ơn Ban Giám Hiệu, Lãnh đạo Quý Phòng, Ban và Bộ môn Nuôi trồng Thủy sản Trường Cao đẳng Cộng đồng Cà Mau, đã tạo điều kiện cho tôi học tập, nghiên cứu nâng cao trình độ chuyên môn.

Xin chân thành cảm ơn đến Ths. Nguyễn Thị Tiên Bộ môn Thủy sản Trường Cao đẳng Cộng đồng Cà Mau đã giúp đỡ và tạo nhiều điều kiện cho tôi có thời gian tham gia học tập và hoàn thành luận án này.

Xin chân thành cảm ơn đến thầy GS.TS. Trần Ngọc Hải, PGS.TS Lê Quốc Việt, PGS.TS Châu Tài Tảo, Ths Hồ Thị Hoàng Oanh luôn sẵn lòng giúp đỡ, chia sẻ kinh nghiệm cho tôi trong suốt thời gian thực hiện luận án.

Xin chân thành cảm ơn đến TS. Trần Nguyễn Duy Khoa đã luôn hết lòng động viên, chia sẽ kinh nghiệm và giúp đở tôi trong những lúc khó khăn để hoàn thành tốt việc học tập và nghiên cứu của mình.

Xin gửi lời cảm ơn đến các em sinh viên các lớp Cao đẳng Nuôi trồng Thủy sản đã hỗ trợ tôi trong suốt thời gian thực hiện thí nghiệm của luận án này.

Cần Thơ, tháng 5/2021

Tác giả Nguyễn Việt Bắc

i

TÓM TẮT

Cua biển (Scylla paramamosain) là đối tượng quan trọng trong nuôi trồng thủy sản. Các giải pháp nhằm cải tiến kỹ thuật, nâng cao tỷ lệ sống cua biển trong quá trình sản xuất giống đang được tập trung nghiên cứu. Đề tài “Nghiên cứu sử dụng ozon trong sản xuất giống cua biển (Scylla paramamosain)” thực hiện nhằm đánh giá ảnh hưởng của ozon lên chất lượng môi trường nước ương, chất lượng trứng và ấu trùng cua biển làm cơ sở cho việc ứng dụng ozon vào sản xuất giống cua biển.

Sáu thí nghiệm được tiến hành trên cua trứng và ấu trùng cua nhằm đánh giá khả năng hòa tan và tồn lưu của ozon trong nước, các chế độ xử lý ozon cho trứng và ấu trùng cua biển (nồng độ, thời gian, tần suất và giai đoạn ấu trùng), cũng như hiệu quả kinh tế của quy trình sản xuất giống cua biển ứng dụng ozon. Ozon được sục trực tiếp vào bể ương với công suất máy 4g/h thông qua hệ thống khí ventuari hoặc đá bọt. Kết quả cho thấy, ở điều kiện trại sản xuất giống (độ mặn 30 ‰, pH = 8,0) thời gian ozon hòa tan và bán rã tùy thuộc vào thể tích nước. Đối với trứng cua biển, xử lý ozon ở nồng độ 0,1 mg/L trong thời gian 60 giây với tần suất 1 ngày/ lần sẽ giúp kiểm soát tốt mật độ vi khuẩn, nấm và ký sinh trong nước ương nhưng không ảnh hưởng đến chất lượng và tỷ lệ nở của trứng với, trứng cua nở đạt 57,4% và 4,25 x 103 ấu trùng/g cua mẹ. Tuy nhiên, ozon ở nồng độ 0,2 – 0,5 mg/L sẽ gây bào mòn vỏ trứng cua.

Trên ấu trùng cua biển, sử dụng nồng độ ozon 0,05 mg/L cho kết quả tốt nhất về chỉ số biến thái và tỷ lệ sống của ấu trùng. Theo đó, ấu trùng cua ở các giai đoạn tiếp xúc với ozon 0,05 mg/L trong vòng 1h không có khác biệt về tỷ lệ sống, nhưng sau 24h thì nồng độ từ 0,1 mg/L gây chết đáng kể so với 0 - 0,05 mg/L. Ở tần suất 1 ngày/lần và nồng độ ozon 0,05 mg/L, mật độ vi khuẩn (khuẩn lạc hay CFU/mL) và vi khuẩn Vibrio tổng (CFU/mL) được kiểm soát ở mức thấp nhất (tương ứng với 2,2 x 103 CFU/mL và 0,2 x 103 CFU/mL), tỷ lệ nhiễm ký sinh thấp nhất (4,86%) và tỷ lệ dị hình 4,96%. Tuy nhiên, chỉ số biến thái qua các giai đoạn (LSI) và tỷ lệ sống của ấu trùng đến cua 1 được ghi nhận cao nhất (10,5%) ở tần suất 2 ngày/lần.

Đánh giá sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển S. paramamosain được so sánh và đánh giá hiệu quả so với các quy trình đang áp dụng trong sản xuất hiện nay: quy trình sử dụng hóa chất và kháng sinh. Ở mật độ ương 200 con/L, quy trình ozon (0,05 mg/L, với tần suất 2 ngày/lần) cho thấy chất lượng nước (hàm lượng COD, TAN, NO2) mật độ vi khuẩn tổng, Vibrio sp. và tỷ lệ nhiễm ký sinh trùng trên ấu trùng (lần lượt là 0,86 x 104

ii

CFU/mL, 0,16 x 104 CFU/mL và 6,40%) thấp hơn có ý nghĩa thống kê so với các nghiệm thức còn lại. Tương tự, các chỉ số LSI, tăng trưởng của ấu trùng ở nghiệm thức sử dụng ozon cao hơn so với nghiệm thức sử dụng hóa chất. Tỷ lệ sống đến giai đoạn Cua1 (8,81%) và tỷ suất lợi nhuận (1,35) cao nhất ở quy trình sử dụng ozon, sử dụng kháng sinh (7,23% và 0,85), khác biệt có ý nghĩa với nghiệm thức sử dụng hóa chất (2,29% và – 0,4). Bên cạnh đó, chất lượng Cua1 sản xuất bằng quy trình ozon được so sánh tăng trưởng với nguồn cua tự nhiên và nguồn cua được sản xuất nhân tạo ở địa phương (cua sản xuất chủ yếu bằng kháng sinh). Kết quả sau 30 ngày nuôi với thịt tôm, tăng trưởng về khối lượng và tỷ lệ sống của cua giống sản xuất theo quy trình ozon là 0,711 g và 92,8% khác biệt không có ý nghĩa với nguồn cua giống tự nhiên là 0,773 g và 92,8%, nhưng khác biệt có ý nghĩa với nguồn cua sản xuất nhân tạo ở địa phương là 0,414 g và 88%. Kết quả nghiên cứu cho thấy, xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần với nồng độ 0,1 mg/L trong 60 giây giúp kiểm soát tốt bệnh nấm, khuẩn và kí sinh mà không ảnh hưởng đến chất lượng trứng và ấu trùng cua biển. Xử lý ozon với tần suất 2 ngày/lần ở nồng độ 0,05 mg/L giúp kiểm soát tốt vi khuẩn và ký sinh trùng gây hại cho ấu trùng, cải thiện biến thái, tăng trưởng và tỷ lệ sống của ấu trùng, nâng cao chất lượng Cua1. Kết quả đề tài có thể ứng dụng trong thực tế sản xuất giống cua biển. Từ khóa: ozon, cua biển, S. paramamosain, sản xuất giống

iii

ABSTRACT

The mud crab (Scylla paramamosain) is an important species for aquaculture. Sustained efforts have reportedly focused on improvement of practice technologies and enhancement of survival rate in seed production. The present study was carried out to evaluate the effects of ozone disinfection on water quality parameters, egg viability and larval quality in mud crab seed production.

The study consisted six experiments on ovigerous crab and mud crab larvae. Investigations on effects of the dissolved capacity and accumulation of ozone in the rearing water; effects of different ozone concentrations, exposure times, frequencies, on eggs and at different larval stages; and the economic efficiency of ozone disinfection application for mud crab seed production. Ozone was directly supplied into rearing tanks at 4 g/h through a ventuari pump and air stones. The results showed that in normal hatchery condition settings (i.e. salinity of 30‰ and pH of 8.0), the dissolved and decay time of ozone depended on the water volume. For mud crab eggs, daily ozone disinfection at 0.1 mg/L of concentration for 60s could help control bacterial load density, fungi and parasites in rearing water without compromising the quality and hatching index of eggs. In this study, the hatching index was recorded at 57.4% with a fecundity at 4.25 x 103 larvae/g of female crab. However, we observed that at higher ozone disinfection rates (0.2-0.5 mg/L) could cause damage to the shell surface of eggs.

For the mud crab larvae, ozone concentration at 0.05 mg/L showed the best results in larval metamorphosis (Larval stage index or LSI) and survival. No significant difference in survival of crab larvae was observed when exposed to 0.05 mg/L for 1 hour. However, the larval mortality significantly increased after 24h exposure to ozone at 0.1 mg/L as compared to 0 – 0.05 mg/L. At daily exposure frequency and 0.05 mg/L ozone concentration, the total bacteria density (colony-forming unit or CFU/mL) and Vibrio density (CFU/mL) were managed at low levels (2.2 x 103 CFU/mL and 0.2 x 103 CFU/mL), low parasitic infection (4.86%), and deformation index (4.96%). However, the larval stage index and survival rate of mud crab larvae until Crab 1 stage (10.5%) was the highest at 2 days/time of exposure frequency.

A comparison among common practice protocols in mud crab larvae was carried out including: ozone disinfection, use of chemicals and use of antibiotics. At 200 larvae/L of stocking density, the protocol applying ozone (0.05 mg/L and exposed every 2 day) demonstrated that the water quality

iv

parameters (COD, TAN and Nitrite), total bacteria count, Vibrio count and parasitic infection on the larvae (0.86 x 104 CFU/mL, 0.16 x 104 CFU/mL and 6.40%) were statistically lower than other treatments. Similarly, the LSI and growth performance of crab larvae in ozone treatment were significantly greater than chemical treatment. The highest values in larval survival rate at crab 1 stage (8.81 %) and net profit (1.35) were recorded in ozone treatment, followed by antibiotic treatment (7.23 % and 0.85), were significantly higher than chemical treatment (2.29 % and – 0.4). Besides, the quality of crab seed produced by ozone application protocol was also compared to wild seed and local hatchery crab seed (using antibiotic). After 30 days of rearing with shrimp meat, the growth in weight and survival produced by ozone disinfection protocol were at 0.711 g and 92.8%, not significantly different to wild crab seed (0.773 g and 92.8%), but statistically higher than local hatchery crab seed (0.414 g and 88%).

The results from this study demonstrated that daily ozone disinfection at 0.1 mg/L for 60 seconds could help to control fungi, bacteria, and parasites without compromising egg and larval quality. At 0.05 mg/L exposed every 2 days, management of pathogenic bacterial load and parasites can be achieved with improvements in metamorphosis, growth performance, survival and quality of mud crab. Findings from this study could aid in applications of mud crab seed production and improved husbandry practices.

Keywords: Ozone, mud crab, Scylla paramamosain, seed production

v

vi

MỤC LỤC LỜI CẢM TẠ ....................................................................................................... i TÓM TẮT ............................................................................................................. ii ABSTRACT .......................................................................................................... iv LỜI CAM KẾT ..................................................................................................... vi MỤC LỤC ............................................................................................................ vii DANH MỤC BẢNG ............................................................................................ xiii DANH MỤC HÌNH .............................................................................................. xv DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT ............................................................................... xv Chương 1: GIỚI THIỆU ....................................................................................... 1 1.1. Đặt vấn đề ...................................................................................................... 1 1.2. Mục tiêu nghiên cứu ...................................................................................... 2 1.2.1. Mục tiêu tổng quát ...................................................................................... 2 1.2.2. Mục tiêu cụ thể ........................................................................................... 2 1.3. Phạm vi nghiên cứu ....................................................................................... 2 1.4. Ý nghĩa của nghiên cứu ................................................................................. 2 1.5. Điểm mới của nghiên cứu .............................................................................. 3 1.6. Nội dung nghiên cứu ...................................................................................... 3 1.7. Thời gian thực hiện ........................................................................................ 3 Chương 2: LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU ................................................................... 4 2.1. Đặc điểm sinh học cua biển ........................................................................... 4 2.1.1. Đặc điểm phân loại ..................................................................................... 4 2.1.2. Phân bố ....................................................................................................... 5 2.1.3. Môi trường sống và cư trú .......................................................................... 5 2.1.4. Vòng đời ..................................................................................................... 5 2.1.5. Đặc điểm sinh sản ....................................................................................... 7 2.1.5.1 Sự thành thục của cua biển ....................................................................... 7 2.1.5.2 Di cư sinh sản ........................................................................................... 7 2.1.5.3 Tập tính bắt cặp, đẻ trứng và ấp trứng ...................................................... 8 2.1.5.4 Sự phát triển của các giai đoạn ấu trùng ................................................... 9 2.1.6. Đặc điểm sinh trưởng .................................................................................. 10 2.1.6.1. Lột xác và tái sinh .................................................................................... 10 2.1.6.2. Các giai đoạn của quá trình lột xác .......................................................... 11 2.1.6.3. Các yếu tố điều khiển quá trình lột xác ................................................... 12 2.1.6.4. Tuổi thọ và kích thước tối đa của cua ...................................................... 12 2.1.7. Đặc điểm dinh dưỡng .................................................................................. 13 2.2. Sản xuất giống cua biển ................................................................................. 13 2.2.1. Lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ ........................................................................... 13 2.2.2. Hệ thống nuôi vỗ......................................................................................... 14

vii

2.2.3. Khẩu phần ăn và chế độ cho ăn .................................................................. 14 2.2.4. Sinh sản ....................................................................................................... 15 2.2.5. Ấp nở .......................................................................................................... 16 2.2.6. Ương ấu trùng Zoea .................................................................................... 16 2.2.6.1. Lựa chọn ấu trùng ................................................................................... 16 2.2.6.2. Nước ương ấu trùng ................................................................................. 17 2.2.6.3. Nhiệt độ .................................................................................................... 17 2.2.6.4. Độ mặn ..................................................................................................... 17 2.2.6.5. Ánh sáng .................................................................................................. 17 2.2.6.6. Bể ương .................................................................................................... 18 2.2.6.7. Thay nước và xiphon ............................................................................... 18 2.2.6.8. Thức ăn và giàu hóa thức ăn .................................................................... 19 2.2.7. Ương megalop ........................................................................................... 21 2.3. Một số bệnh trên cua mẹ, trứng và ấu trùng cua biển .................................... 23 2.3.1. Bệnh do vi khuẩn ........................................................................................ 23 2.3.1.1. Vi khuẩn phát sáng .................................................................................. 23 2.3.1.2. Vi khuẩn sợi ............................................................................................. 23 2.3.2. Nấm ............................................................................................................. 23 2.3.3. Ký sinh trùng .............................................................................................. 24 2.4. Phòng và trị bệnh ........................................................................................... 24 2.5 Hiện trạng sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL................................................ 25 2.5.1. Kết cấu trại sản xuất giống cua biển ........................................................... 25 2.5.2 Nuôi vỗ và ấp cua trứng ............................................................................... 26 2.5.3 Ương ấu trùng .............................................................................................. 27 2.5.4 Ương cua giống............................................................................................ 28 2.5 Ozon trong nuôi trồng thủy sản ...................................................................... 30 2.5.1 Cơ chế tạo ozon và những yếu tố ảnh hưởng đến năng suất ozon .............. 30 2.5.2. Cơ chế oxy hóa ion vô cơ, ammoniac và hydro sulfua của ozon .............. 30 2.5.2.1 Cơ chế phản ứng của nhóm halogen với ozon ......................................... 31 2.5.2.2 Cơ chế phản ứng của ion Fe2+ và Mn2+ với ozon .................................... 33 2.5.3 Cơ chế oxy hóa các hợp chất hữu cơ của ozon ........................................... 33 2.5.3.1 Aldehyd, Alcohol, Xeton và axit Carbocylic ........................................... 33 2.5.3.2 Anken ........................................................................................................ 34 2.5.4 Cơ chế diệt mầm bệnh của ozon .................................................................. 34 2.5.5 Ứng dụng của ozon trong nuôi trồng thủy sản ............................................ 35 2.5.5.1 Cải thiện chất lượng nước ......................................................................... 35 2.5.5.2 Khử trùng nguồn nước cho hệ thống nuôi ................................................ 36 2.5.5.3 Cải thiện tỷ lệ sống và năng suất trong hệ thống nuôi .............................. 38 2.5.5.4 Cải thiện tỷ lệ nở ....................................................................................... 38

viii

2.5.5.5 Loại bỏ tảo độc và độc tố của nó .............................................................. 39 2.5.5.6 Cải thiện chất lượng thức ăn tươi sống ..................................................... 40 2.5.6 Những hạn chế của ozon ............................................................................. 40 2.5.7 Độc tính của ozon ....................................................................................... 41 2.5.7.1 Dư lượng oxy hóa và hệ thống RAS ......................................................... 42 2.5.7.2 Sản phẩm ozon hóa ................................................................................... 43 2.5.7.3 Liều lượng ozon và thời gian tiếp xúc ...................................................... 43 2.5.7.4 Bromat và thủy sinh vật ............................................................................ 44 2.5.7.5 Ảnh hưởng của ozon và bromat đến sức khỏe con người ........................ 46 2.5.8 Loại bỏ dư lượng chất khử trùng (DBP) ...................................................... 46 Chương 3: VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU ............................ 48 3.1 Phương pháp tiếp cận ...................................................................................... 48 3.2. Thời gian và địa điểm nghiên cứu ................................................................. 48 3.3. Vật liệu nghiên cứu ........................................................................................ 48 3.4. Hóa chất ......................................................................................................... 49 3.5. Nguồn nước dùng trong thí nghiệm ............................................................... 49 3.6. Thiết kế hệ thống lọc sinh học nuôi vỗ cua mẹ ............................................. 49 3.7. Nguồn cua mẹ và tiêu chí lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ ...................................... 49 3.8. Nguồn ấu trùng .............................................................................................. 50 3.9. Chuẩn bị thức ăn ương ấu trùng .................................................................... 50 3.9.1. Gây nuôi tảo Chlorella và tảo Nannochloropis .......................................... 50 3.9.2. Gây nuôi luân trùng .................................................................................... 50 3.9.3. Phương pháp làm giàu luân trùng ............................................................... 50 3.9.4. Ấp artemia bung dù..................................................................................... 50 3.9.5. Cho nở ấu trùng artemia ............................................................................. 51 3.9.6.Phương pháp giàu hóa artemia .................................................................... 51 3.10. Chế độ cho ăn .............................................................................................. 51 3.11. Sơ đồ nghiên cứu ......................................................................................... 51 3.12. Phương pháp bố trí thí nghiệm .................................................................... 52 3.12.1 Khảo sát khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon ở các thể tích nước khác nhau ..................................................................................................... 52 3.12.1.1. Khảo sát khả năng hòa tan ozon ở các thể tích nước khác nhau ........... 52 3.12.1.2. Khảo sát khả năng duy trì ozon ở các thể tích nước khác nhau ............ 52 3.12.2 Xác định ảnh hưởng của ozon lên trứng cua biển Scylla paramamosain . 53 3.12.3 Ảnh hưởng của ozon lên các giai đoạn ấu trùng cua biển ......................... 54 3.12.4. Đánh giá quy trình sử dụng ozon và xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển ................................................................... 56 3.13 Phương pháp phân tích và xử lý số liệu ........................................................ 57 3.13.1 Phương pháp phân tích các yếu tố môi trường .......................................... 57

ix

3.13.2 Phân tích mô học........................................................................................ 57 3.13.3 Tỷ lệ sống của trứng .................................................................................. 58 3.13.4 Xác định mật độ vi khuẩn .......................................................................... 59 3.13.5 Hiệu quả diệt vi khuẩn ............................................................................... 59 3.13.6 Xác định mật độ ký sinh trùng và nấm ...................................................... 59 3.13.7 Sức sinh sản tương đối ............................................................................... 59 3.13.8 Tỷ lệ trứng thụ tinh .................................................................................... 59 3.13.9 Tỷ lệ trứng thải .......................................................................................... 60 3.13.10 Tỷ lệ dị hình ............................................................................................. 60 3.13.11 Tỷ lệ nở .................................................................................................... 60 3.13.12 Chỉ số biến thái (Larval Stage Index = LSI) ............................................ 60 3.13.13 Sinh trưởng .............................................................................................. 61 3.13.14 Tốc độ tăng trưởng đặc biệt ..................................................................... 61 3.13.15 Tỷ lệ sống của ấu trùng ............................................................................ 61 3.13.16 Chất lượng ấu trùng ................................................................................. 61 3.14 Phương pháp xử lý số liệu.......................................................................... .. 62 Chương 4: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN ............................................................ 63 4.1 Khảo sát khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon ở các thể tích nước khác nhau .............................................................................................................. 63 4.1.1 Thể tích 2 lít ................................................................................................. 63 4.1.1.1 Khả năng hòa tan ...................................................................................... 63 4.1.1.2 Khả năng duy trì ....................................................................................... 63 4.1.2 Thể tích 60 lít ............................................................................................... 64 4.1.2.1 Khả năng hòa tan ...................................................................................... 64 4.1.2.2 Khả năng duy trì ....................................................................................... 64 4.1.3 Thể tích 1000 lít ........................................................................................... 64 4.1.3.1 Khả năng hòa tan ...................................................................................... 64 4.1.3.2 Khả năng duy trì ....................................................................................... 65 4.2 Ảnh hưởng của ozon lên trứng cua biển Scylla paramamosain ..................... 66 4.2.1 Ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian xử lý lên sự phát triển của phôi ....................................................................................................................... 66 4.2.1.1 Độ dày vỏ trứng ........................................................................................ 66 4.2.1.2 Tỷ lệ sống của trứng ................................................................................. 68 4.2.2 Ảnh hưởng chu kỳ xử lý ozon đến chất lượng trứng cua biển S. paramamosain ...................................................................................................... 69 4.2.2.1 Biến động các yếu tố môi trường .............................................................. 69 4.2.2.2 Các chỉ tiêu sinh sản ................................................................................ 70 4.2.2.3 Tỷ lệ nhiễm nấm và ký sinh trùng trên trứng ........................................... 71 4.2.2.4 Mật độ vi khuẩn trên trứng cua biển ......................................................... 72

x

4.2.2.5 Chất lượng ấu trùng ................................................................................. 74 4.3 Ảnh hưởng của ozon lên giai đoạn ấu trùng cua biển .................................... 75 4.3.1 Nồng độ ozon thích hợp cho từng giai đoạn ấu trùng cua biển ................... 75 4.3.1.1 Giai đoạn Zoea1 ........................................................................................ 75 4.3.1.2 Giai đoạn Zoea2 ........................................................................................ 75 4.3.1.3 Giai đoạn Zoea3 ........................................................................................ 76 4.3.1.4 Giai đoạn Zoea4 ........................................................................................ 76 4.3.1.5 Giai đoạn Zoea5 ........................................................................................ 77 4.3.1.6 Giai đoạn megalop ................................................................................... 78 4.3.1.7 Giai đoạn Cua1 .......................................................................................... 78 4.3.2 Ảnh hưởng của tần suất sử dụng ozon đến tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ........................................................................................................ 79 4.3.2.1 Các yếu tố môi trường .............................................................................. 79 4.3.2.2 Biến động mật độ vi khuẩn tổng và Vibrio sp. trong nước ương ấu trùng ...................................................................................................................... 81 4.3.2.3 Tỷ lệ nhiễm Protozoa trên ấu trùng .......................................................... 83 4.3.2.4 Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng ........................................................................ 84 4.3.2.5 Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển ...................................................... 85 4.3.2.6 Tăng trưởng của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn .............................. 86 4.3.2.7 Tỷ lệ sống ấu trùng cua biển ..................................................................... 87 4.4 Đánh giá quy trình sử dụng ozon và xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển ................................................................... 88 4.4.1. Đánh giá quy trình sử dụng ozon ................................................................ 88 4.4.1.1. Các yếu tố môi trường ............................................................................. 88 4.4.1.2 Biến động mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio spp ......................... 90 4.4.1.3 Tỷ lệ nhiễm protozoa ................................................................................ 91 4.4.1.4 Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng ........................................................................ 92 4.4.1.5 Chất lượng ấu trùng .................................................................................. 94 4.4.1.6 Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển ...................................................... 94 4.4.1.7 Tăng trưởng của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn .............................. 96 4.4.1.8 Tỷ lệ sống .................................................................................................. 97 4.4.2 Đánh giá chất lượng cua giống .................................................................... 98 4.4.2.1 Biến động các yếu tố môi trường .............................................................. 98 4.4.2.2 Chiều rộng mai cua ................................................................................... 99 4.4.2.3 Tăng trưởng khối lượng cua giống ........................................................... 100 4.4.2.4 Thời gian lột xác ....................................................................................... 101 4.4.2.5 Tỷ lệ sống .................................................................................................. 102 4.4.3 Xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển ... 103 4.4.3.1 Xử lý nước ương ....................................................................................... 103

xi

4.4.3.2 Xử lý trứng và ương ấu trùng ................................................................... 105 4.4.3.3. Một số lưu ý khi ứng dụng ozon trong sản xuất giống cua biển ............. 107 Chương 5: KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT ............................................................... 109 5.1 Kết luận ........................................................................................................... 109 5.2 Đề xuất ............................................................................................................ 109 TÀI LIỆU THAM KHẢO .................................................................................... 110 PHỤ LỤC ............................................................................................................. 144

xii

DANH MỤC BẢNG Bảng 2.1: Các giai đoạn của ấu trùng cua biển (Scylla sp.) ................................. 9 Bảng 2.2: Kết cấu của trại sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL ............................. 26 Bảng 2.3: Các đặc điểm kỹ thuật nuôi vỗ cua mẹ ở ĐBSCL ............................... 26 Bảng 2.4: Đặc điểm kỹ thuật ương ấu trùng Zoea1 đến Cua1 ở ĐBSCL .............. 28 Bảng 2.5: Một số yếu tố kỹ thuật trong ương cua giống của ĐBSCL .................. 29 Bảng 3.1: Chế độ cho ăn áp dụng cho ấu trùng cua biển ..................................... 51 Bảng 3.2: Phương pháp phân tích các yếu tố môi trường .................................... 57 Bảng 4.1: Ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc đến độ dày vỏ trứng cua biển ....................................................................................................... 67 Bảng 4.2: Ảnh hưởng nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc đến tỷ lệ sống (%) của trứng ấu trùng cua biển ................................................................................... 68 Bảng 4.3: Biến động một số các yếu tố môi trường trong hệ thống sau 11 ngày thí nghiệm ............................................................................................................. 69 Bảng 4.4: Các chỉ tiêu sinh sản của cua mẹ .......................................................... 70 Bảng 4.5: Tỷ lệ nhiễm nấm và ký sinh trùng trên trứng cua biển ........................ 72 Bảng 4.6: Mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio sp. trên trứng cua biển ....... 73 Bảng 4.7: Chất lượng ấu trùng sau khi nở ............................................................ 74 Bảng 4.8: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea1 ở các nồng độ ozon khác nhau ................................................................................. 75 Bảng 4.9: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea2 ở các nồng độ ozon khác nhau ................................................................................. 76 Bảng 4.10: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea3 ở các nồng độ ozon khác nhau ................................................................................. 76 Bảng 4.11: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea4 ở các nồng độ ozon khác nhau ................................................................................. 77 Bảng 4.12: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea5 ở các nồng độ ozon khác nhau ................................................................................. 77 Bảng 4.13: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Megalop ở các nồng độ ozon khác nhau .............................................................................. 78 Bảng 4.14: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Cua1 ở các nồng độ ozon khác nhau ................................................................................. 78 Bảng 4.15: Biến động môi trường nước ương của thí nghiệm ............................. 80 Bảng 4.16: Biến động mật độ vi khuẩn trong nước trước và sau khi xử lý ozon . 81 Bảng 4.17: Tỷ lệ nhiễm protozoa trên ấu trùng cua ............................................. 83 Bảng 4.18: Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau ....................................................................................................................... 84 Bảng 4.19: Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau ....................................................................................................... 86

xiii

Bảng 4.20: Chiều dài (mm) các giai đoạn ấu trùng cua biển khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau .......................................................................................... 87 Bảng 4.21: Tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau .................................................................................... 87 Bảng 4.22: Biến động môi trường nước bể ương trong thí nghiệm ương ấu trùng với các quy trình ương khác nhau ............................................................... 88 Bảng 4.23: Mật độ vi khuẩn trong môi trường nước bể ương khi ương với các quy trình khác nhau............................................................................................... 90 Bảng 4.24: Tỷ lệ nhiễm bệnh protozoa trên ấu trùng cua biển khi được ương ấu trùng với các quy trình khác nhau .................................................................... 91 Bảng 4.25: Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng cua biển khi ương với các quy trình khác nhau .............................................................................................................. 93 Bảng 4.26: Chất lượng ấu trùng sau khi gây sốc bằng formol và độ mặn ............ 94 Bảng 4.27: Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển khi ương với các quy trình khác nhau .............................................................................................................. 95 Bảng 4.28: Chiều dài (mm) các giai đoạn ấu trùng cua biển khi được ương với các quy trình khác nhau ........................................................................................ 96 Bảng 4.29: Tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn ........................... 97 Bảng 4.30: Biến động các yếu tố môi trường trong bể nuôi cua giống ................ 98 Bảng 4.31: Tăng trưởng chiều rộng mai (CW) cua biển ...................................... 99 Bảng 4.32: Tăng trưởng khối lượng cua giống ..................................................... 101 Bảng 4.33: Thời gian lột xác của cua nuôi qua các lần lột xác ............................ 102 Bảng 4.34: Quy trình xử lý ozon trong thực tế sản xuất ....................................... 107

xiv

DANH MỤC HÌNH Hình 2.1: Hình dạng phân loại cua biển ............................................................... 4 Hình 2.2: Vòng đời cua biển Scylla sp ................................................................ 6 Hình 3.1: Sơ đồ bố trí thí nghiệm của đề tài ......................................................... 52 Hình 4.1: Biến động hàm lượng ozon trong nước với thể tích 2 L ...................... 63 Hình 4.2: Khả năng duy trì ozon ở thể tích 2 L .................................................... 63 Hình 4.3: Biến động hàm lượng ozon trong nước với thể tích 60 L .................... 64 Hình 4.4: Khả năng duy trì ozon ở thể tích 60 L .................................................. 64 Hình 4.5: Biến động hàm lượng ozon trong nước với thể tích 100 L .................. 65 Hình 4.6: Khả năng duy trì ozon ở thể tích 1000 L .............................................. 65 Hình 4.7: Cấu trúc mô trứng cua sau khi tiếp xúc với ozon ở các nồng độ khác nhau ....................................................................................................................... 67 Hình 4.8: Zoothamnium sp. ký sinh trên ấu trùng cua .......................................... 84 Hình 4.9: Tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều rộng mai ................................. 100 Hình 4.10: Tốc độ tăng trưởng tương đối về trọng lượng .................................... 101 Hình 4.11: Tỷ lệ sống cua nuôi ............................................................................. 102 Hình 4.12: Quy trình xử lý nước cho trại sản xuất cua biển ................................. 103 Hình 4.13: Máy trộn khí theo hình thức ventuary ................................................ 104 Hình 4.14: Ventuari trộn ozon trên đường ống .................................................... 105 Hình 4.15: Sơ đồ xử lý nước trên đường ống cấp nước ....................................... 105 Hình 4.16: Lắp máy ozon cho trại sản xuất giống cua biển ................................. 106

xv

DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT

BOD BOD5 COD CT DBP DO DOC ĐBSCL LSI Mega NT ORP OPO ROC SS SGR TSS TOC TAN TRO VSS Z

Nhu cầu oxy hóa sinh học Nhu cầu oxy hóa Nhu cầu oxy hóa học Nồng độ ozon x Thời gian tiếp xúc Sản phẩm khử trùng Oxy hòa tan Carbon hữu cơ hòa tan Đồng bằng Sông Cữu Long Chỉ số biến thái Megalop Nghiệm thức Chỉ số oxy hóa khử Sản phẩm ozon hóa Dư lượng ozon Chất rắn lơ lững Tốc độ tăng trưởng đặc biệt Tổng chất rắn lơ lững Tổng lượng carbon hữu cơ Tổng hàm lượng đạm amon Tổng dư lượng oxy hóa Tổng chất rắn lơ lững dễ bay hơi Zoea

xvi

Chương 1

GIỚI THIỆU

1.1 Đặt vấn đề Cua biển (Scylla paramamosain) là một trong những đối tượng nuôi quan trọng ở khu vực Tây Thái Bình Dương (Keenan, 1999). Với đặc điểm tăng trọng nhanh, kích cỡ lớn, giàu dinh dưỡng (Overton and Macintosh, 1997, Parado-Estepa and Quinitio, 1999), nên chúng được tiêu thụ mạnh ở nhiều nước trên thế giới (Le Vay, 2001; Walton et al., 2006a). Do đó diện tích nuôi biển ngày càng được mở rộng và hình thức nuôi ngày càng đa dạng (Hungria et al., 2017), đã đem lại một nguồn thu nhập tốt cho cư dân, sống ở vùng ven biển thuộc các nước Đông Nam Á (Overtonand and Macintosh, 1997; Le Vay, 2001; Walton et al., 2006a). Nhằm đáp ứng cua giống cho nhu cầu nuôi thương phẩm, giảm phụ thuộc vào nguồn giống tự nhiên. Các giải pháp cải tiến kỹ thuật để xây dựng quy trình sản xuất giống đã được áp dụng (De Pedro et al., 2007; Nghia et al., 2007a). Tuy nhiên, tỷ lệ sống của ấu trùng ở các trại giống còn thấp dưới 15%, do nhiễm vi khuẩn, nấm (Lavilla and Peña, 2004) và nguyên sinh động vật (Cholik, 1999; Dat, 1999), tập tính ăn nhau ở tất cả các giai đoạn (Quinitio, 2004), thiếu hiểu biết về nhu cầu dinh dưỡng của ấu trùng (Quinitio, 2004). Một số báo cáo cho thấy, trứng bị hư trong quá trình ấp hoặc ấu trùng cua biển chết rất nhiều khi bị nhiễm các loại nấm Lagenidium (Cholik, 1999), Sirolpidium (Nakamura et al., 1995), Hematonidium sp. (Hudson and Shields, 1994), Halipthoros sp. (Leaño, 2001), các loài nguyên sinh động vật như: Epistylic sp., Acineta sp., Lagenophrys sp. (Hudson and Lester, 1994) và Zoothamnium sp. (Dat, 1999; Cholik, 1999). Bên cạnh đó, vi khuẩn Vibrio harveryi cũng làm cho ấu trùng Zoea chết rất nhanh (Lightner, 1993; Parenrenri et al., 1993). Để hạn chế thiệt hại do bệnh gây ra trong quá trình ương, các trại giống đã dùng mycostatic và mycocidal (Liopo and Sanvictores, 1986), trifluralin (De Pedro et al., 2007), formalin (Lightner, 1993; De Pedro et al., 2007) và Oxytetracylin (Azam, 2013) để phòng nấm, nguyên sinh động vật và vi khuẩn. Tuy nhiên, việc sử dụng các loại hóa chất này cho hiệu quả trước mắt nhưng về lâu dài thì nó sẽ hình thành các chủng vi khuẩn kháng thuốc (Thạch Thanh và ctv., 1999). Hơn nữa, việc sử dụng kháng sinh và các hóa chất bị cấm sẽ để lại tồn lưu trong môi trường, trong cơ thể động vật thủy sản. Nó ảnh hưởng đến sức khỏe con người và vật nuôi (De Pedro et al., 2007). Là một tác nhân oxy hóa mạnh, Ozon có hiệu quả sát trùng cao đối với các sinh vật gây bệnh như vi khuẩn, virut, nấm và nguyên sinh động vật

1

(Liltved et al., 2006; Schneider et al., 1990), phân hủy nhanh và ít để lại tồn lưu cho môi trường (Summerfelt and Hochheimer, 1997; Von Gunten, 2003; Tạ Văn Phương, 2006). Ozon được xem là giải pháp khắc phục những vấn đề trên. Tuy vậy, hiện nay ozon chỉ là giải pháp lựa chọn trong xử lý nước, trong ương ấu trùng tôm (Thạch Thanh và ctv., 1999; Trần Thị Kiều Trang và ctv., 2006; Nguyễn Lê Hoàng Yến, 2008), trong hệ thống tuần hoàn (Summerfelt and Hochheimer, 1997; Summerfelt et al., 1997; Christensen et al., 2000; Krumins et al. 2001; Tango and Gagnon, 2003; Summerfelt, 2003), xử lý mầm bệnh trên trứng cá (Schneider et al., 1990; Liltved et al., 2006; Sharrer and Summerfelt, 2007; Summerfelt et al., 2009), nhưng chưa có một công trình nghiên cứu nào công bố về việc sử dụng ozon trong ương ấu trùng cua biển. Do đó, việc “Nghiên cứu sử dụng ozon trong sản xuất giống cua biển S. paramamosain Estampador, 1949” là rất cần thiết, nhằm hạn chế, thay thế sử dụng thuốc kháng sinh hoặc hóa chất bị cấm trong quá trình sản xuất giống cua biển.

1.2 Mục tiêu của nghiên cứu 1.2.1 Mục tiêu tổng quát

Nhằm xây dựng được quy trình ứng dụng ozon trong sản xuất giống cua biển để cải thiện môi trường nước ương và hạn chế mầm bệnh trong quá trình ương, nâng cao hiệu quả trong sản xuất giống cua biển. Đề tài cũng là tiền đề cho các nghiên cứu ứng dụng của ozon lên các đối tượng giáp xác khác. 1.2.2 Mục tiêu cụ thể Luận án giải quyết các mục tiêu sau: (i) Đánh giá được ảnh hưởng của nồng độ ozon lên trứng cua biển và tìm ra được nồng độ ozon thích hợp cho giai đoạn trứng cua biển; (ii) Đánh giá được tác động của ozon đến từng giai đoạn của ấu trùng cua biển, qua đó tìm ra được nồng độ ozon thích hợp cho tất cả các giai đoạn của ấu trùng cua biển; (iii) So sánh và đánh giá được tính khả thi của quy trình sử dụng ozon so với các quy trình sản xuất giống cua biển hiện nay. 1.3 Phạm vi nghiên cứu

Nghiên cứu tập trung vào đánh giá các tác động của ozon đến các giai đoạn của ương cua biển (giai đoạn trứng, giai đoạn ấu trùng). Đồng thời xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển 1.4 Ý nghĩa của nghiên cứu Phát triển được quy trình ương cua giống thân thiện với môi trường, hạn chế sử dụng kháng sinh gây tác hại đến môi trường và sức khỏe người tiêu

2

dùng; góp phần làm đa dạng quy trình ương cua biển; nâng cao hiệu quả ương cua giống. 1.5 Điểm mới của luận án

Lần đầu tiên xác định được nồng ozon thích hợp cho giai đoạn trứng và các giai đoạn ấu trùng cua biển. Bên cạnh đó nghiên cứu cũng xác định được tần suất xử lý ozon cho chất lượng trứng, tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển tốt nhất.

Hoàn chỉnh qui trình sử dụng ozon trong sản xuất giống cua biển

1.6 Nội dung nghiên cứu

 Khảo sát khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon ở các thể tích

nước khác nhau.  Ảnh hưởng của ozon lên giai đoạn trứng cua biển S. paramamosain.  Ảnh hưởng của ozon lên các giai đoạn ấu trùng cua biển S.

paramamosain.

 Đánh giá quy trình sử dụng ozon và xây dựng quy trình sử dụng ozon

trong thực tế sản xuất giống cua biển S. paramamosain.

1.7 Thời gian thực hiện

Đề tài được thực hiện từ tháng 01/2016 đến tháng 06/2021

3

Chương 2

LƯỢC KHẢO TÀI LIỆU

2.1 Đặc điểm sinh học của cua biển

2.1.1 Đặc điểm phân loại Cua biển Scylla có hình dạng bên ngoài khá giống nhau giữa các loài. Trong những thập kỷ trước, phân loại cua biển chủ yếu dựa vào các đặc điểm màu sắc, hình thái phân loại. Nên các loài trong giống Scylla thường bị nhầm lẫn về hình thái phân loại (Keenan et al., 1998). Do đó, người ta cho rằng giống Scylla chỉ có một loài S. serrata (Stephen and Campbell, 1960 trích dẫn bởi Unniyampurath and Rajain, 2010). Tuy nhiên, bằng phương pháp phân loại hình thái và di truyền, từ các mẫu thu thập được ở Hong Kong, Đồng Bằng Sông Cửu Long (Việt Nam), vùng Semarang và Central Java (Indonesia). Keenan and et al (1998), đã chỉ ra bốn loài cua S. serrata (Forskl, 1755), S. tranquebarica (Fabricius, 1798), S. olivacea (Herbst, 1796) và S. parmamosain (Estampador, 1949) trong đó Việt Nam chỉ co 2 loài là S. paramamosain và S. olivacea. Loài S. paramamosain chiếm ưu thế và có hệ thống phân loại như sau: Ngành: Arthropoda Ngành phụ: Crustacea

Lớp: Malacostraca

Bộ: Decapoda (mười chân) Họ: Portunidae

Giống: Scylla

Loài: S. paramamosain.

Hình 2.1: Hình dạng phân loại cua biển Scylla sp.

4

2.1.2 Phân bố Cua biển Scylla sp. là loài phân bố rộng, sống chủ yếu ở vùng triều, vùng cửa .sông. Đặc biệt là vùng rừng ngập mặn từ Thái Bình Dương đến Ấn Độ Dương (Keenan et al., 1998). Loài S. serrata phân bố chủ yếu ở vùng Tây Ấn Độ Dương, Nhật Bản và ở Nam Thái Bình Dương. Loài S. tranquebarica và S. olivacea phân bố chủ yếu ở Biển Đông, Ấn Độ Dương và một phần Tây Thái Bình Dương. Trong khi đó, loài S. paramamosain chỉ phân bố ở Biển Đông và xung quanh đảo Java. Ở Việt Nam có hai loài cua phân bố, loài S. olivacea (cua lửa) và S. paramamosain (cua xanh) (Keenan et al., 1998). Trong đó, loài S. paramamosain chiếm chủ yếu khoảng 95% trong quần thể (Ut et al., 1998 trích dẫn bởi Phạm Thị Tuyết Ngân và ctv., 2005; Shelley and Lovatelli, 2011). Chúng phân bố chủ yếu ở vùng triều khu vực Đồng Bằng Sông Cửu Long (ĐBSCL) và Đồng Bằng Sông Hồng. Đặc biệt ở các tỉnh ven biển như: Quảng Ninh, Hải Phòng, Thanh Hóa, Thừa Thiên Huế, Bà Rịa Vũng Tàu, Hồ Chí Minh, Bến Tre, Trà Vinh, Kiên Giang, Sóc Trăng, Bạc Liêu, Cà Mau (Dat, 1999a).

2.1.3 Môi trường sống và cư trú Cua biển Scylla thường sống ở vùng cửa sông, bãi bồi và trong rừng ngập mặn (Hill, 1974; Robertson, 1989; Le Vay, 2001). Ở giai đoạn giống, chúng sống chủ yếu ở bãi bồi, nhưng khi trưởng thành chúng di chuyển và sống trong vùng cửa sông (Le Vay, 2001). Keenan et al. (1998) đã chỉ ra vùng phân bố của 4 loài cua biển. Loài S. serrata phân bố ở các vùng biển và các cánh rừng có độ mặn 34 ‰. Trong khi đó, những loài còn lại thường sống ở những nơi có độ mặn dưới 33 ‰ và có thể di chuyển vào trong vùng cửa sông, nơi có độ mặn biến động lớn theo mùa. Các nghiên cứu khác cho thấy cua biển ít di chuyển, khi thủy triều rút cua trú mình trong bên trong rừng ngập mặn (Moser et al., 2002; Walton et al., 2006a) nhưng khi thủy triều lên cua sẽ rời nơi trú ẩn đi tìm kiếm thức ăn, chúng đi kiếm ăn trên bãi bùn vào chiều tối hoặc sáng sớm (Dat, 1999a; Barnes et al., 2002; Le Vay et al., 2001b).

2.1.4 Vòng đời Cua biển có vòng đời phức tạp, được chia làm bốn giai đoạn: giai đoạn ấu trùng, giai đoạn cua giống (chiều rộng mai dưới 80 mm), giai đoạn tiền trưởng thành (chiều rộng mai 80 mm – 150 mm) và giai đoạn trưởng thành (chiều rộng mai trên 150 mm) (Heasman and Fielder, 1983).

Cua cái trưởng thành giao vĩ trong vùng cửa sông, ngay khi con cái lột xác. Sau đó, cua cái di chuyển ra biển đẻ trứng (Hill, 1975). Trứng đẻ ra được cua cái mang và ấp dưới yếm cho đến khi nở (Brick, 1974; Hill, 1978). Ấu

5

trùng Zoea mới nở sống trôi nổi và phát triển ngoài biển khơi, hầu như không có thông tin về sự phát triển của các giai đoạn ấu trùng trong đại dương. Trải qua nhiều ngày phát triển, khi đến vùng cửa sông thì ấu trùng đã phát triển đến giai đoạn Megalop (Keenan, 1999) và sống bám vào các sinh vật đáy như: tảo đáy, rong và các rễ cây rừng ngập mặn (Brick, 1974; Hill, 1975; Hill, 1979). Cua giống sẽ di chuyển từ vùng dưới triều lên vùng trung hoặc cao triều (Le Vay, 2001) và trải qua 15 – 17 lần lột xác để đạt kích cỡ cua trưởng thành (Robertson and Kruger, 1994).

Vòng đời của cua S. paramamosain ở ĐBSCL được mô tả qua một số nghiên cứu thực tế tại vùng cửa sông Trần Đề, tỉnh Sóc Trăng (Le Vay, 2001; Walton et al., 2006a). Cua chuyển từ giai đoạn sống trôi nổi sang sống ở vùng rìa rừng ngập mặn ở giai đoạn cua con (CW = 0,5 cm). Cua lớn hơn (CW = 1,5 cm) phân bố ở vùng sâu hơn trong rừng ngập mặn nhưng vẫn sống tằng mặt. Khi cua đạt kích cở CW = 4,5 cm, chúng đào hang hoặc sống ở vùng hạ triều, di cư theo con nước triều vào rừng ngập mặn tìm mồi. Cua trưởng thành có CW = 12,5 cm, được đánh bắt ở biển, trong đó cua cái chiếm tỷ lệ 60% và có khoảng 63% cua thành thục. Thời điểm xuất hiện cua con nhiều nhất từ tháng 12 đến tháng 3 hàng năm.

Cua là một loài rất năng động, chúng hoạt động trung bình 13 giờ/ngày và gần như suốt đêm. Quãng đường trung bình mà cua di chuyển một đêm là 460 m, dao động từ 219 đến 910 m. Sự phân bố của cua trong tự nhiên có liên quan đến dòng chảy, trong đó vận tốc nước thích hợp cho sự phân bố của chúng là 0,06 đến 1,6 m/giây (Hyland et al., 1984).

Hình 2.2: Vòng đời cua biển Scylla sp.

6

2.1.5 Đặc điểm sinh sản 2.1.5.1 Sự thành thục của cua biển

Điểm đặc trứng trong thành thục của cua biển so với các loài giáp xác khác là chúng hoàn thành các quá trình sinh lý và sinh trưởng trước khi thành thục. Trong tự nhiên, cua biển thành thục ở độ tuổi 1 – 1,5 năm, với chiều rộng mai (CW) thấp nhất là 83 – 144 mm. Robertson and Kruger (1994) đã báo cáo rằng, Loài S. serrata ở Nam Phi có 50% con cái thành thục khi CW trung bình 123 mm; 50% con đực sinh tinh ở kích cở CW là 92 mm, nhưng con đực bắt cặp sinh sản có CW lớn hơn 115 mm. Cua S. serrata ở Úc thường phát triển càng to và giai giao vĩ ở kích cở CW 140 – 160 mm (Shelley and Lovatelli, 2011). Ghi nhận ở loài cua lửa S. olivacea phân bố ở Thái Lan cho thấy con cái thành thục lần đầu có CW trung bình 9,4 cm (Koolkalya et al., 2006). Ở ĐBSCL, cua cái S. paramamosain thành thục ở CW 10,2 cm (Walton et al., 2006b). Một nghiên cứu khác, Prasad and Neelakantan (1989) nhận thấy cua S. serrata tham gia sinh sản chỉ khi CW đạt từ 120 – 180 mm, và không như con đực, cua cái không bao giờ đạt đến 100% độ thành thục ở bất kỳ kích cỡ nào. Khi cua cái thành thục, chỉ số thành thục con cái (FMI – Female Mature Index) dao động trong khoảng 0,88 – 1 (Poovachiranon, 1992). Ở cua đực S. paramamosain, sự thay đổi đột ngột tỷ lệ chiều cao của càng và chiều rộng carapace (CW) là dấu hiệu thành thục của cua. Đối với cua cái S. paramamosain, hệ số thành thục (GSI) tăng từ 0,04% ở giai đoạn 1 lên 9,8% ở giai đoạn sẵn sàng đẻ trứng, kích cỡ noãn bào tăng từ 15 µm ở giai đoạn 1 lên 190,5 µm khi sẳn sàng đẻ trứng (Phạm Thị Tuyết Ngân và ctv., 2006). 2.1.5.2 Di cư sinh sản Trong quá trình thành thục, cua có xu hướng di cư ra biển. Đặc điểm này đã được ghi nhận trên nhiều loài cua biển ở các vùng phân bố khác nhau. Ở Ấn Độ, qua phân tích tỷ lệ giới tính của cua ở vùng nước lợ và nước ngọt, Prasad (1987) thấy rằng phần trăm con đực và con cái tương đương nhau ở cả hai vùng nước. Tuy nhiên, tỷ lệ con cái, đặc biệt là con cái trưởng thành, giảm đáng kể ở vùng nước lợ tại thời điểm đỉnh cao của mùa sinh sản. Tác giả cho biết cua có trứng chỉ được tìm thấy ở vùng biển Ấn Độ. Hiện tượng này cũng được ghi nhận ở Malaysia (Ong, 1966), Viet Nam (Le Vay et al., 2001; Walton et al., 2006b), cua cái di cư ra biển để đẻ trứng. Theo Hill (1975) sự di cư sinh sản của cua thường theo chu kỳ âm lịch và sự thay đổi của độ mặn. Cua di cư ra biển chủ yếu tìm môi trường thuận lợi cho quá trình sinh sản, ấp trứng và cho sự phát triển của ấu trùng Zoea như nhiệt độ, ánh sáng, độ mặn và nguồn thức ăn cho ấu trùng (Hill, 1975; 1994). Sau khi sinh sản, cua cái quay lại vùng ven biển. Ở đây, chúng có thể thành thục và tiếp tục di cư ra biển 1 lần nữa mà không cần giao phối (Heasman et al., 1985) nhưng số lượng

7

và chất lượng trứng sẽ giảm (Marichamy and Rajapackiam, 2001; Dat, 1999a). Đoạn đường di cư sinh sản của cua cái có thể từ 4 – 6 km, có khi dài đến 65 km (Hyland et al., 1984). Qua một đêm, cua cái có thể di chuyển được 600 m. Những con cua già với CW ≥ 190 mm, hoạt động sinh sản của chúng cũng giảm đi.

Ở ĐBSCL, cua cái thành thục quanh năm và cua cái thành thục thường được tìm thấy ở vùng hạ triều, mùa di cư sinh sản tập trung từ tháng 6 đến tháng 9 (Le Vay et al., 2001; Walton et al., 2006a). Cụ thể tại vùng Rạch Chèo (Phú Tân – Cà Mau), cua con xuất hiện quanh năm. Dựa trên sự thay đổi kích cỡ cua trong tự nhiên qua các tháng trong năm có thể dự đoán có 3 thời điểm cua sinh sản tập trung, đó là tháng 5 – 9, tháng 9 – 10 và tháng 10 – 3. Cua con xuất hiện tại vùng này có kích cỡ nhỏ nhất CW là 0,6 cm, tương đương với một tháng tuổi. Như vậy, nơi đẻ của cua cái có thể xa vùng Rạch Chèo (Trần Ngọc Hải và ctv., 2002). 2.1.5.3 Tập tính bắt cặp, đẻ trứng và ấp trứng Cua biển Scylla hầu như sinh sản quanh năm (Heasman, 1980, Quinn and Kojis, 1987) với các đỉnh sinh sản theo mùa hoặc ở những nơi khác nhau thì thời gian xuất hiện đỉnh sinh sản cũng khác nhau. Những quần thể ở vùng nhiệt đới, đỉnh sinh sản liên quan đến lượng mưa khi thủy triều cao (Heasman et al. 1985). Trong khi đó, ở vùng cận nhiệt đới, đỉnh sinh sản liên quan đến nhiệt độ nước. Cua sinh sản nhiều nhất vào mùa hè khi nhiệt độ nước cao nhất. Ví dụ: Ở Ấn Độ mùa sinh sản là tháng 4 – 6 và tháng 9 – 2 (Marichamy et al., 1991); ở Sri Lanka từ tháng 4 – 5 và tháng 8 – 9 (Jayamanne and Jinadasa, 1991); ở Thái Lan tháng 10 – 2 (Poovachiranon, 1991) và ở Việt Nam từ tháng 12 – 2 (Dat, 1999a).

Trước khi đẻ trứng, cua đực và cua cái bắt cặp với nhau. Hill (1975) thấy rằng khi giao vĩ, cua đực thường lớn hơn cua cái. Tuy nhiên, Ong (1966) đã thành công trong việc cho cua đực và cua cái có cùng kích cỡ bắt cặp với nhau. Hiện tượng bắt cặp không có liên quan đến giai đoạn phát triển của buồng trứng và nó xảy ra ngay sau khi con cái lột xác tiền giao vĩ, chúng hấp dẫn con đực bằng cách tiết ra pheromone. Trước khi giao vỹ, cua đực bám theo cua cái bắt cặp 3 – 4 ngày, sau đó cua cái lột xác và cua bắt đầu giao vĩ. Quá trình lột xác và bắt cặp giao vĩ có thể kéo dài từ 7 đến 12 giờ (Hai, 1997). Trong tự nhiên, 95% cua cái cứng vỏ đều đã bắt cặp với cua đực và mang túi tinh (Shelley and Lovatelli, 2011).

Cua cái sau khi đẻ có thể thành thục và đẻ lại 2 – 3 lần mà không cần giao vĩ, nhưng số trứng của các lần sinh sản thứ hai, ba bị giảm (Ong, 1966; Hai, 1997; Trần Ngọc Hải và ctv., 2002). Qua giao vĩ, túi tinh của con đực sẽ được chuyển vào và giữ lại ở túi chứa tinh của con cái và nó có thể thụ tinh

8

cho hai lần đẻ trở lên trước khi con cái lột xác lại. Sauk hi đẻ, trứng được chuyển xuống bụng (yếm) của con cái và ấp ở đó. Trong quá trình phát triển phôi, trứng thụ tinh sẽ chuyển màu từ màu cam sang màu xám đến đen nâu, thể hiện noãn hoàng được sử dụng dần và điểm mắt của phôi xuất hiện với màu đen (Ong, 1966; Hai, 1997). Sức sinh sản của cua biển khác nhau tùy loài và kích cỡ. Ở loài S. serrata, con cái trứng có kích cỡ CW 90 – 140 mm có sức sinh sản thường dao động từ 52.025 đến 2.022.500 trứng (Prasad and Neelakantan, 1989) hay có thể lên đến 6.000.000 trứng (Shelley and Lovatelli, 2011). Ở cua sen (S. paramamosain) của ĐBSCL, cua cái mang trứng từ 300.000 đến 3.000.000 trứng (Lâm Tâm Nguyên, 2010). 2.1.5.4 Sự phát triển của các giai đoạn ấu trùng

Qua mỗi giai đoạn lột xác và phát triển, ấu trùng cua có sự thay đổi cơ bản về hình thành cuống mắt, số lông tơ của chân hàm, các gai, số đốt bụng… Các giai đoạn ấu trùng cua biển (Scylla sp.) có thể được phân biệt theo mô tả chi tiết ở Bảng 2.1.

Đặc điểm phân biệt quan trọng

Các loài cua biển Scylla sp. đều trải qua các giai đoạn phát triển ấu trùng giống nhau, nhưng chúng khác nhau về kích thước trứng, thời gian nở và kích thước ấu trùng. Ates et al (2012), đã tiến hành so sánh giữa 3 loài cua S. olivacea, S. serrata, S. paramamosain, kết quả cho thấy loài S. serrata có kích cỡ trứng lớn hơn, thời gian ấp trứng dài hơn và ấu trùng Zoea lớn hơn so với hai loài còn lại, kết quả cũng cho thấy loài S. olivacea có thời gian ấp trứng ngắn nhất. Bảng 2.1: Các giai đoạn của ấu trùng cua biển (Scylla sp.) (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2004) Kích Giai thước đoạn trung bình (mm) 1,65

Khoảng thời gian sau khi nở (ngày) 0 – 3

Zoea1

3 – 6

2,18

Zoea2

6 – 8

2,70

Zoea3

8 – 11

3,54

Zoea4

Mắt chưa có cuống. Chân hàm I và II đều mang 4 lông lơ trên nhánh ngoài. Có 5 đốt bụng Mắt có cuống. Nhánh ngoài của chân hàm I và II mang 6 lông tơ. Có 5 đốt bụng. Nhánh ngoài của chân hàm I mang 8 lông tơ, chân hàm II mang 9 lông tơ. Có 6 đốt bụng. Gai bên của đốt bụng 3-5 dài hơn Nhánh ngoài của chân hàm I mang 10 lông tơ, của chân hàm II mang 10 lông dài, 1-2 lông

9

10 – 16

4,50

Zoea5

megalop 15 – 23

4,01

23 – 30

Cua1

ngắn. Mầm chân bụng xuất hiện trên các đốt bụng 2-6. Nhánh ngoài của chân hàm I mang 11 lông dài, 1-4 lông ngắn, nhánh ngoài của chân hàm II mang 12 lông dài và 2-3 lông ngắn. Chân bụng trên đốt bụng 2-6 rất phát triển, nhánh ngoài của chân bụng có thể mang 1-2 lông tơ. Mất gai lưng. Gai trán rất ngắn. Mắt to. Telson không còn chẻ 2 mà dạng bầu và có nhiều lông trên chân đuôi. Chân bụng rất phát triển và có nhiều lông trên các nhánh. Ấu trùng mang 2 càng. Cua có hình dạng như cua trưởng thành, mặc dù carapace hơi tròn.

2 – 3 CW

2.1.6 Đặc điểm sinh trưởng 2.1.6.1. Lột xác và tái sinh

Như các loài giáp xác khác, loài Scylla sp. cũng lột xác và tăng trưởng trong suốt vòng đời. Trong giai đoạn đầu lột xác, cua biển thường kiếm những nơi bụi rậm hoặc bịt kín hang lại để tránh kẻ thù. Cua biển tăng trưởng không liên tục. Sau mỗi lần lột xác, khối lượng cua tăng từ 20 – 50%, chiều rộng Carapace tăng từ 3 – 44% (Nguyễn Cơ Thạch, 1998). Khối lượng của cua có thể tăng từ 1 – 4 g/ngày tùy theo loài và kích cỡ cua. Cua đực tăng trưởng nhanh hơn cua cái (Triño et al., 1999; Christensen et al., 2004). Thời gian giữa các lần lột xác thay đổi theo từng giai đoạn. Ấu trùng có thể lột xác trong vòng 2 – 3 ngày hoặc 3 – 5 ngày/lần đối với giai đoạn Zoea và 7 – 8 ngày đối với giai đoạn megalop. Cua lớn lột xác chậm hơn, nửa tháng hay một tháng một lần. Tốc độ tăng trưởng giảm dần theo độ tuổi của cua, thể hiện thành đường cong tăng trưởng. Sự lột xác của cua có thể bị tác động bởi 3 loại kích thích tố: kích thích tố ức chế lột xác, kích thích tố thúc đẩy lột xác và kích thích tố điều khiển hút nước lột xác (Ong, 1966; Warner, 1977).

Sinh trưởng của cua còn thể hiện ở sự thay đổi dạng cơ thể, do sự khác nhau về tốc độ tằng trưởng tương đối giữa các phần của cơ thể. Tăng trưởng của một bộ phận nào đó (y) thường được so sánh với tăng trưởng CW (x). Mối quan hệ này có thể có dạng hàm mũ y = bxa với số mũ a là hệ số thể hiện sự khác nhau về tốc độ tăng trưởng x và y. Giá trị a<1 gọi là tăng trưởng dương không đều, y tăng nhanh hơn so với x; ngược lại a>1 gọi là tăng trưởng âm không đều (Warner, 1977). Kết quả nghiên cứu trên cua sen (S. paramamosain) phân bố ở vùng Rạch Chèo (Cà Mau) cho thấy mối quan hệ giữa khối lượng và chiều rộng Carapace thể hiện qua phương trình y =

10

0,3077x2,7 và giữa chiều rộng và chiều dài = 1,4226x-0,1324 (Trần Ngọc Hải và ctv., 2002). Sự thay đổi hình dạng cơ thể còn liên quan đến sự thành thục. Trước khi thành thục, đôi càng của cua đực và chiều rộng bụng của cua tăng trưởng không đều. Đặc biệt trong quá trình lột xác cua có thể tái sinh lại những phần cơ thể đã mất như chân, càng…Khối lượng cua tăng còn nhờ những phần cơ thể tái sinh. Cua thiếu phụ bộ hay phụ bộ bị tổn thương thường có khuynh hướng lột xác sớm hơn (Warner, 1977). 2.1.6.2. Các giai đoạn của quá trình lột xác

Một chu kỳ lột xác của cua biển trải qua 5 giai đoạn (Warner, 1977). Giai đoạn A: giai đoạn vừa lột xác có 2 giai đoạn phụ Giai đoạn A1: ngay sau khi lột xác cua không thể cử động, vỏ rất mềm.

Cơ thể hấp thu nước và sự khoáng hóa vỏ ngoài bắt đầu. Giai đoạn A2: vỏ vẫn mềm nhưng cua có thể cử động. Hàm lượng nước trong cơ thể ổn định, khoảng 86%. Sự tích tụ lớp vỏ trong và sự khoáng hóa bắt đầu.

Giai đoạn B: giai đoạn sau lột xác, có 2 giai đoạn phụ Giai đoạn B1, lớp vỏ ngoài bắt đầu biến dạng nhưng chưa nứt. Sau đó, giai đoạn B2, nhiều phần của vỏ ngoài trở nên cứng hơn. Cua bắt đầu bắt mồi. Giai đoạn C: giai đoạn giữa chu kỳ lột xác, có 4 giai đoạn phụ C1: mai gần cứng hoàn toàn, các phụ bộ và chân bò linh hoạt. Đây là

thời kỳ chính của sự tăng trưởng các mô.

C2: mai cứng hoàn toàn. Các phụ bộ và chân bò ít linh hoạt và có thể

gảy nếu bị uống cong. Cua tiếp tục tăng trưởng.

C3: vỏ cứng hoàn toàn, sự khoáng hóa lớp vỏ trong vẫn tiếp tục. Một

lớp màng bên trong dần hình thành cuối giai đoạn này.

C4: lớp vỏ ngoài hoàn tất. Lớp màng bên trong được điều chỉnh bằng việc nức và nhấc một phần mai ra ngoài hoặc vỡ lớp vỏ ở các ngón chân bò. Sự tăng trưởng kết thúc và vật chất dinh dưỡng được tích lũy. Hàm lượng nước trong cơ thể chiếm khoảng 61%.

Giai đoạn D: tiền lột xác, có 4 giai đoạn phụ D1: lớp biểu bì tách khỏi lớp màng và tiết ra một lớp mô sừng ngoài. Các gai mới hình thành bên trong gai cũ, chúng rất mềm và có thể thấy khi các ngón chân bò bị bẻ gãy. Các chất tích lũy được tập hợp lại và glycogen hình thành trong mô biểu bì.

D2: bắt đầu tiết lớp vỏ mới. Các gai mới trở nên cứng hơn. Lớp màng ngoài củ thoái hóa thành lớp gelatin. Quá trình tái hấp thu vỏ củ bắt đầu. Cua giảm hoạt động và ngưng bắt mồi.

11

D3: giai đoạn này chủ yếu diễn ra quá trình tái hấp thu lớp vỏ cũ. Tại

một số vị trí trên lưng có những đường nứt lớn.

D4: quá trình tái hấp thu hoàn tất. Lớp vỏ cũ tách ra dọc theo đường

nứt, quá trình hấp thu nước bắt đầu. Giai đoạn E: lột xác Cua rút khỏi lớp vỏ cũ và nhanh chóng hấp thu nước.

2.1.6.3. Các yếu tố điều khiển quá trình lột xác

Chu kỳ lột xác chịu ảnh hưởng bởi hormon và do hệ thần kinh điều khiển theo những biến đổi của điều kiện môi trường bên trong và bên ngoài. Cơ quan X- tế bào thần kinh nằm ở cuống mắt tiết ra hormone ức chế sự lột xác. Khi loại bỏ cuống mắt cùng với cơ quan X, sự lột xác sẽ bắt đầu. Hormon tiết ra từ cơ quan X sẽ tác động lên cơ quan Y – nằm ở phần trước cơ thể, ngay dưới vùng mang. Cơ quan Y tiết ra hormon kích thích sự lột xác, khởi đầu giai đoạn D. Như vậy, cơ quan X và Y điều khiển quá trình chuyển giai đoạn quan trọng từ C4 sang D trong chu kỳ lột xác (Warner, 1977). Sự tiết hormon của cơ quan X do hệ thần kinh điều khiển và nó thể hiện mối quan hệ giữa chu kỳ lột xác với yếu tố môi trường bên trong và bên ngoài. Cơ quan X sẽ ngừng tiết hormon khi chất dinh dưỡng được tích lũy đầy đủ, khi cua không làm nhiệm vụ sinh sản và khi môi trường bên ngoài thuận lợi. Khi môi trường bên ngoài bất lợi như cường độ chiếu sáng không thay đổi, nhiệt độ thấp hay mật độ cua cao thì hormon X được tiết ra, ức chế quá trình lột xác (Warner, 1977).

Ngoài sự điều khiển của hormon, các yếu tố môi trường bên ngoài như nhiệt độ, độ mặn, pH, thức ăn, ánh sáng…cũng ảnh hưởng đến sự lột xác và do đó ảnh hưởng đến tỷ lệ sống của cua. Một số nghiên cứu cho thấy ở loài S. serrata, nhiệt độ ảnh hưởng đến sự lột xác và tỷ lệ sống của cua con nhiều hơn ảnh hưởng của độ mặn trong khoảng 5 – 40‰ (Baylon, 2010; Ruscoe et al., 2004). Nhiệt độ tốt nhất cho chu kỳ lột xác ngắn và tỷ lệ sống cao trong khoảng từ 25 đến 32oC (Gong et al., 2015b; Ruscoe et al., 2004). Ngoài ra, khi cua con C1 bị bỏ đói 48 giờ, chúng lột xác không thành công và bị chết (Gong et al., 2015b). 2.1.6.4. Tuổi thọ và kích thước tối đa của cua Tuổi thọ trung bình của cua từ 2 – 4 năm. Kích thước (chiều rộng mai) tối đa của cua biển có thể từ 19 – 28 cm với khối lượng từ 1 – 3 kg/con đối với cua S. serrata. Thông thường trong tự nhiên cua có kích cỡ trong khoảng 7,5 – 10,5 cm. Với kích thước tương đương nhau về chiều dài hay chiều rộng Carapace thì cua đực nặng hơn cua cái (Angell, 1992). Cua đực tăng trưởng nhanh hơn cua cái (Triño et al. 1999; Christensen et al. 2004). Cua thành thục sinh dục khi chiều rộng carapace dao động từ 83-144 mm, nhưng kích thước đạt thành thục sinh dục cũng khác nhau giữa cua đực và cua cái (Hill, 1975,

12

Heasman et al., 1985), giữa các loài hoặc giữa những cá thể cùng loài nhưng sống ở những vĩ độ khác nhau (Quinn and Kojis, 1987; Roberston and Kruger, 1994). Theo nghiên cứu của Le Vay et al (2007) trên loài cua S. paramamosain ở ĐBSCL thì kích thước tối đa của loài này là 15 cm. Trong điều kiện tự nhiên cua sẽ đạt kích cỡ thành thục 10,2 cm (Walton et al., 2006a) sau 160 ngày từ giai đoạn cua con có kích thước 20 – 60 mm.

2.1.7 Đặc điểm dinh dưỡng Cua biển Scylla sp. là loài giáp xác ăn tạp. Giai đoạn hậu ấu trùng chúng ăn tôm, giáp xác nhỏ, cá và động vật không xương sống khác (Joel and Sanjeevaraj, 1986). Cua lớn ăn động vật thân mềm và giáp xác ở đáy (Hill, 1979; Paterson and Whitfield, 1997). Bên cạnh đó, chúng có thể ăn thực vật thủy sinh (Hill, 1979), tảo sợi (Williams and Primavera, 2001), mùn bã hữu cơ (Hill, 1979) và bắp nấu chín (Rodríguez et al., 2003). Chúng có thể tiêu hóa tốt carbohydrat như: bột ngô, bột đậu nành và cám gạo (Catacutan et al. 2003). Mặc dù cua biển là loài động vật ăn tạp, nhưng nhu cầu đạm và lipid của chúng là khá cao. Tăng trưởng của cua tăng lên rõ rệt, khi cho ăn với khẩu phần thức ăn 12% lipid và protein dao động 32 - 48% (Catacutan, 2002; Triño and Rodriguez, 2002). Trong điều kiện thiếu thức ăn, cua có thể nhịn đói từ 10 – 15 ngày (Hill, 1978). Độ mặn và nhiệt độ cũng ảnh hưởng đến tập tính ăn của cua biển. Cua biển S. serrata có tốc độ ăn tối đa khi nhiệt độ khoảng 25oC, khi nhiệt độ giảm xuống 20oC thì cua giảm ăn và hoạt động cũng giảm (Hill, 1980).

2.2 Sản xuất giống cua biển

2.2.1 Lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ Cua mẹ dùng trong nuôi vỗ có nguồn gốc từ tự nhiên (Mann et al., 1999a) hoặc từ các ao nuôi (Millamena and Quinitio, 2000). Alava et al (2007) báo cáo rằng, hàm lượng lipid trong gạch cua nuôi cao hơn trong cua đánh bắt ngoài tự nhiên, đặc biệt là hàm lượng ARA (20:4n-6), EPA (20:5n-3) và DHA (22:6n-3), điều này rất quan trọng cho việc hình thành phôi và sức khỏe của ấu trùng sau này. Do đó, vấn đề lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ cũng cần xem xét kỹ. Cua mẹ có thể được mua trực tiếp từ các hộ dân (Dat, 1999a; Marichamy and Rajapackiam, 2001) hoặc thông qua thương lái (Dat, 1999a; Quinitio et al., 2001). Trong tự nhiên con cái giao phối và giữ túi tinh trong cơ thể, ngay khi chúng lột xác trưởng thành (Robertson and Kruger, 1994). Trong lúc đẻ trứng cua cái tự thụ tinh nhờ túi tinh trong cơ thể (Nghia et al., 2001a). Do đó, trong nuôi vỗ, không cần sử dụng cua đực (Robertson and Kruger, 1994; Nghia et al., 2001a). Kích thước cua mẹ cũng ảnh hưởng đến sức sinh sản và tỷ lệ sinh sản (Millamena and Bangcaya, 2001).

13

2.2.2 Hệ thống nuôi vỗ Cua biển thường sống ở vùng cửa sông có độ đục cao (Hill, 1978; Dat, 1999a; Barnes et al., 2002). Do đó, bể nuôi vỗ nên che tối hoàn toàn (Williams et al., 1998; Mann et al., 1999a; Quinitio et al., 2001; Nghia et al., 2001a). Trong nuôi vỗ, cua mẹ đươc nuôi riêng từng con trong thùng nhựa, có thể tích từ 60 - 300 L, với chiều cao mực nước từ 25 -150 cm (Dat, 1999b; Mann et al., 1999a; Millamena and Quinitio, 2000), giá thể cũng được cho vào bể nuôi vỗ để cua vùi mình và tránh hiện tượng ăn nhau (Millamena and Quinitio, 2000; Millamena and Bangcaya, 2001; Djunaidah et al., 2003; Hamasaki, 2002). Giá thể phải sạch và dễ dàng tháo bỏ khi vệ sinh bể nuôi (Davis et al., 2004). Giá thể cát thường được dùng làm nền đáy trong nuôi vỗ cua mẹ (Churchill, 2003). Chúng được trải đều trên toàn bề mặt đáy bể (Williams et al., 1998; Millamena and Quinitio, 2000) hoặc một phần của bể nuôi (Mann et al., 1999a). Người nuôi thường đặt một khay nhựa có diện tích 50 x 80 mm vào trong bể nuôi và khay được trải một lớp cát dày 200 mm (Baylon et al., 2001; Djunaidah et al., 2001b; Millamena and Bangcaya, 2001), biện pháp này giúp cho người nuôi dễ dàng vệ sinh nền đáy mà không gây sốc cua mẹ (Mann et al., 1999a; Djunaidah et al., 2001b). Cua cái thành thục tốt có thể đẻ trong ao, đăng quầng, trên bể (Davis et al., 2004). Với hình thức nuôi vỗ trên bể, cua mẹ có thể nuôi trong hệ thống tuần hoàn (Marichamy and Rajapackiam, 2001; Millamena and Bangcaya, 2001), trong hệ thống nước chảy tràn (Quinitio et al., 2001; Hamasaki, 2002) hoặc hệ thống hở, thay nước một phần hàng ngày (Mann et al., 1999a; 1999b; Millamena and Quinitio, 2000; Baylon et al., 2001; Millamena and Bangcaya, 2001). Nước biển có độ mặn từ 30 – 35 ‰, được sử dụng cho nuôi vỗ cua mẹ và ương ấu trùng loài S. serrata (Mann et al., 1999a). Nước có độ mặn từ 20 – 25 ‰ được sử dụng cho nuôi vỗ cua mẹ và ương ấu trùng loài S. tranquebarica, S. olivacea và S. paramamosain (Davis et al., 2003). Tuy nhiên, nước biển vẫn được sử dụng cho đẻ và ương ấu trùng cho cả 4 loài cua Scylla sp.

2.2.3. Khẩu phần ăn và chế độ cho ăn Trong thời gian nuôi vỗ, cua mẹ được cho ăn thức ăn tươi sống hoặc thức ăn đông lạnh như: tôm, cá, mực, nhuyễn thể, ốc…(Dat, 1999a; Mann et al., 1999a; Millamena and Bangcaya, 2001; Quinitio et al., 2001; Hamasaki, 2002). Sinh khối Artemia giàu hóa cũng được sử dụng làm thức ăn cho cua mẹ (Djunaidah et al., 2003). Cua biển ăn thức ăn tươi hoặc thức ăn đông lạnh, có tỷ lệ đẻ cao hơn khi chúng ăn thức ăn công nghiệp (Millamena and Quinitio, 2000; Millamena and Bangcaya, 2001; Djunaidah et al., 2003; Phạm Thị

14

Tuyết Ngân và ctv., 2005). Hơn nữa, khi cua mẹ nuôi vỗ được cho ăn thức ăn tươi sống thì hàm lượng amino acid trong buồng trứng rất cao, hàm lượng amino acid này có ảnh hưởng lớn đến tỷ lệ thụ tinh và sức khỏe của ấu trùng Zoea sau này (Peñaflorida, 2004). Trong thời gian nuôi vỗ, do cua được cho ăn chủ yếu bằng thức ăn tươi sống, nên dễ gây dơ nước (Trần Ngọc Hải, 2017). Do đó, cua nuôi vỗ nên cho ăn từ 3 - 5% khối lượng thân (Dat, 1999b), 6 - 10% (Millamena and Bangcaya, 2001) hoặc 20 % khối lượng thân/ngày (Baylon and Failaman, 2001) hoặc cho ăn theo nhu cầu (Mann et al., 1999a; Williams et al., 1999). Do tập tính ăn đêm (Hill, 1978; Barnes et al., 2002) nên chỉ cho cua ăn 2 lần/đêm (Dat, 1999a) hoặc 3 lần/đêm (Millamena and Bangcaya, 2001). Trước khi cho ăn cần quan sát lượng thức ăn trong bể để điều chỉnh thức ăn cho cử tiếp theo, nhằm tránh thức ăn thừa làm ô nhiễm nguồn nước (Davis et al., 2004).

2.2.4 Sinh sản Cua thích nghi tốt với điều kiện sinh sản nhân tạo và đẻ trứng trong điều kiện nuôi nhốt. Hơn 85% cua tự nhiên tham gia sinh sản sau 5 – 40 ngày nuôi vỗ trong bể (Williams et al., 1998; Mann et al., 1999a; Davis et al., 2003). Cắt mắt giúp kích thích cua thành thục nhanh và rút ngắn thời gian tham gia sinh sản (Djunaidah et al., 1998; Dat, 1999b; Mann et al., 1999a; Millamena and Quinitio, 2000; Baylon et al., 2001; Baylon and Failaman, 2001; Marichamy and Rajapackiam, 2001; Nghia et al., 2001a; Quinitio et al., 2001). Mann et al (1999a) báo cáo rằng, cua cắt mắt đẻ trứng lớn hơn và ấu trùng nở tốt hơn cua không cắt mắt. Trong khi đó, Mann et al (1999a) báo cáo, cua cắt mắt đẻ trứng có tỷ lệ thụ tinh và nở thấp hơn cua không cắt mắt. Tuy nhiên, viêc cắt mắt cua trong nuôi vỗ sẽ giúp cua sinh sản quanh năm. Trong khi ngoài tự nhiên chúng chỉ sinh sản theo mùa (Mann et al., 1999a; Nghia et al., 2001a; Marichamy and Rajapackiam, 2001; Hamasaki, 2002; Davis et al., 2003). Sau khi giao vĩ, cua mẹ có thể đẻ liên tục 3 lần (Dat, 1999a; Marichamy and Rajapackiam, 2001; Quinitio et al., 2001) mà sản lượng trứng và tỷ lệ thụ tinh vẫn không thay đổi (Millamena and Quinitio, 2000). Tuy nhiên, theo Dat (1999b) thì sản lượng trứng và chất lượng ấu trùng giảm đáng kể sau lần đẻ thứ nhất. Sản lượng trứng không những phụ thuộc vào kích cỡ cua mẹ mà còn phụ thuộc vào chế độ dinh dưỡng của cua nuôi (Millamena and Bangcaya, 2001). Cua nuôi vỗ có sức sinh sản và tỷ lệ thụ tinh cao hơn cua ngoài tự nhiên khi chúng được cung cấp đầy đủ dinh dưỡng (Millamena and Bangcaya, 2001; Quinitio et al., 2001).

2.2.5 Ấp nở

15

Sau khi đẻ trứng, cua được chuyển sang bể ấp. Bể ấp có thể là xô nhựa 60 L, 100 L hoặc bể lớn có thể tích từ 300 – 500 L (Mann et al., 1999a; Millamena and Quinitio, 2000; Millamena and Bangcaya, 2001; Hamasaki, 2002) hoặc 1000 L (Williams et al., 1998). Tuy nhiên, Thể tích bể ấp nhỏ, những trứng bị nhiễm bệnh không được loại bỏ, nếu không loại sẽ dễ dàng lây nhiễm sang những trứng còn lại (Dat, 1999b; Churchill, 2003; Davis et al., 2003b). Nước được khử trùng bằng tia cực tím trước khi đưa vào bể ấp. Nước trong bể ấp được chảy tràn mỗi ngày hoặc được lọc tuần hoàn (Williams et al., 1998; Mann et al., 1999a; Hamasaki, 2002).

Nhiệt độ nước có ảnh hưởng lớn đến quá trình phát triển phôi của trứng cua biển. Nhiệt độ nước dưới 18oC phôi sẽ phát triển chậm hoặc không phát triển (Heasman and Fielder, 1983; Hamasaki, 2002). Phôi phát triển tốt khi nhiệt độ nước từ 20 – 30 oC (Mann et al., 1999a; Millamena and Bangcaya, 2001; Davis et al., 2003b). Tuy nhiên, trứng cua phát triển bình thường trong khoảng nhiệt độ từ 20 – 30 oC, nhưng nhiệt độ trong khoảng 26 – 30 oC thì thích hợp cho trứng phát triển (Li et al., 1999; Mann et al., 1999a; Quinitio et al., 2001). Thời gian ấp phụ thuộc vào nhiệt độ nước, tùy theo nhiệt độ mà trứng nở từ 9 - 12 ngày sau khi đẻ (Dat, 1999b; Baylon and Failaman, 2001; Quinitio et al., 2001). Ngoài ra, thời gian nở có thể được dự đoán bằng nhịp tim, điểm mắt hoặc đường kính trứng (Mann et al., 1999b; Nghia et al., 2001a). Trứng thường nở vào buổi sáng (Hai et al., 2001; Hamasaki, 2002). Cua mẹ được chăm sóc đến khi trứng chuyển sang màu đen thì được chuyển sang bể nuôi riêng và cua mẹ sẽ nở 1 – 2 ngày sau đó. (Hamasaki, 2002; Mann et al., 1999a). Bể cho nở có độ mặn dao động từ 30 – 35 ‰, có thể tích 500 L để giảm hiện tượng nước ô nhiễm trong quá trình nở. Thông thường có khoảng vài trăm đến vài ngàn ấu trùng nở vào ban đêm, trước khi nở chính một ngày. Số trứng còn lại sẽ nở khoảng 10 phút vào ngày hôm sau (Dat, 1999b; Mann et al., 1999a; Hai et al., 2001).

2.2.6 Ương ấu trùng Zoea 2.2.6.1 Lựa chọn ấu trùng Cua mẹ được vớt ra khỏi bể cho nở sau khi thảy hết trứng. Ấu trùng khỏe mạnh, hướng quan tốt sẽ di chuyển lên tầng mặt. Những ấu trùng yếu sẽ chìm xuống đáy bể. Ấu trùng khỏe mạnh được dùng để ương. Do đó, thời gian thu ấu trùng cũng cần phải cân nhắc. Bởi vì, mầm bệnh từ vỏ trứng có thể lây sang ấu trùng (Hamasaki and Hatai, 1993a). Ngoài ra, sau 1 giờ nở, mật độ vi khuẩn cũng tăng lên nhanh chóng trong bể nở (Mann et al., 1999b). Vì vậy, tốt nhất nên vớt ấu trùng ra khỏi bể nở sau khi nở khoảng 10 – 15 phút. Ngoài ra,

16

ấu trùng trước khi bố trí cũng nên tắm qua formol (200 µL/L) hoặc nước biển sạch để loại bớt mầm bệnh trên ấu trùng (Mann et al., 1999b).

2.2.6.2 Nước ương ấu trùng Chất lượng nước có ý nghĩa rất quan trọng trong ương ấu trùng cua biển. Do đó, nước dùng để ương ấu trùng phải sạch, không có vật chất hữu cơ lơ lững, không có vi khuẩn, ký sinh trùng và địch hại cho ấu trùng. Vì vậy, có nhiều quy trình xử lý nước trước khi cấp vào bể ương ấu trùng như: nước được lọc qua túi lọc 1 µm, xử lý chlorine trong 24 h và trung hòa lại bằng Natri thiosulfat (Parado-Estepa and Quinitio, 1998; Williams et al., 1998; Mann et al., 1999b; Williams et al., 1999; Quinitio et al., 2001), xử lý bằng ozon (Baylon and Failaman, 1999) hoặc nước được lọc qua than hoạt tính và xử lý bằng tia UV (Dat, 1999b). Nước nên được cấp vào bể, trước khi ương 1 ngày (Parado-Estepa and Quinitio, 1998; Mann et al., 1999b). Mann (1999b) đã báo cáo, tỷ lệ sống của megalop tăng lên đáng kể khi tảo được cấp vào bể, trước khi ương ấu trùng 1 ngày.

2.2.6.3 Nhiệt độ

Ấu trùng phát triển bình thường khi nhiệt độ trong khoảng 25 – 30oC nhưng nhiệt trong khoảng 29 – 30oC sẽ rút ngắn thời gian lột xác và biến thái của ấu trùng (Dat, 1999b; Li et al., 1999; Quinitio et al., 1999; Quinitio et al., 2001; Nurdiani and Zeng, 2007; Qiao et al., 2010). Nhiệt độ nước bể ương trên 32oC tỷ lệ sống sẽ giảm đáng kể sau mỗi lần lột xác (Qiao et al., 2010). Nhiệt độ cao hơn 35oC thì tất cả Zoea5 chết khi biến thái qua Megalop (Hamasaki, 2003).

2.2.6.4 Độ mặn

Độ mặn trong khoảng 30 - 35 ‰ thường được dùng để ương ấu trùng cua Scylla từ giai đoạn Zoea1 – Zoea4 (Djunaidah et al., 1998; Quinitio et al., 2001). Tuy nhiên ở nhật, độ mặn 25 ‰ được dùng ương loài S. tranquebarica nhằm hạn chế nấm gây bệnh cho ấu trùng (Davis et al., 2003a). Dat (1999b) đã báo cáo, chỉ số biến thái từ Zoea5 qua Megalop được cải thiện đáng kể khi giai đoạn Zoea5 độ mặn giảm từ 30 ‰ xuống 25 ‰. Tương tự, hạ độ mặn từ 25 ‰ xuống 20 ‰ đối với loài S. tranquebarica, từ 30 ‰ xuống 20 ‰ cho loài S. olivacea (Quinitio et al., 2001). Nhưng giảm độ mặn ở loài S. serrata không cải thiện chỉ số biến thái từ Zoea5 sang Megalop (Davis et al., 2003).

2.2.6.5 Ánh sáng

Giai đoạn Zoea1 – Zoea2, ấu trùng cua biển hướng quan mạnh. Do đó, cần duy trì ánh sáng để ấu trùng không bị lắng đáy. Hơn nữa, ánh sáng có ảnh hưởng lớn đến bắt mồi của ấu trùng, đặc biệt là giai đoạn Zoea3 đến Megalop.

17

Vì vậy, trong thời gian ương nên duy trì cường độ ánh sáng cho bể ương từ 1800 – 4000 lux/m2 (Mann et al., 2001 được trích dẫn bởi Davis et al., 2004). Qiao et al. (2010) đã báo cáo, khả năng bắt mồi và tiêu hóa thức ăn của ấu trùng tăng, khi bể ương được chiếu sáng từ 1000 – 6000 lux nhưng khi cường độ ánh sáng dưới 1000 lux thì tỷ lệ sống của ấu trùng sẽ thấp. Tuy nhu cầu ánh sáng của ấu trùng khá cao nhưng ấu trùng vẫn cần thời gian che tối (Djunaidah et al., 1998). Tỷ lệ sống của ấu trùng không bị ảnh hưởng khi bể không được chiếu sáng từ 12 – 18 giờ (Nghia et al., 2001b). Trong quá trình ương, bể ương nên duy trì ít nhất 12 giờ chiếu sáng (Quinitio et al., 2001).

2.2.6.6 Bể ương

Bể dùng để ương ấu trùng có rất nhiều loại như: bể có đáy hình chóp được làm từ composite hoặc nhựa nhằm phân tán đều ấu trùng và thức ăn trong bể ương. Tuy nhiên, hiện nay do quá trình chuyển đổi đối tượng sản xuất giữa tôm biển và cua biển nên bể xi măng từ các trại ương tôm biển cũng được sử dụng để ương ấu trùng cua biển (Trần Ngọc Hải, 2017). Bể ương ấu trùng cua biển có thể tích dao động từ 0,5 m3 đến 200 m3 (Dat, 1999b; Williams et al., 1999; Millamena and Bangcaya, 2001; Quinitio et al., 2001; Hamasaki et al., 2002). Màu sắc bể ương cũng có ảnh hưởng lớn đến bắt mồi và tỷ lệ sống của ấu trùng. Ấu trùng sẽ tăng khả năng bắt mồi, tiêu thụ nhiều thức ăn, lột xác đồng đều, có thời gian biến thái nhanh và tỷ lệ sống cao hơn khi chúng được ương trong những bể có màu nền tối như: màu nâu và màu đen (Rabbani and Zeng, 2005)

2.2.6.7 Thay nước và xiphon Trong mô hình nước trong hở, nước được thay từ 50 – 85% thể tích nước bể ương/ngày hoặc thông qua hệ thống tuần hoàn (Nghia et al., 2001b). Trong mô hình nước xanh, nước sẽ không được thay trong 3 ngày đầu. Sau đó, nước sạch được cấp thêm từ 10 – 20% cho giai đoạn Zoea2 – Zoea3, từ 40 – 50% cho giai đoạn Zoea4 – Megalop (Mann et al., 1999b; Quinitio et al., 2001). Ở Nhật Bản, ấu trùng S. serrata được ương trong bể có thể tích lớn hơn 10 m3. Nước xanh được cấp khoảng 20 – 25% thể tích bể ở giai đoạn Zoea1. Sau đó, cấp đầy bể bẳng nước biển ở giai đoạn Zoea2 – Zoea3 và nước được thay bằng hình thức chảy tràn từ Zoea4 – Megalop (Hamasaki et al., 2002).

Xác ấu trùng chết và thức ăn thừa được loại bỏ hàng ngày bằng xiphon đáy (Quinitio et al., 2001; Baylon and Failaman, 2001). Để hạn chế thất thoát ấu trùng qua xiphon, màng lọc sinh học đã được lắp vào bể trong suốt thời gian ương. Williams et al. (1998), đã thu được tỷ lệ sống qua Cua1 cao khi màng lọc sinh học được vệ sinh hàng ngày.

18

loài

2.2.6.8 Thức ăn và giàu hóa thức ăn Sau khi chuyển qua bể ương, ấu trùng được cho ăn càng sớm càng tốt. Bởi vì, enzym protease trong ấu trùng có khả năng tiêu hóa tốt thức ăn khi ấu trùng mới nở (Li et al., 1999). Brick (1974) cho rằng, ấu trùng ăn tảo khi chúng bơi lội trong cột nước. Tuy nhiên, nếu chỉ cho ấu trùng ăn bằng tảo mà không cho ăn phiêu sinh động vật thì ấu trùng Zoea1 không thể lột xác qua Zoea2. Một số tảo như: Tetraselmis, Skeletonema, Chlorella, Nannochloropsis, Chaetoceros và Isochrysis được thêm vào bể trong suốt thời gian ương với mật độ từ 5 x 104 đến 5 x 105 tế bào/mL (Djunaidah et al., 1998; Dat, 1999b; Mann et al., 1999b; Williams et al., 1999; Zeng and Li, 1999; Quinitio et al., 2001). Hai loài tảo N. oculata và I. galbana rất giàu HUFA cũng được thêm vào bể ương để giàu hóa luân trùng và Artemia. Tuy nhiên, ảnh hưởng của tảo lên tỷ lệ sống và tăng trưởng của ấu trùng không rõ ràng. Xu hướng ngày nay trong ương ấu trùng là dùng tảo làm thức ăn cho luân trùng ở giai đoạn Zoea1 (Davis et al., 2004; Ruscoe et al., 2004). Zeng and Li (1992) cho rằng ở giai đoạn Zoea1 ấu trùng khó bắt Artemia, do kích cở Artemia lớn. Do đó, luân trùng Brachionus sp. thường được cho ăn giai đoạn Zoea1 – Zoea2 (Zeng and Li, 1992; Li et al., 1999; Mann et al., 1999b; Zeng and Li, 1999; Takeuchi et al., 2000). Sử dụng luân trùng cho giai đoạn Zoea1 – Zoea2, ấu trùng sẽ bắt mồi hiệu quả hơn là sử dụng Artemia cho giai đoạn này (Li et al., 1998; Baylon et al., 2004). Nhưng tỷ lệ sống giảm đáng kể và Zoea5 sẽ không thể biến thái qua Megalop nếu giai đoạn Zoea3 không được cho ăn Artemia (Zeng and Li, 1992; Li et al., 1998; Zeng and Li, 1999; Takeuchi et al., 2000; Supriyudi et al., 2002a). Với mô hình nước xanh, Hassan et al. (2011) đã báo cáo, tỷ lệ sống của ấu trùng cua được cải thiện rất nhiều, khi chúng được cho ăn kết hợp giữa luân trùng và Artemia, trong suốt thời gian ương. Nhu cầu thức ăn của ấu trùng cũng thay đổi theo tình trạng sinh lý. Trước mỗi lần lột xác, ấu trùng luôn tăng cường bắt luân trùng và Artemia, nhằm tích lũy năng lượng cho quá trình lột xác (Baylon et al., 2004). Trong điều kiện nuôi luân trùng gặp khó khăn, Artemia sẽ được sử dụng trong suốt thời gian ương nhưng mật độ Artemia giảm dần như sau: 4 con/mL cho giai đoạn Zoea1 – Zoea2, 2 con/mL cho Zoea3-Zoea4 và 1 con/mL cho Zoea5 (Baylon, 2009). Trong điều kiện nuôi luân trùng được thuận lợi, luân trùng sẽ được sử dụng cho ương ấu trùng ở giai đoạn Zoea1 – Zoea2 và Artemia được sử dụng từ giai đoạn Zoea3 – Cua1 (Li et al., 1999; Mann et al. 1999b; Takeuchi et al., 2000; Nghia et al., 2001b; Quinitio et al., 2001). Tuy nhiên, ương ấu trùng trong các hệ thống bể lớn (10 – 100 m3) thì việc vệ sinh bể gặp nhiều khó khăn nên ấu trùng cua được cho ăn Artemia từ giai đoạn

19

Zoea4 (Hamasaki et al., 2002). Mặc dù, ấu trùng được cho ăn arteima bung dù. Nhưng giai đoạn Zoea3 chúng có thể ăn ấu trùng Artemia giai đoạn Intar II. Vì vậy, có thể giàu hóa Artemia ở giai đoạn Intar II trước khi cho ấu trùng ăn để tăng hàm lượng HUFA cung cấp cho ấu trùng. Tương tự, Artemia 5 ngày tuổi cũng được giàu hóa và làm thức ăn cho Megalop (Mann et al., 1999b). Ấu trùng Zoea1 cua biển bắt mồi thụ động vì vậy trong giai đoạn này cần bổ sung thức ăn với mật độ cao và di chuyển chậm (Heasman and Fielder, 1983). Kết quả nghiên cứu trong phòng thí nghiệm cho thấy, tỷ lệ sống cua cải thiện đáng kể khi ấu trùng được cho ăn luân trùng với mật độ 30 – 80 con/mL (Djunaidah et al., 1998; Zeng and Li, 1999; Suprayudi et al., 2002). Tuy nhiên, trong thực tế sản xuất, mật độ luân trùng thường được duy trì trong khoảng 10 – 20 con/mL nhằm hạn chế ô nhiễm nước ương do luân trùng chết gây ra (Zeng and Li, 1992; Williams et al., 1998; Mann et al., 1999b; Baylon et al., 2001b; Quinitio et al., 2001), Artemia được bổ sung từ Zoea3 với mật độ 0,5 – 10 con/mL (Mann et al., 1999b; Williams et al., 1999; Zeng and Li, 1999; Baylon et al., 2001a; Quinitio et al., 2001) và có thể lên đến 20 con/mL (Nghia et al., 2001b). Chưa có kết quả báo cáo về mật độ Artemia tối ưu cho ấu trùng. Do đó, hiện nay cho ăn Artemia vẫn dựa theo mật độ ấu trùng cua (Davis et al., 2004). Về mặt lý thuyết, khi ương ấu trùng với mật độ 100 con/L thì mật độ Artemia ở giai đoạn Zoea3, Zoea4, Zoea5 và Megalop lần lượt có giá trị 1,5, 2,5, 3,7 và 11,4 con/mL (Baylon et al., 2004).

Ấu trùng cua biển có khả năng sử dụng tốt thức ăn công nghiệp, đặc biệt là thức ăn dành cho ấu trùng tôm (Quinitio et al., 1999) như: Pripark 150 cho giai đoạn Zoea1 –Zoea5 (Trần Minh Nhứt và ctv., 2010) và Artemia bốc noãn (Nghia et al., 2001a). Các giai đoạn ấu trùng khác nhau thì ăn thức ăn công nghiệp có kích thước khác nhau. Genodepa et al (2004) đã báo cáo rằng, ấu trùng Zoea1, Zoea3, Zoea5 và Megalop lần lượt ăn thức ăn có kích thước <150, 150 - 250, 250 - 400 và 400 – 600 µm. Thức ăn công nghiệp không phải là thức ăn thay thế cho thức ăn tươi sống mà là thức ăn bổ sung trong quá trình ương. Ở Philippine, thức ăn tươi sống được bổ sung với liều lượng 2 mg/L/ngày từ giai đoạn Zoea1 – Zoea5 (Quinitio et al., 2001).

Ấu trùng nhuyễn thể ở giai đoạn veliger, có kích thước 50 – 55 µm cũng là thức ăn tốt nhất cho giai đoạn Zoea1 của loài S. tranquebarica (Maheswarudu et al., 2007). Ngoài ra, một số loài phiêu sinh động vật có giá trị dinh dưỡng cao hơn luân trùng và Artemia cũng được sử dụng làm thức ăn cho ấu trùng cua biển như: Acartia tsuensis và Pseudodiaptomus sp. (Toledo et al., 1998) nhưng để đảm bảo đủ lượng thức ăn cho ấu trùng là rất khó. Bởi vì, chúng không thể nuôi ở mật độ cao (Davis et al., 2003). Tuy nhiên, dinh dưỡng của luân trùng và Artemia được cải thiện dễ dàng bằng biện pháp giàu

20

Suprayudi et al (2004) đã chứng minh rằng,

hóa (Rees et al., 1994; Coutteau et al., 1997). Nhiều thí nghiệm cho thấy, hiệu quả của giàu hóa thức ăn tươi sống bằng acid béo thiết yếu được triết xuất từ tảo, nấm men đã cải thiện đáng kể tỷ lệ sống của ấu trùng (Davis et al., 2004). tác động của eicosapentaenoic acid (EPA) và docosahexaenoic acid (DHA) lên chiều rộng mai và tỷ lệ sống sống ấu trùng cua S. serrata cao hơn linoleic acid (LA) và lonolenic acid (LNA). Theo báo cáo của Suprayudi et al (2002), tỷ lệ sống của ấu trùng S. serrata được cải thiện đáng kể khi gia tăng tổng hàm lượng acid béo Σ(n-3) HUFA từ 3 – 5 mg/g đến 7,6 – 8 mg/g, cho giàu hóa luân trùng. Tuy nhiên, ấu trùng Zoea5 của loài S. serrata sẽ phát triển bất thường và tỷ lệ chết cao khi biến thái từ Zoea5 qua Megalop khi chúng được cho ăn luân trùng được giàu hóa với hàm lượng Σ(n-3) HUFA cao hơn 6 mg/g (Hamasaki et al., 2002). Megalop chết rất nhiều khi biến thái qua Cua1, nếu trong giai đoạn đầu, ấu trùng được cho ăn luân trùng có chứa 31 mg/g Σ(n-3) HUFA (Suprayudi et al., 2002). Agus (2002) cũng báo cáo, lột xác của ấu trùng Zoea5 gặp trở ngại, khi giai đoạn đầu chúng ăn luân trùng và Artemia giàu hóa với hàm lượng EPA trong thức ăn cao hơn 3,6% và DHA cao hơn 0,46%. Do đó, để cải thiện chỉ số biến thái từ Zoea5 qua Megalop thì giai đoạn Zoea1 – Zoea2 nên cho ấu trùng Scylla sp. ăn luân trùng có hàm lượng n-3 HUFA là 0,8%, với 0,33 EPA và 0,13% DHA, các giai đoạn tiếp theo nên cho ăn Artemia có hàm lượng EPA từ 1 - 2,3% và n-3 HUFA nên nằm trong khoảng 1,1 – 2,4% (Qiao et al., 2010).

2.2.7 Ương megalop Khi ấu trùng biến thái hoàn toàn sang megalop, chúng được sang thưa qua các bể khác để hạn chế ăn nhau. Trong 4 – 5 ngày đầu, Megalop bơi lội trong tầng nước, ít bám vào giá thể. Nhưng sau đó, chúng chuyển sang sống bám dưới đáy hoặc giá thể và lột xác thành Cua1 sau 7 - 10 ngày (Baylon and Failaman, 1999; Dat, 1999b). Megalop được nuôi trong các bể đáy bằng, với thể tích từ 2000 – 8000 L (Williams et al., 1998; Dat, 1999b). Một số giá thể như: rong biển, lưới nhựa, ống nhựa cũng được cho vào bể ương trong giai đoạn này để tạo nơi trú ẩn và hạn chế hiện tượng ăn nhau (Marasigan, 1998; Mann et al., 1999b; Quinitio et al., 2001). Megalop cũng được nuôi trong ao đất với diện tích 50 m2 và sâu 80 – 100 cm (Marasigan, 1998; Rodríguez et al., 1998). Megalop nuôi trong ao có thời gian biến thái qua Cua1 nhanh hơn nuôi trên bể. Có lẽ do chúng ăn thức ăn tự nhiên có sẳn trong ao (Marasigan, 1998; Rodríguez et al., 1998; Rodríguez et al., 2001). Tuy nhiên, hình thức nuôi này cho tỷ lệ sống không

21

cao, do không kiểm soát được mầm bệnh. Hơn nữa, vấn đề thu hoạch cũng gặp nhiều khó khăn (Rodríguez et al., 2001). Để khắc phục các vấn đề trên, hình thức nuôi trong khung lưới và đặt trong ao đất đã xuất hiện. Khung lưới có kích thước 1 x 1 x 1,5m, xung quanh được bọc lưới có kích thước mắt lưới 1 mm (Marasigan, 1998; Rodríguez et al., 2001). Megalop được ương trên bể với mật độ từ 1 – 150 con/L (Baylon and Failaman, 1999; Dat, 1999b; Quinitio et al., 2001) và trong ao đất từ 0,1 – 125 con/m2 (Marasigan, 1998; Rodríguez et al., 1998). Ấu trùng Artemia có hàm lượng đạm cao (65,6%) và bơi lội chậm, chúng thích hợp làm thức ăn cho megalop, vốn có tập tính săn mồi chủ động (Williams et al., 1999; Nghia et al., 2007a). Megalop rất phàm ăn, chúng có thể tiêu thụ một lượng lớn thức ăn trong thời gian ngắn. Vì vậy, nên duy trì mật độ Artemia cao (37 con/mL) để hạn chế hiện tượng ăn nhau của chúng (Nghia et al., 2007a). Tương tự, Genodepa et al (2004) cũng khuyến cáo, trong giai đoạn megalop nên cho ăn thường xuyên hơn các giai đoạn Zoea và mật độ Artemia nên được bổ sung 5 con/mL/h. Tuy nhiên những nghiên cứu gần đây cho thấy, megalop chỉ bắt ấu trùng Artemia trong khoảng 4 – 5 ngày đầu. Sau đó, chúng giảm bắt Artemia khi chúng chuyển sang sống bám. Vì vậy, trong thời gian này nên cho megalop ăn tôm băm nhỏ hoặc thịt hến (Baylon et al., 2004) hoặc thức ăn công nghiệp dành cho ương ấu trùng tôm sú (Jantrarotai et al., 2004) như N0 (Trần Minh Nhất và ctv., 2010). Thức ăn đông lạnh cũng được sử dụng cho giai đoạn này (Williams et al. 1999; Hamasaki et al., 2002). Tỷ lệ sống và biến thái qua Cua1 cũng tăng đáng kể khi Megalop được cho ăn thêm Artemia trưởng thành (Heasman and Fielder, 1983; Marasigan, 1998; Baylon and Failaman, 1999; Mann et al., 1999b; Williams et al., 1999; Quinitio et al., 2001). Genodepa et al (2004) đã báo cáo rằng, có thể sử dụng MBD (microbound diet) để thay thế cho Artemia, ở giai đoạn megalop nhằm giảm chi phí và ấu trùng megalop có tỷ lệ sống cao nhất khi chúng ăn 25 % MBD với 75% Artemia. Tương tự, Holme et al (2006) cũng báo cáo rằng, megalop ăn hổn hợp thức ăn gồm 50% MBD và 50% Artemia có tỷ lệ sống tốt hơn chúng ăn 100% Artemia. Holme et al (2007c), đã thành công trong việc thay thế 100% Artemia bằng MBD, với công thức phối hợp giữa 7g cholesteron với 40g lecithin/kg thức ăn MBD, mà tỷ lệ sống vẫn không bị ảnh hưởng. Bên cạnh đó, việc phối hợp giữa dầu cá và dầu bắp với tỷ lệ 1:1 trong thức ăn MBD đã cải thiện đáng kể tỷ lệ sống và biến thái từ Megalop qua Cua1 (Holme et al., 2007a) hoặc chúng ăn thức ăn có chứa 0,8% cholesteron (Holme et al., 2007b)

22

2.3 Một số bệnh trên cua mẹ, trứng và ấu trùng cua biển 2.3.1 Bệnh do vi khuẩn 2.3.1.1 Bệnh vi khuẩn phát sáng Vi khuẩn Vibrio sp. được xem là một trong những tác nhân chính, gây bệnh trên động vật thủy sản (Lightner, 1993). Chúng lây lan rất nhanh trong trại giống (Jithendrank et al., 2010) có thể gia tăng 2 đơn vị log/ngày (Quinitio et al., 2001), làm cho ấu trùng giảm ăn và chết hàng loạt (Jithendrank et al., 2010). Nhưng chúng chỉ gây bệnh và gây thiệt hại trên động vật thủy sản, khi mật độ chúng dao động từ 102 - 103 CFU/mL (Lavilla - Pitogo et al., 2001). Bên cạnh đó, Vibrio sp. cũng gây đen gan ở cua mẹ, làm cua nuôi vỗ bỏ ăn và chết khi mật độ Vibrio sp. trong cơ thể cua cao (Jithendrank et al., 2010). Ngoài ra, Vi khuẩn Vibrio sp. cũng là tác nhân gây bệnh vỏ trên cua bố mẹ nuôi vỗ (Lavilla-pitogo et al., 2001). Lavilla-Pitogo et al (2001) cho rằng, bệnh vỏ thường xuất hiện trong quá trình nuôi vỗ cua mẹ. Nó gồm tổ hợp vi sinh vật bám và vi khuẩn phân giải chitin. Kết quả phân tích trên đốm đen, đốm mâu của cua cho thấy, có 50 – 70% vi khuẩn Vibrio như: V. vulnificus, Vibrio nereis, V. fischeri và V. fluvialis, 30 – 50% vi khuẩn Pseudomonas sp., Aeromonas sp. và Spirillum sp. (Lavilla-pitogo et al., 2001). Chúng điều có khả năng tiết ra các men phân giải chitin trên vỏ. Chúng được xem là tác nhân gây bệnh thứ cấp cho nấm và ký sinh trùng (Lavilla - Pitogo et al., 2001; Jithendrank et al., 2010).

2.3.1.2 Vi khuẩn sợi Một số vi khuẩn dạng sợi như Leucothrix mucor, Thriothrix sp. và Flexibacter sp. thường được tìm thấy trên ấu trùng và trứng cua nuôi vỗ. Ấu trùng hoạt động kém, bơi lội lờ đờ, kém bắt mồi và khó lột xác tăng trưởng khi nhiễm vi khuẩn sợi. Trứng cua bị nhiễm vi khuẩn sợi trong quá trình ấp phôi sẽ chậm phát triển và thời gian ấp kéo dài dẫn đến tỷ lệ nở rất thấp (Jithendrank et al. 2010).

2.3.2 Nấm Ngoài vi khuẩn gây bệnh thì trong quá trình ương, nuôi. Trứng và ấu trùng cua biển cũng thường bị nhiễm một số loại nấm gây bệnh như: Lagenidium scyllae (Cholik, 1999), Haliphthoros philippinicus (Leano, 2002) và Atkinsiella hamanaensis (Bian and Egusa, 1980). Bian et al (1979) cho rằng, ấu trùng có tỷ lệ chết rất cao khi nhiễm nấm Lagenidium sp. Ngoài ra, 3 loài nấm Fusarium sp., Lagenidium sp và Sirolpidium sp cũng làm cho ấu trùng suy yếu, không lột xác và chết hàng loạt (De Pedro et al., 2007). Chúng thường xuất hiện, sinh sản và lây lan rất nhanh khi môi trường nước ương, nuôi bị nhiễm bẩn (Lio-Po et al., 1982). Trứng cua biển không nở hoặc nở một

23

phần khi nhiễm nấm Lagenidium sp. (Nakamura et al., 1995). Leano (2002) đã báo cáo rằng, Haliphthoros sp. chiếm ưu thế trong quần thể nấm gây bệnh trên trứng cua S. serrata. Chúng phá hủy màng trứng và hấp thu chất dinh dưỡng bên trong của trứng, làm cho trứng bị hư và không nở. Bằng một số thí nghiệm cảm nhiễm, Bian and Egusa (1980) đã chứng minh rằng Atkinsiella hamanaensis làm cho tỷ lệ trứng cua biển Scylla sp. không nở cao hơn rất nhiều lần so với Lagenidium scyllae.

2.3.3 Ký sinh trùng (protozoa) Trong quá trình nuôi vỗ, trên vỏ và mang cua mẹ thường xuất hiện một số protozoa như: Epistylis sp., Zoothamnium sp., Acineta sp. và Lagenophrys sp. (Hudson and Lester, 1994) gây cản trở hô hấp của cua mẹ (Hudson and Lester, 1994). Chúng cũng thường xuyên xuất hiện, gây bệnh trên trứng và ấu trùng cua Scylla sp. khi môi trường nước ương, nuôi bị ô nhiễm do thức ăn thừa hoặc vật chất hữu cơ lơ lững (Jithendrank et al., 2010). Cholik (1999) quan sát thấy, trứng cua trong thời gian ấp nhiễm đồng thời Zoothamnium sp. và Lagenidium sp. Một loài ký sinh trùng mới được phát hiện trên trứng cua S. serrata ở Úc, cũng có khả năng làm 100% trứng cua không nở như loài Zoothamnium sp. và Lagenidium sp. (Kvingedal et al., 2006). Dat (1999a) đã báo cáo, ấu trùng cua S. paramamosain có tỷ lệ tử vong cao, khi nhiễm Zoothamnium sp. Theo Schuwerack et al (2001), Zoothamnium sp. thường ký sinh trên các phụ bộ của ấu trùng sau đó chúng sinh sản rất nhanh, gây cản trở hô hấp, vận động, bắt mồi và lột xác của ấu trùng (Jithendrank et al., 2010).

2.4 Phòng và trị bệnh Formol thường được sử dụng trong phòng và trị bênh trên giáp xác (Chen et al., 1992; Primavera et al., 1993; Chang et al., 1998; Brock and Bullis, 2001). Cua mẹ trước khi thả vào hệ thống nuôi vỗ được tắm qua formol với liều lượng từ 50 – 100 µL/L, trong vòng 20 – 60 phút (Lavina, 1980; Millamena and Bangcaya, 2001) hoặc để qua đêm (Mann et al., 1999b) để loại bỏ ký sinh trùng (Lavina, 1980; Millamena and Bangcaya, 2001). Bên cạnh đó, formol liều 50 – 150 µL/L hoặc malachite green với liều 50 mg/L cũng được dùng để phòng nấm và ký sinh trùng cho trứng cua (Hamasaki and Hatai, 1993b; Churchill, 2003; Davis et al., 2004). De Pedro et al (2007) đã sử dụng formol 5 – 10 µL/L giúp loại bỏ được nấm gây bệnh trên ấu trùng và kích thích lột xác. Tương tự, Azam and Narayan (2013) đã báo cáo, sử dụng oxytetracyline với nồng độ 25 mg/L, trong suốt thời gian ương sẽ hạn chế được hiện tượng vi khuẩn kháng thuốc và nấm gây bệnh trên ấu trùng cua, trong quá trình ương. Tuy nhiên, vấn đề sử dụng thuốc và hóa chất đem lại hiệu quả tất thời nhưng ảnh hưởng lâu dài như: để lại tồn lưu trong môi trường

24

và dư lượng thuốc hóa chất trong cơ thể vật nuôi (De Pedro et al., 2007). Do đó, cần sử dụng những biện pháp phòng bệnh an toàn hơn như: UV, Ozon và Probiotic. 2.5 Hiện trạng sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL 2.5.1. Kết cấu trại sản xuất giống cua biển

Trong trại sản xuất giống, bể chứa và bể xử lý nước là rất cần thiết và đảm bảo đủ lớn để sản xuất quanh năm. Đối với các trại sản xuất xa nguồn nước sông hay nước biển trực tiếp thì quy mô bể chứa và xử lý sẻ lớn hơn. Thông thường, các trại ở ĐBSCL, có thể tích bể chứa và bể xử lý nước khoảng từ 100 đến 200 m3. Ngoài ra, hệ thống xử lý nước còn có các loại phương tiện trang thiết bị quan trọng như lọc cát, lọc túi, lọc than, lọc tách đạm…(Trần Ngọc Hải, 2017).

Bể ương ấu trùng Zoea nên có kích cở trung bình 0,5 – 1 m3, bể có dạng hình tròn và đáy bể có dạng hình nón hay bán cầu để ấu trùng phân bố đều trong nước, giảm thiểu cua hao hụt trong quá trình ương. Bể ương tốt nhất nên có màu xám, để vừa tránh gây sốc cho ấu trùng, dễ dàng quan sát và quản lý ấu trùng hiệu quả. Tuy nhiên, trong thực tế sản xuất ở ĐBSCL nhiều trại sản xuất giống cua biển được chuyển đổi hay luân phiên với sản xuất tôm biển, vì thế có thể sử dụng các bể ximăng hình chử nhật hay hình vuông, thể tích 4 – 6 m3, sâu 0,8 – 1 m để ương ấu trùng cua biển từ Zoea1 đến Megalop và cua con (Bảng 2.2). Trường hợp này cần phải đảm bảo sục khí đều để phân tán đều ấu trùng và thức ăn trong bể (Trần Ngọc Hải, 2017). Bể nuôi cua mẹ và bể ấp cua mang trứng thường được sử dụng bể nhựa có thể tích từ 20 đến 50 lít để nuôi riêng từng con hoặc sử dụng bể xi măng có thể tích từ 1 đến 5 m3 để nuôi chung nhiều con (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009). Ngoài ra, trong trại còn có các bể nuôi thức ăn cho ấu trùng. Tùy quy trình sản xuất, có thể có nuôi tảo và luân trùng cho cua ăn hay chỉ cần bể ấp trứng artemia cho cua. Nếu quy trình có sử dụng tảo và luân trùng thì cần có phòng lưu giống và nuôi sinh khối tảo và luân trùng với các trang thiết bị đặc thù. Bể nuôi tảo hay luân trùng sinh khối có thể tích từ 0,5 đến 5 m3. Tuy nhiên, thực tế ở ĐBSCL, để đơn giản kỹ thuật, giảm công lao động và đảm bảo an toàn sinh học, các trại chỉ sử dụng Artemia cho cua ăn kết hợp với thức ăn nhân tạo, vì thế trại chỉ cần các bể ấp Artemia, thể tích mỗi bể trung bình 100 đến 500 lit (Trần Ngọc Hải, 2017).

25

Bảng 2.2: Kết cấu của trại sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009) Đặc điểm các bể Trung bình

Bể nuôi vỗ cua Tổng thể tích (m3/trại)

Bể ấp

Thể tích mỗi bể (m3/bể) Tổng thể tích (lít/trại) Thể tích mỗi bể (lít/bể) Tổng thể tích bể ương Thể tích mỗi bể (m3/bể) Tổng thể tích bể ương Thể tích mỗi bể (m3/bể) Tổng thể tích bể ương Thể tích mỗi bể (m3/bể) Thấp nhất 4,8 0,05 80 20 18 1 22 1 22 1 Cao nhất 40 5 4000 1000 240 6 240 6 240 6 8,52 ± 10,30 1,70 ± 1,55 932,14 ± 773,8 94,64 ± 177,94 89,77 ± 52,32 4,39 ± 0,99 97,07 ± 55,08 4,41 ± 1,00 99,26 ± 55,80 4,39 ± 0,99

Bể ương Zoea: (m3/trại) Bể ương Mega (m3/trại) Bể ương cua con (m3/trại) 2.5.2 Nuôi vỗ và ấp cua trứng

Trong thực tế sản xuất giống trước đây, một số trại có thể tìm mua cua mẹ mang trứng sẵn được đánh bắt từ tự nhiên hay từ các trại chuyên sản xuất cua mang trứng để về trại cho nở và sản xuất. Tuy nhiên, việc này không chủ động trong khâu xử lý cua trứng và chất lượng không đồng đều giữa các trại chuyên sản xuất cua trứng vì thế hiện nay đa phần các trại tự nuôi vỗ và chăm sóc cua mang trứng (Trần Ngọc Hải, 2017). Bảng 2.3: Các đặc điểm kỹ thuật nuôi vỗ cua mẹ ở ĐBSCL (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009) Đặc điểm kỹ thuật Khối lượng cua mẹ (gram) Xử lý formol (µL/L) Mật độ nuôi vỗ: Bể 60 – 100 L (con/bể) Mật độ nuôi vỗ: Bể trên 1 m3 (con/m2) Cho ăn (lần/ngày) Thay nước (%/ngày) Độ mặn (‰) Nhiệt độ nước (oC) Thời gian đẻ sớm nhất (ngày) Thời gian đẻ trể nhất (ngày) Thời gian ấp trứng (ngày) Thời gian nở (giờ)

Trung bình 464,29 ± 54,19 146,73 ± 38,81 1 1,9 ± 1,1 1,89 ± 0,63 88,21 ± 19,64 29,64 ± 0,56 29,27 ± 0,44 8,46 ± 2,38 12,64 ± 3,94 11,39 ± 0,74 3,25 ± 10,15

Trong trại sản xuất giống cua biển, nuôi vỗ cua bố mẹ là khâu quan trọng trong sản xuất giống để có thể chủ động nguồn cua trứng quanh năm. Cua dùng để nuôi vỗ được lựa chọn từ nguồn cua đánh bắt tự nhiên (biển và sông gạch) hoặc từ cua nuôi trong các ao đầm (Phạm Văn Quyết và Trương Trọng Nghĩa, 2010). Trong suốt thời gian nuôi vỗ cua được cho ăn thức ăn

26

tươi sống và tiến hành thay 100% nước hoặc chạy tuần hoàn nước 100 – 200%/ngày (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009). Cua sau khi đẻ được chuyển nuôi riêng biệt trong bể nhựa 50 – 100 L, không có đáy cát, sục khí liên tục và thay nước 100% mỗi ngày. Tốt nhất chuyển sang bể nước mới mỗi ngày và sử dụng iodine hoặc formol để hạn chế các bệnh động vật nguyên sinh, ký sinh trùng, nấm hay vi khuẩn sợi trên trứng cua (Hai et al., 2017). Quy trình nuôi vỗ và chăm sóc cua trứng ở ĐBSCL được tóm tắt trong Bảng 2.3. 2.5.3 Ương ấu trùng

Theo kết quả khảo sát các trại sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL qua các năm, quy mô trại có dao động khá lớn qua thời gian và giữa các trại giống, thông thường mỗi trại có tổng diện tích 100 đến 6000 m2, trung bình 500 đến 1000 m2 có tổng thể tích bể nuôi cua bố mẹ là 1 đến 40 m3, trung bình 8 – 10 m3, bể ương ấu trùng 35 – 3000 m3, trung bình 170 – 230 m3 (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009; Trần Ngọc Hải và Lê Quốc Việt, 2017).

Hiện nay việc ương ấu trùng cua biển thường được thực hiện theo 3 phương pháp: (1) Ương 1 giai đoạn từ Zoea1 đến Cua1 với mật độ bố trí khoảng 100 đến 150 Zoea1/L; (2) Ương ấu trùng theo 2 giai đoạn, từ Zoea1 đến Zoea5 với mật độ 200 đến 3000 Zoea1/L và từ Zoea5 đến Cua1 với mật độ 25 – 50 con megalop/L; (3) Ương 3 giai đoạn, Zoea1 đến Zoea4 với mật độ 200 – 300 Zoea1/L, từ Zoea4 đến megalop với mật độ 100 đến 150 Zoea4/L, và từ Megalop đến Cua1 với mật độ từ 25 đến 50 megalop/L (Trần Ngọc Hải, 2017). Tuy nhiên, trong thực tế sản xuất giống ở ĐBSCL, hầu hết các trại áp dụng phương pháp ương ấu trùng theo 2 giai đoạn, với mật độ ấu trùng dao động từ 300 đến 500 Zoea1/L cho giai đoạn 1 và từ 80 đến 90 Zoea5/L cho giai đoạn 2 (Trần Ngọc Hải, 2017).

Trong các nghiên cứu thực nghiệm của Khoa Thủy Sản – Trường Đại học Cần Thơ gần đây cho thấy, việc cho ấu trùng ăn hoàn toàn bằng artemia bung dù cho giai đoạn Zoea1 – Zoea2, Artemia mới nở từ Zoea3, artemia giàu hóa từ Zoea5 – megalop, kết hợp với thức ăn nhân tạo từ Zoea3 là biện pháp đơn giản và mang lại hiệu quả tốt và được áp dụng ở hầu hết các trại sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009; Lê Quốc Việt và Trần Ngọc Hải, 2016; Trần Ngọc Hải và Lê Quốc Việt, 2017; Hai et al., 2017).

Hai (1997) đã nghiên cứu về ảnh hưởng của ánh sáng trong ương ấu trùng cua biển cho thấy chu kỳ chiếu sáng 12 – 24 giờ/ngày và cường độ chiếu sáng từ 4500 lux đến 50.000 lux (dưới mái che trong suốt) cho kết quả biến thái và tỷ lệ sống của ấu trùng là cao nhất. Che tối hoàn toàn 24 giờ trong suốt thời gian ương thì ấu trùng Zoea1 không chuyển được sang Zoea2, và chết

27

hoàn toàn sau 7 ngày. Trong thực tế sản xuất giống ở ĐBSCL, nhiều trại có mái che sáng và tối xen kẻ nhau thì ánh sáng có thể quá cao lúc tole còn mới, đồng thời nhiệt độ có thể dao động lớn. Vì thế nhiều trại cua biển, nhất là các trại chuyển từ sản xuất giống tôm biển sang cua, thì trại áp dụng bằng phương pháp che mái trại bằng tole tối hoàn toàn, đồng thời dùng đèn pha trên mỗi bể. Tuy nhiên, điều này làm tăng chi phí sản xuất (Trần Ngọc Hải, 2017). Quy trình ương ấu trùng ở ĐBSCL được tóm tắt trong Bảng 2.4. Bảng 2.4: Đặc điểm kỹ thuật ương ấu trùng Zoea1 đến Cua1 ở ĐBSCL (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009) Đặc điểm

Trung bình

Thấp nhất Cao nhất

Mật độ ương Zoea1 (con/L)

Nước ương

Thức ăn Artemia

Thức ăn nhân tạo Độ mặn (‰) Mức nước ương (m) Số lần thay nước (lần/ngày) Tỷ lệ thay nước (%/lần) Số lượng (g/m3/ngày) Số lần (lần/ngày) Số lượng (g/m3/ngày) Số lần (lần/ngày)

Giai đoạn bắt đầu thay nước Thời gian ương ngắn nhất từ Z1 đến Z5 (ngày) Thời gian ương dài nhất từ Z1 đến Z5 (ngày) Mật độ Zoea5 (con/L)

Nước ương

Giá thể

Thức ăn Artemia

Thức ăn nhân tạo Độ mặn (‰) Mức nước ương (m) Tỷ lệ thay nước (%/lần) Có (% số trại) Không (% số trại) Số lượng (g/m3/ngày) Số lần (lần/ngày) Số lượng (g/m3/ngày) Số lần (lần/ngày)

50 27 0,5 0 0 2 2 0 0 0 8 12 15 26 0,4 25 0 0 0 0 5 150 30 1,2 1 40 10 8 1 3 4 12 15 60 28 1 40 25 5 10 8 11 93,93 ± 25,69 29,30 ± 0,90 0,99 ± 0,16 0,93 ± 0,26 29,46 ± 9,94 5,78 ± 2,31 4,43 ± 1,23 0,07 ± 0,26 0,18 ± 0,67 3,29 ± 0,81 9,89 ± 1,17 13,04 ± 1,10 31,36 ± 13,73 27,04 ± 0,88 0,70 ± 0,14 31,79 ± 4,95 54 46 6,46 ± 4,82 2,68 ± 1,28 3,93 ± 2,28 2,29 ± 1,70 7,68 ± 1,55

Tỷ lệ sống từ Zoea1 đến Cua1 2.5.4 Ương cua giống

Hiện nay ương cua giống là khâu quan trọng và phổ biến để cung cấp giống có kích cỡ lớn, khỏe mạnh, thích ứng tốt với điều kiện môi trường nuôi và nhất là có thể cung cấp chủ động hơn cho nghề nuôi cua thương phẩm. ở ĐBSCL, nếu như trước đây khâu ương giống được thực hiện chủ yếu ở các trại sản xuất giống thì hiện nay khâu này chủ yếu do các nông hộ thực hiện. Ương giống có thể bắt đầu từ giai đoạn Cua1 hay từ giữa giai đoạn ấu trùng

28

megalop (Trần Ngọc Hải, 2017). Bể ương cua con có thể được đặt ngoài trời, bằng xi măng hay đơn giản bằng bể đất lót bạt nhựa, nilon. Bể có diện tích 10 đến 50 m2, mức nước 0,3 đến 0,4 m. Bể ương có đặt các loại lưới làm giá thể cho cua bám. Bể ngoài trời cần thiết có bố trí lưới che để giảm ánh nắng trực tiếp và tránh biến động nhiệt độ lớn (Lê Quốc Việt và ctv., 2015). Ở ĐBSCL, khâu ương cua con hầu hết do các hộ dân nhỏ lẻ hay các hợp tác xã thực hiện, đặc biệt là ở Cà Mau (Trần Ngọc Hải, 2017). Thức ăn chủ yếu được sử dụng là con ruốc sống hoặc đông lạnh được thu vớt từ sông rạch hay ao đầm nuôi tôm quảng canh trong vùng (Lê Quốc Việt và ctv., 2015). Ruốc con có kích cỡ 0,5 – 1 cm, còn sống là thức ăn lý tưởng vì bơi lội chậm và phân bố khắp trong bể nên dễ cho cua hay megalop bắt mồi, đồng thời ít làm dơ nước. Đây cũng là thức ăn sẳn có dễ tìm và rẽ nên rất thuận lợi cho nghề ương cua giống của vùng ĐBSCL. Ngoài ra, thức ăn công nghiệp cũng được sử dụng phổ biến hiện nay cùng với cho ăn bằng ruốc. Trong thời gian ương cua được cho ăn phối hợp với các loại thức ăn 2 – 3 lần/ngày. Có khoảng 60% số hộ có kết hợp cho ăn ruốc và thức ăn nhân tạo cho ương cua con (Trần Ngọc Hải, 2017). Hàng ngày, cần thay nước 1 – 2 lần với tỷ lệ 50 đến 100%. Thay nước đều giúp cua lột xác đồng loạt và sớm (Hai, 1997). Ở ĐBSCL, các trại ương cua giống thường bơm nước lợ trực tiếp từ sông rạch hay ao đầm nuôi tôm vào bể ương cua giống (Trần Ngọc Hải, 2017). Bảng 2.5: Một số yếu tố kỹ thuật trong ương cua giống của ĐBSCL (Lê Quốc Việt và ctv., 2015)

Khoảng biến động 6 – 16 0,2 – 0,4 15 – 28 120 – 200 111 – 429 9 – 17 1 – 2 Trung bình Chữ nhật 9,6 ± 2,6 0,3 ± 0,04 18,9 ± 3,2 147,5 ± 30,2 256,7 ±79,2 11,8 ± 1,8 1,4 ± 0,5

Đơn vị tính m2/bể m ‰ con/g con/m2 ngày/đợt lần/ngày Ruốc (40%), kết hợp ruốc và thức ăn nhân tạo (60%)

Các chỉ tiêu Hình dạng bể Diện tích bể ương Độ sâu Độ mặn Cỡ giống megalop Mật độ ương Thời gian ương Cho ăn Loại thức ăn Mức nước ương Thay nước Tỷ lệ thay nước Tỷ lệ sống Năng suất m ngày/lần %/lần % con/m2/đợt 0,2 ± 0,03 2,5 ± 0,6 97,1 ± 4,7 84,9 ± 7,1 237 ± 81,0 0,15 – 0,3 1 – 3 80 – 100 70 – 95 100 – 417

Ương cua con là hoạt động khá năng động ở ĐBSCL, đặc biệt là ở Cà Mau, Kiên Giang và Bạc Liêu. Theo Hai et al. (2017), hiện ĐBSCL có khoảng 460 điểm ương cua con. Sự phát triển nhanh của mô hình này là do kỹ thuật

29

ương nuôi khá đơn giản, chu kỳ sản xuất ngắn, nhu cầu thị trường cho nuôi thương phẩm khá lớn, có thể áp dụng thuận lợi ở quy mô gia đình và nhất là có hiệu quả kinh tế khá tốt. Kết quả khảo sát cho thấy, với 12 – 20 đợt ương nuôi mỗi năm, sản lượng cua ương và cung cấp cho thị trường 54.000 – 2.880.000 con/hộ/năm, trung bình 986.000 con/hộ/năm với giá bán 450 – 900 đồng/con, mỗi hộ có thể đạt lợi nhuận trung bình 120 triệu đồng/năm (Lê Quốc Việt và ctv., 2015). Quy trình ương cua giống ở ĐBSCL được tóm tắt trong Bảng 2.5.

2.6 Ozon trong nuôi trồng thủy sản 2.6.1 Cơ chế tạo ozon và những yếu tố ảnh hưởng đến năng suất ozon Ozon được tạo ra từ sự kết hợp giữa oxy nguyên tử với oxy phân tử (Bablon et al., 1991). Có nhiều nguồn năng lượng khác nhau để tạo ra ozon như: phóng điện cao áp, quá trình phản ứng điện phân và chiếu xạ với tia cực tím có bước sóng nhỏ hơn 200 nm (Bablon et al., 1991). Ozon không tạo ra bỡi nhiệt độ nhưng dễ dàng bị phân hủy bởi nhiệt độ (Bablon et al., 1991). Hầu hết máy ozon được bán trên thị trường hiện nay, đều được sản xuất theo công nghệ phóng điện. Ozon được tạo ra bằng công nghệ này khá đơn giản, không khí khô hoặc oxy tinh khiết đi qua 2 bản điện cực cao áp, được đặt song song (Carlins, 1982; Bablon et al., 1991). Vật liệu điện môi (đóng vai trò như chất cách điện) được phủ trên bề mặt của hai điện cực (Carlins, 1982). Khi phân tử oxy đi qua bề mặt điện cực, chúng bị năng lượng điện làm phân li thành oxy nguyên tử. Oxy này sẽ kết hợp với oxy phân tử để hình thành nên O3, như trong phương trình (1), (2).

O2 + năng lượng = O + O (1) O2 + O = O3 (2)

Ozon cũng có thể được tạo ra bằng hình thức, cho khối không khí đi qua tia cực tím có bước sóng dưới 200 nm (Dohan and Maschelein, 1987). Tuy nhiên, sản xuất ozon bằng phương pháp này sẽ tiêu tốn năng lượng gấp từ 6 – 30 lần so với phương pháp điện cực (Bablon et al., 1991). Bên cạnh đó, năng lượng được tiết kiệm từ 50 – 75%, khi khối không khí đi qua 2 bản điện cực là oxy tinh khiết (Bablon et al., 1991).

2.6.2. Cơ chế oxy hóa ion vô cơ, ammoniac và hydro sulfua của ozon

-

Đối với các anion và cation vô cơ như: Fe2+, Mn2+, Br-, I-, NO2 …Chúng phản ứng với ozon theo hình thức, oxy nguyên tử kết hợp với các anion và các cation tạo thành các phân tử không tích điện. Thông thường trong phản ứng này, chúng thường tạo ra các sản phẩm cộng trung gian, trước khi hình thành sản phẩm chính (Von Gunten, 2003).

30

2.6.2.1 Cơ chế phản ứng của nhóm halogen với ozon

Những Ion có ái lực điện tử lớn như: Br-, I- và Cl-, khi oxy hóa với ozon tạo thành sản phẩm bromat, iodat và sulfat (Muñoz et al., 2001). Khả năng hình thành oxithalogen của các ion này, cao nhất ở iod, brom và clo (Hoigne et al., 1985). Với nồng độ ion brom cao khoảng 70 – 80 mg/L và tốc độ phản ứng của ozon có hằng số 160 M/s thì khả năng hình thành hypobrom (OBr-) trong nước biển rất cao (Hoigne et al., 1985).

Quá trình oxy hóa của ozon với brom, tạo thành hypobrom (OBr-) và axit hypobromus (HOBr) và được trình bày trong phương trình (1, 2) (Haag and Hoigne, 1983).

O3 + Br-→ O2 + OBr- k = 160 M/s (1) H+ + OBr- ↔ HOBr pKa = 8,8 (20oC) (2) Tương tự như ion brom tự do trong nước, phản ứng giữa ozon với clo tạo ra hypoclo (OCl-) và axit hypoclomus (HOCl) nhưng xảy ra chậm, với hằng số phản ứng (k = 3 x 10-3 M/s) so với brom. Tổng HOBr và OBr- được gọi là brom tự do. Đồng thời, chúng là một tác nhân oxy hóa mạnh và được xem là chất khử trùng thứ cấp (Johnson and Overby, 1971).

a. Cơ chế phản ứng loại bỏ ammoniac của ozon

Có 2 con đường để loại bỏ ammoniac, thông qua phản ứng trực tiếp của ammoniac với ozon hoặc phản ứng gián tiếp giữa ammoniac với các sản phẩm của ozon (Haag et al., 1984; Kobayashi et al., 1993; Tanaka and Matsumura, 2003). Nhưng khả năng loại bỏ ammoniac của ozon, đã gây nhiều tranh cãi trong các nghiên cứu trước đây (Singer and Zilli, 1975; Colberg and Lingg, 1978; Lin and Wu, 1996; Krumins et al., 2001). Trong nước biển, HOBr được tạo ra từ phản ứng với ozon nhanh chóng phản ứng với ammoniac để tạo thành các sản phẩm brom khac nhau (NH2Br, NHBr2, NBr3) (Wajon and Morris, 1979 trích dẫn bởi Summerfelt and hochheimer, 1997). Phản ứng giữa axit hypobromus với ammoniac được trình bày trong phương trình (3), (4), (5).

NH3 + HOBr → NH2Br + H2O k = 8.0 x 107 M/s (3) NH2Br + HOBr → NHBr2 + H2O k = 4.7 x 10 M/s (4) NHBr2 + HOBr → NBr3 + H2O k = 5.3 x 106 M/s (5) Bromamines có hiệu quả khử trùng tương tự như brom tự do trong

nước (Johnson and Overby, 1971; Fisher et al., 1999).

Những phân tử monobromamine (NH2Br) bị oxy hóa dần bởi ozon để

tạo thành nitrat và brom (Haag et al., 1984), như trong phương trình (6).

NH2Br + 3O3 → 2 H+ + NO3 - + Br- + 3O2 (6) Tuy nhiên, con đường chuyển đổi ammoniac thành nitrat thông qua NH2Br rất chậm (Haag et al. 1984). Con đường loại bỏ ammoniac thành khí

31

nitơ sẽ nhanh hơn (trong phương trình 7), khi có sự kết hợp giữa monobromamine (NH2Br), dibromamine (NHBr2) và tribromamine (NBr3) (Hofmann and Andrews, 2001; Haag et al., 1984; Tanaka and Matsumura, 2003; Yang et al., 1999)

2H2O + NHBr2 +NBr3 → N2 + 3Br− + 3H+ + 2HOBr (7) Trong môi trường nước ngọt, ozon oxy hóa trực tiếp ammoniac để tạo thành nitrat (trong phương trình 8). Tuy nhiên, quá trình phản ứng này xảy ra rất chậm (k = 5 M/s) và chỉ xảy ra khi pH > 8 (Singer and Zilli, 1975; Lin and Wu, 1996). Mặt dù ozon có khả năng loại bỏ ammoniac, nhưng chúng ta không nên sử dụng ozon để loại ammoniac. Bởi vì, nó sẽ sinh ra những sản phẩm trung gian gây độc vật nuôi và sức khỏe của con người (Schroeder et al., 2010) như phản ứng oxy hóa của ozon với Hypobromite tạo thành bromat (BrO3) (Haag and Hoigne, 1983), trong phương trình (9).

- + H3O+ k = 5 M/s (8) NH3 + 4/3 O3 NO3 2 O3 + OBr → 2 O2 + BrO3 k = 100 M/s (9) Ngoài ra, axit hypobromous cũng phản ứng với các chất hữu cơ tạo thành sản phẩm có chứa brom, đặc biệt là bromoform (CHBr) (Glaze et al., 1993).

Mặc dù, bromat và bromoform được báo cáo là ít gây độc cho động vật thủy sản (Liltved et al., 2006), nhưng chúng là chất gây ung thư cho người (Schroeder et al., 2010)

b. Cơ chế phản ứng loại bỏ H2S của ozon

H2S cũng có 2 con đường để loại bỏ bởi ozon, thông qua phản ứng trực tiếp hoặc phản ứng gián tiếp với các sản phẩm trung gian của ozon (Vilmain et al., 2013; Hales et al., 1969). Trong môi trường nước H2S dễ dàng phân ly thành HS- với tốc độ càng tăng khi pH càng giảm (Boyd, 1990). Cả H2S và HS- dễ dàng bị oxy hóa bởi HClO và OCl- (Deborde and Von Gunten, 2008), chúng được thể hiện qua các phương trình (10 - 13)

H2S HS- + H+ k = 3 x 1010 M/s (10) H2S + ClO- HS- + HClO k = 109 M/s (11) HS- + HClO S + Cl- + H2O k = 5 x 108 M/s (12) HS- + ClO- S + Cl- + OH- k = 104 M/s (13) Trong môi trường nước ngọt H2S phản ứng trực tiếp với ozon. Tuy nhiên phản ứng này xảy ra chậm và chỉ xảy ra phản ứng, khi pH phải thấp hơn 6 (Hales et al., 1969; Hoigne et al., 1985) như trong phương trình (14)

H2S + O3 SO2 + H2O (14)

32

2.6.2.2 Cơ chế phản ứng của ion Fe2+ và Mn2+ với ozon

Những ion có ái lực điện tử thấp như Fe (II) và Mn (II), phản ứng với ozon tạo thành sản phẩm trung gian trước khi hình thành sản phẩm chính, có hóa trị cao nhất. Đối với sắt, ozon phản ứng nhanh chóng với Fe (II) tạo thành sản phẩm trung gian Fe-O2+ (Fe (IV)), sản phẩm này phản ứng với các ion trong nước tạo thành Fe3+ (dạng kết tủa hydroxyl). Cơ chế của phản ứng được trình bày trong các phương trình 15 – 18 (Logager et al., 1992). Fe2+ + O3 Fe-O2+ + O2 k = 8,3 x 105 M/s (15) Fe-O2+ + S + 2H Fe3+ + S+ + H2O (16) Fe-O2+ + Fe2+ + 2H+ 2 Fe3+ + H2O k = 3,5 x 104 M/s (17) Fe-O2+ + H+ Fe3+ + 1/4O2 + 1/2 H2O k = 7,7 x 103 M/s (18) Đối với Mn (II): có nhiều ý kiến cho rằng, ozon oxy hóa Mn (II) thành Mn (VII) được xúc tác bởi Fe-O2+, được thực hiện theo thứ tự sau: đầu tiên, Mn (II) cho điện tử electron thành Mn (III), thông qua xúc tác của Fe-O2+. Sau đó, Mn (III) phản ứng với ozon tạo thành Mn (VII), như trong phương trình (19, 20) (Von Gunten and Zobrist, 1993)

+ + Mn(III) k = 8,2 x 105 M/s (19)

Fe-O2+ + Mn(II) + H2O Fe(OH)2 Mn(III) + O3 + H2O MnO4

- + 2O2 + 4H+ k = 1,5 x 103 M/s (20)

2.6.3 Cơ chế oxy hóa các hợp chất hữu cơ của ozon

Khi ozon oxy hóa các hợp chất hữu cơ, chúng chỉ oxy hóa những chất hữu cơ chứa ít liên kết đôi và có tính phân cực cao (Summerfelt and Hochheimer, 1997). Đối với các hợp chất hữu cơ hòa tan, ozon oxy hóa chúng bằng cách phá vở các liên kết đôi của mạch carbon (Hoigne and Bader, 1983). Đối với những chất hữu cơ không hòa tan, mạch dài. Ozon chỉ oxy hóa một phần tạo thành những chất hữu cơ có mạch ngắn. Những mạch ngắn này được loại bỏ thông qua quá trình lắng hoặc tạo bọt (Otte and Rosenthal, 1979; Williams et al., 1982) hoặc lọc dạng hạt (Wilczak et al., 1992; Rueter and Johnson, 1995) hoặc bị phân hủy thông qua quá trình lọc sinh học (Krumins et al., 2001).

2.6.3.1 Aldehyd, alcohol, xeton và axit carbocylic

Tốc độ phản ứng oxy hóa của ozon với các hợp chất hữu cơ tự nhiên bão hòa này, thường rất thấp (Hoignè and Bader, 1983). Khi oxy hóa chúng thường oxy hóa các nhóm có gốc OH (Von Sonntag and Schuchmann, 1991). Tuy nhiên, tốc độ oxy hóa chúng để hình thành các chất thường thấp hơn tốc độ tạo ra chúng (Hoignè and Bader, 1983; Von Sonntag and Schuchmann, 1991). Vì vậy, cần phải dùng lọc cơ hoặc lọc sinh học để loại bỏ hoàn toàn chúng (Von Sonntag and Schuchmann, 1991; Von Gunten et al., 2003)

33

2.6.3.2 Anken

thành hợp chất carbonyl

Quá trình oxy hóa của anken với ozon xảy ra khá nhanh. Trong quá trình oxy hóa, ozon phá vỡ nối đôi của anken để tạo thành mạch vòng (Bailey, 1982; Dowideit and Von Sonntag, 1998). Dowideit and Von Sonntag (1998), đã mô tả cơ chế oxy hóa của ozon với anken như sau: Đầu tiên của quá trình oxy hóa, ozon gắn kết với anken tạo thành ozonide mạch vòng (1), chất này không bền được phân hủy (2) và hydroxyhydroperoxide (3). Dưới xúc tác của nước hydroxyhydroperoxide phân hủy dần thành hợp chất carboxyl (4) và hydrogen peroxide (5)

2.6.4 Cơ chế diệt mầm bệnh của ozon

Nhìn chung, ozon có hiệu quả trong diệt vi khuẩn, ký sinh trùng, nấm và virus (Colberg and Lingg, 1978; Liltved et al., 1995; Bullock et al., 1997; Liltved et al., 2006). Trong quá trình ozon hóa màng tế bào, ozon thường phản ứng với axít béo không no, axit lipid, glycoprotein, glycolipid, axit amin, các sulfhydryl của các enzyme trên màng tế bào và làm phá vở chức năng màng tế bào (Langlais et al., 1991; EPA, 1999). Sau đó, ozon đi vào màng tế bào và phá hủy các nguyên tử hóa học cấu tạo nên nhân của tế bào (Sharrer and Summerfelt, 2007). Tuy nhiên, có một số loài virus có sức đề kháng với ozon khi ở trong môi trường có độ mặn cao (Liltved et al., 2006). Hiệu quả diệt mầm bệnh còn phụ thuộc vào liều lượng và thời gian tiếp xúc. Do đó, tùy theo

34

từng sinh vật mà ta cần duy trì nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc cần thiết để tiêu diệt chúng (Summerfelt and Hochheimer, 1997).

2.6.5 Ứng dụng của ozon trong nuôi trồng thủy sản 2.6.5.1 Cải thiện chất lượng nước

Ozon được sử dụng trong hệ thống tuần hoàn với liều lượng 7 – 36 g O3/kg thức ăn/ngày, nhằm mục đích cải thiện chất lượng nước như: oxy hóa nitrit thành nitrat, kết tủa các chất hữu cơ hòa tan (Reid and Arnold, 1992; Bullock et al., 1997; Summerfelt and Hochheimer, 1997; Summerfelt et al., 1997; Christensen et al., 2000; Krumins et al., 2001; Tango and Gagnon, 2003; Summerfelt, 2003), giảm TSS và CO2 (Summerfelt et al., 2008), oxy hóa kim loại nặng (Reuter and Johnson, 1995; Summerfelt, 2003; Tạ Văn Phương, 2006), COD và BOD (Summerfelt, 2003), loại bỏ màu sắc nước và mùi trong hệ thống nuôi (Westerhoff et al., 2006; Liang et al., 2007). Theo Rosenthal (1981) được trích dẫn bởi Summerfelt and hochheimer (1997), hàm lượng TOC giảm khi sử dụng ozon với liều lượng 0,1 – 0,2 mg O3/mg TOC, nhưng gia tăng hàm lượng BOD5. Điều này cho thấy, với liều lượng ozon như trên, ozon không thể oxy hóa hoàn toàn các hợp chất hữu cơ, nhưng chúng đã cắt mạch carbon dài thành những mạch carbon ngắn, những mạch carbon ngắn này dễ dàng bị phân hủy bởi vi khuẩn (Krumins et al., 2001). Vì vậy, để loại bỏ tối đa carbon trong hệ thống tuần hoàn nên sử dụng ozon với liều lượng 0,7 mg O3/mg TOC (Edwards et al., 1993). Krumins et al (2001) báo cáo rằng, hàm lượng TOC giảm từ 2 – 4 mg/L và giảm 0,15 mg/l nitrit, sau 6h sục khí ozon với liều 15 g O3/kg thức ăn. Tương tự, Summerfelt et al (1997) cũng báo cáo, hàm lượng nitrit, carbon hữu cơ trong hệ thống tuần hoàn nuôi cá hồi giảm, khi sử dụng 36 – 39 g ozon/ kg thức ăn. Hàm lượng VSS và SS giảm khoảng 42 – 52,5% và DOC giảm 29,3–30,6%, khi hệ thống tuần hoàn nuôi cá Acanthopagrus schlegelii được sục khí ozon, có nồng độ 20 g O3/kg thức ăn/ngày (Park et al., 2013). Martínez et al (2011), đã xử lý nước thải sinh hoạt bằng ozon, với liều lượng 13 mg/L. Kết quả cho thấy, ozon làm giảm 88% COD, 68% BOD5 và 75% SS. Ngoài ra, Ozon cũng phản ứng với humic tạo ra hỗn hợp các chất aldehyl, xeton, axit cacboxyl và este, tùy thuộc vào góc tạo nên humic và điều kiện phản ứng (Bablon et al., 1991; Matsuda et al., 1992). Tuy nhiên, Bablon et al (1991) đã báo cáo, vẫn không biết được ảnh hưởng của những chất được tạo ra từ phản ứng humic và ozon đối với cá. Nhưng có thể ứng dụng ozon trong nuôi trồng thủy sản để cải thiện chất lượng nước.

Ngoài phản ứng oxy hóa làm giảm hàm lượng vật chất hữu cơ trong nước, ozon cũng được đánh giá cao trong việc loại bỏ nitrit (Colberg and Lingg, 1978; Rosenthal and Otte, 1979). Với một hằng số tỷ lệ 3,7 x 105 M/s,

35

ozon phản ứng nhanh với nitrit để tạo thành nitrat (Hoigne et al., 1985; Lin and Wu, 1996). Suantika et al (2001) đã báo cáo, ozon đã làm giảm 85% nitrit, 67% Nitrat và vật chất hữu cơ lơ lững trong hệ thống nuôi thâm canh luân trùng Brachionus plicatilis. Hàm lượng nitrit trong hệ thống nuôi giảm đáng kể, khi kết hợp giữa ozon với protein skimmer (Schroeder et al., 2010). Trong - được loại bỏ hoàn khi đó, Tạ Văn Phương (2006) đã báo cáo, hàm lường NO2 toàn khi nồng độ ozon trong bể ương tôm sú đạt 0,175 mg/L.

2.6.5.2 Khử trùng nguồn nước cho hệ thống nuôi

Ozon có hiệu quả tiêu diệt virus, vi khuẩn, nấm và sinh vật đơn bào gây bệnh cho nhiều đối tượng thủy sản (Liltved et al., 2006; Schneider et al., 1990; Sharrer and Summerfelt, 2007; Summerfelt et al., 2009). Chúng có khả năng tiêu diệt 99,9% vi khuẩn gây bệnh như: V. alginolyticus, Aeromonas salmonicida, V. anguillarum, V. salmonicida, Yersinia rucker (Colberg and Lingg, 1978; Liltved et al., 1995), khi chúng tiếp xúc vơi ozon có nồng độ khoảng 0,15 – 0,2 mg/L, trong thời gian 180 giây. Tương tự, mật độ vi khuẩn Pfiesteria piscicida và Vibrio anguillarum giảm 99%, khi chúng tiếp xúc với ozon có nồng độ 0,063 - 0,064 mg/L, trong thời gian 1 phút (Sugita et al., 1992). Tạ Văn Phương (2006) cũng báo cáo, mật độ vi khuẩn Vibrio sp. được loại bỏ hoàn toàn, khi nồng độ ozon trong bể ương tôm đạt 0,255 mg/L. Theo Wedemeyer (1996), để gây bất hoạt vi khuẩn thì hàm lượng ozon còn lại trong nước nên được duy trì từ 0,1 – 2 mg/L trong khoảng thời gian 1 - 3 phút, tùy theo từng dòng vi khuẩn. Ozon cũng tiêu diệt 99,9% virus IPNV (infectious pancreatic necrosis virus), khi tiếp xúc với ozon có nồng độ từ 0,15 – 0,20 mg/L, trong thời gian 180 giây (Colberg and Lingg, 1978; Liltved et al., 1995). Arimoto et al (1996) cũng báo cáo, ozon gây bất hoạt virus SJNNV (striped jack nervous necrosis virus), khi tích của nồng độ ozon (C) và thời gian (T) đạt 0,25. Theo Arimoto et al (1992) được trích dẫn bởi Gonçalves and Gagnon (2011) thì Nodavirus gây bệnh trên cá Pseudocaranx dentex có thể lây truyền từ cá mẹ sang trứng và ấu trùng trong quá trình đẻ trứng. Nodavirus thì được báo cáo là rất bền và chịu được nhiều điều kiện môi trường sống khác nhau. Tuy nhiên, chúng dể dàng bị bất hoạt khi tiếp xúc với ozon (Arimoto et al., 1996; Grotmol and Totland, 2000). Ozon cũng đem lại hiệu quả tích cực khi dùng để gây bất hoạt các virus gây bệnh trên bào ngư (Dixon et al., 1991), trên giáp xác (Chang et al., 1998), các virus gây bệnh trên tuyến tụy cá hồi Đại Tây Dương (McLoughlin et al., 1996). Tương tự, nó cũng có hiệu quả tích cực trong điều trị Ceratomyxosis trên cá hồi vân (Tipping, 1988). Mặc dù ozon có nhiều ưu điểm trong phòng bệnh và quản lý chất lượng nước nhưng hiện nay chỉ có một vài nông trại nuôi tôm áp dụng nó (Menasveta, 1980; Matsumura et

36

al., 1998; Sellars et al., 2005). Do các hiểu biết về nồng độ gây bất hoạt virus gây bệnh trên tôm còn hạn chế (Sellars et al., 2005). Chang et al (1998), đã so sánh khả năng làm bất hoạt virus gây bệnh đốm trắng trên tôm sú Penaeus monodon giữa một vài loại hóa chất thường được sử dụng để khử trùng nguồn nước với ozon. Kết quả cho thấy, virus WSSV bị bất hoạt hoàn toàn khi tiếp xúc với ozon có nồng độ 0,5 mg/l TRO, trong thời gian 10 phút. Schuur (2003) cho rằng, để bất hoạt các virus gây bệnh cho các loài giáp xác thì nồng độ CT của ozon trong khoảng 7,5 – 10.

Ozon cũng được sử dụng để giảm mật độ vi khuẩn trong hệ thống tuần hoàn (Sharrer and Summerfelt, 2007; Summerfelt et al., 2009) và giảm tác nhân gây bệnh cơ hội cho cá (Summerfelt, 2003), giúp ổn định thành phần vi khuẩn trên màng lọc sinh học trong thống nuôi Artemia (Wietz et al., 2009). Mật độ vi khuẩn Vibrio sp. cũng giảm đáng kể trong hệ thống tuần hoàn nuôi cá Acanthopagrus schlegelii, khi sử dụng ozon có hàm lượng 20 g O3/kg thức ăn/ngày (Park et al., 2013). Tuy nhiên, để khử trùng nguồn nước trong hệ thống tuần hoàn, đồi hỏi hàm lượng ozon phải cao. Vì trong hệ thống này hàm lượng nitrit và chất hữu cơ cao (Bullock et al., 1997). Nhưng sử dụng ozon với liều lượng cao sẽ gây độc cho cá (Bullock et al., 1997). Do đó, việc kết hợp giữa ozon và đèn UV đã năng cao hiệu quả khử trùng nguồn nước và giảm nguy cơ tác động xấu đến sức khỏe vật nuôi do ozon gây ra. Vi khuẩn trong nước bị loại bỏ hoàn toàn, khi sử dụng ozon với lưu lượng khí 0,1 – 0,2 mg/L/phút kết hợp với đèn UV, có cường độ chiếu xạ 50 mJ/cm2 (Sharrer and Summerfelt, 2007). Vi sinh cũng được bổ sung vào hệ thống nuôi sau khi xử lý ozon để tăng hiệu quả khử trùng nguồn nước. Meunpol et al (2003) đã báo cáo, giảm 3 đơn vị log vi khuẩn Vibrio harveyi D331 khi xử lý nước kết hợp giữa ozon có nồng độ 0,35 mg O3/L ROC, trong 30 phút với bổ sung Bacillus S11.

trong nước, ozon còn giúp

tăng

Trong quá trình ương nuôi các đối tượng thủy sản. Khử trùng nguồn nước tốt cũng góp phần hạn chế lây lan mầm bệnh và năng cao năng suất cho hệ thống ương, nuôi. Do đó, Ozon cũng được dùng để khử trùng nguồn nước cấp và nước thải, nhằm hạn chế lây lan mầm bệnh trong các trại sản xuất giống và các hệ thống nuôi thủy sản (Summerfelt et al., 2008). Ozon được bơm theo dòng nước cấp vào hệ thống bằng nhiều cách khác nhau, nhằm nâng cao hiệu quả diệt mầm bệnh, giảm chất hữu cơ lơ lững. Bên cạnh việc giảm sinh khối vi khuẩn tạo các hạt microflocculation từ các chất hữu cơ. Do đó, đã cải thiện được năng suất lọc (Otte and Rosenthal, 1979; Williams et al., 1982).

37

2.6.5.3 Cải thiện tỷ lệ sống và năng suất trong hệ thống nuôi

Trong hệ thống tuần hoàn ozon thường được sử dụng với nồng độ 7 - 39 g ozon/kg thức ăn/ngày, đã đem lại nhiều kết quả khả quan (Good et al., 2011). Sử dụng ozon với nồng độ 0,025 kg ozon/kg thức ăn, đã cải thiện đáng kể chất lượng nước trong bể nuôi và năng suất của bể lọc sinh học (Summerfelt and hochheimer, 1997), giảm tỷ lệ cá chết do vi khuẩn gây ra (Bullock et al. 1997). Tương tự, sử dụng ozon với nồng độ trong khoảng 0,036 - 0,039 kg ozon/kg thức ăn, đã cải thiện đáng kể tỷ lệ sống của cá hồi Oncorhynchus mykiss, khi chúng được nuôi trong hệ thống tuần hoàn (Bullock et al., 1997). Cũng với hình thức nuôi cá hồi Oncorhynchus mykiss trong hệ thống tuần hoàn. Good et al. (2011) báo cáo rằng, tăng trưởng của cá được cải thiện đáng kể, khi ozon được sử dụng vào hệ thống nuôi. Ozon được chứng minh là không gây độc cho tôm postlavae khi chúng tiếp xúc với ozon ở nồng độ 0,13 mg/L (Jiang et al., 2001; Meunpol et al., 2003). Tuy nhiên, những nghiên cứu đánh giá về khả năng tác động của ozon lên phôi tôm cũng như khả năng diệt virus gây bệnh trên tôm vẫn còn hạn chế. Do đó, độc tính của ozon cần được xác định cho từng loài nuôi trước khi khuyến cáo ứng dụng ozon để cải thiện chất lượng nước và kiểm soát mầm bệnh trong hệ thống nuôi loài này (Gonçalves and Gagnon, 2011). Tỷ lệ sống của tôm sú Penaeus monodon cũng được cải thiện đáng kể, sau khi chúng tiếp xúc với ozon có nồng độ 0,1 – 1 mg/L (Jiang et al., 2001; Meunpol et al., 2003). Trần Thị Kiều Trang và ctv (2006) cũng báo cáo, ấu trùng tôm sú tiếp xúc với ozon có nồng độ ozon trong khoảng 0,12 – 0,27 mg/L sẽ gia tăng tỷ lệ sống của ấu trùng. Tỷ lệ sống của ấu trùng tôm Jasus edwardsii giai đoạn IX được cải thiện đáng kể khi chúng tiếp xúc với ozon. Tuy nhiên, tỷ lệ dị tật và tỷ lệ chết của ấu trùng tôm ở các giai đoạn sau sẽ tăng khi tăng nồng độ ozon (Ritar et al., 2006)

2.6.5.4 Cải thiện tỷ lệ nở

Trong sản xuất giống, nấm và ký sinh trùng là một tác nhân gây bệnh phổ biến trên trứng và ấu trùng thủy sản (Forneris et al., 2003). Forneris et al (2003) đã báo cáo, nấm Saprolegniasis đã làm giảm từ 20 – 40% sản lượng trứng trong trại sản xuất giống cá hồi và ảnh hưởng đến quá trình phát triển phôi của trứng. Do đó, việc sử dụng ozon để khử trùng bề mặt vỏ trứng đã đem lại nhiều nhiệu quả tích cực (Liltved et al., 2006; Schneider et al., 1990; Sharrer and Summerfelt, 2007; Summerfelt et al., 2009). Tỷ lệ nở của trứng cá hồi vân được cải thiện khoảng 69,4%, khi hàng ngày trứng cá được tiếp xúc với ozon có nồng độ 0,1 mg/L, trong 10 phút (Forneris et al., 2003). Kết quả cũng tương tự với cá Latris lineate, khi trứng được xử lý với ozon có nồng độ 1 mg/L trong thời gian 1 phút (Battaglene and Morehead, 2006). Grotmol and

38

Totland (2000) cũng báo cáo, trứng cá Hippoglossus hippoglossus có tỷ lệ nở trên 80%, khi được xử lý bằng ozon có nồng độ 1 mg/L trong 5 phút. Tương tự, tỷ lệ nở của trứng loài Argyrosomus japonicus được cải thiện hơn 99%, khi trứng được tiếp xúc với ozon có tích của nồng độ và thời gian tiếp xúc là 1 (C x T = 1) (Ballagh et al., 2011). Nồng độ ozon trong khoảng 0,5 – 2 mg/L, được dùng để diệt virus và vi khuẩn gây bệnh cho trứng tôm he (Sellars et al., 2005; Coman and Sellars, 2007). Diệt 100% bào tử nấm Lagenidium callinectes, Haliphthoros milfordensis và Fusarium solani, khi chúng tiếp xúc với ozon có nồng độ 0,8 – 1 mg/L, trong khoảng thời gian 6 phút (Crisp et al., 1990). Ghomi et al (2007) cũng báo cáo, 100% nấm trên trứng cá Acipenser persicus bị tiêu diệt, khi tiếp xúc ozon có nồng độ 0,15 mg/L. Tuy nhiên, Trứng thụ tinh của các loài cá khác nhau thì mức chịu đựng hàm lượng ozon hòa tan cũng khác nhau. Do đó, cần phải xác định mức độ tiếp xúc với ozon của từng loài cho phù hợp (Grotmol et al., 2003). Ngoài ra, các chất oxy hóa được hình thành trong quá trình ozon hóa nước biển cũng có khả năng phản ứng với các hợp chất trên vỏ trứng, làm thay đổi chức năng của nó và có thể ảnh hưởng đến khả năng nở của trứng. Grotmol et al. (2003), đã nghiên cứu ảnh hưởng của ozon lên tỷ lệ nở của trứng cá Gadus morhua, Scophthalmus maximus và Hippoglossus hippoglossus, khi cho trứng tiếp xúc với ozon có nồng độ 2 mg O3/L trong thời gian 2 phút. Kết quả cho thấy, nồng độ ozon 2 mg O3/L đã làm bất hoạt các tác nhân gây bệnh cho trứng nhưng không có tác động tiêu cực đến trứng và tỷ lệ nở của trứng được cải thiện đáng kể.

2.6.5.5 Loại bỏ tảo độc và độc tố của nó

Có nhiều nghiên cứu công bố kết quả sử dụng ozon để diệt tế bào tảo (Sengco, 2009). Deeds et al (2004) đã báo cáo, nồng độ ozon 0,4 mg/L có thể diệt trên 80% tế bào tảo Karlodinium micrum trong các nông trại nuôi cá ở Chesapeake bay (Maryland, USA). Tương tự, các loài tảo Prorocentrium triestinum, Scrippsiella trochoidea và Karenia diginata cũng bị diệt khi tiếp xúc với ozon có nồng độ 1 g/m3 trong thời gian 15 phút (Ho and Wong, 2004). Ozon cũng có kết quả cao trong loại bỏ tảo Karenia brevis và độc tố của nó. 80% tế bào tảo Karenia brevis bị diệt khi tiếp xúc với nồng độ ozon 25 mg/L trong 10 giây và 100% tế bào tảo bị tiêu diệt trong 60 giây. Đồng thời độc tố Brevetoxins do tảo tiết ra trong môi trường nước cũng giảm đáng kể sau khi tiếp xúc với ozon trong thời gian 10 phút (Schneider et al., 2003).

Một vấn đề quan trọng khác là hiện tượng thủy triều đỏ đã làm gia tăng độc tính brevetoxin tích lũy trong cơ thể nhuyễn thể (Schneider et al., 2003). Độc tố này sẽ gây độc cho hệ thần kinh và có thể gây chết người (Baden et al., 1984). Nước biển được ozon hóa đã được chứng minh có hiệu quả trong việc

39

loại bỏ độc tố Brevetoxin trong nước, đồng thời cũng có khả năng làm giảm tích lũy độc tố trong cơ thể nhuyễn thể (Blogoslawski et al., 1979). Schneider et al (2003), đã kiểm tra hiệu quả khả năng loại bỏ tảo gây ra hiện tượng thủy triều đỏ Karenia brevis và độc tố của nó tiết ra trong môi trường nước biển nhân tạo. Kết quả cho thấy ozon gần như loại bỏ hoàn toàn độc tố trong môi trường nước.

2.6.5.6 Cải thiện chất lượng thức ăn tươi sống

Hiệu quả kinh tế của ương ấu trùng cá biển phụ thuộc rất lớn vào chất lượng thức ăn tươi sống. Trong đó, nhu cầu luân trùng và Artemia cho các trại sản xuất giống gia tăng trong những năm qua (Suantika et al., 2003). Artemia và Brachionus plicatilis là những sản phẩm tốt nhất cho ương ấu trùng cá và giáp xác. Nhưng hiện nay vẫn còn một số vấn đề trong nuôi và sử dụng chúng. Việc sản xuất ra luân trùng không ổn định và có chất lượng thấp đã ảnh hưởng rất nhiều đến tỷ lệ sống trong quá trình ương các loài cá và giáp xác (Suantika et al., 2003). Một trong những nguyên nhân dẫn đến vấn đề nêu trên là chất lượng nước trong hệ thống nuôi giảm nhanh chóng (Suantika et al., 2001; Suantika et al., 2003).

Hơn nữa, chất lượng nước là yếu tố quan trọng ảnh hưởng đến sức khỏe luân trùng trong hệ thống nuôi (Yoshimura et al., 1994). Những luân trùng nuôi trong hệ thống nuôi có chất lượng kém, nó là nguy cơ lây nhiễm vi khuẩn gây bệnh cho ấu trùng cá và giáp xác. Là nguyên nhân dẫn đến tỷ lệ sống và tăng trưởng của các đối tượng ương giảm khi sử dụng chúng (Munro et al., 1994). Do đó, việc giảm mật độ vi khuẩn trong các hệ thống nuôi luân trùng là rất cần thiết. Suantika et al (2001) đã kết luận, sử dụng ozon cho hệ thống tuần hoàn nuôi luân trùng đã giúp cải thiện chất lượng nước, làm giảm 67% hàm lượng amoni, 85% nitrit và 67% nitrat. Bên cạnh đó, mật độ luân trùng trong hệ thống nuôi cũng ổn định hơn, thời gian nuôi kéo dài hơn và mật vi khuẩn trong bể nuôi cũng giảm thấp.

Ngoài luân trùng, Artemia cũng là tác nhân lây lan vi khuẩn gây bệnh cho ấu trùng cá, giáp xác khi chúng sử dụng Artemia. Do vi khuẩn phát triển nhanh trong quá trình ấp và giàu hóa Artemia. Tolomei et al (2004) đã báo cáo, mật độ vi khuẩn sinh ra trong quá trình giàu hóa Artemia bằng tảo thương mại giảm 99,5% khi tiếp xúc với ozon có nồng độ 4 mg/L trong thời gian 5 phút, nhưng ở nồng độ ozon này hoàn toàn không gây chết Artemia.

2.6.6 Những hạn chế của ozon

Ozon là chất oxy hóa mạnh nhưng không bền. Do đó, ozon tạo ra nên được sử dụng ngay (Oakes et al., 1979). Chi phí chủ yếu cho sử dụng ozon là điện. Điện giúp chuyễn đổi oxy thành ozon. Nhưng quá trình này không đem

40

lại hiệu quả cao, vì chỉ có 10% điện được sử dụng để tạo ra ozon, phần còn lại phát sinh nhiệt (Oakes et al., 1979)

Trong môi trường nước, tốc độ oxy hóa và chu kỳ bán rã của ozon phụ thuộc vào nhiều yếu tố như: nhiệt độ, pH, hàm lượng TOC và bicarbonate (Bablon et al., 1991). Trong hệ thống nuôi trồng thủy sản, khi hàm lượng TOC trong nước quá cao thì chu kỳ bán rã của ozon có thể nhỏ hơn 15 giây (Bullock et al., 1997). Tỷ lệ phản ứng oxy hóa của ozon tăng, khi pH từ 8 – 9 và độ kiềm thấp (Staehelin and Hoignè, 1985). Ngoài ra, ozon còn theo bọt khí thất thoát ra bên ngoài môi trường không khí (Liltved et al., 1995).

Khả năng hòa tan của ozon trong môi trường nước cũng chịu ảnh hưởng bởi công suất máy, nhiệt độ, độ mặn, kích thước bọt khí trong nước (Meunpol et al., 2003). Trong môi trường nước mặn 30 ‰ độ hòa tan của ozon khoảng 0,2% (Meunpol et al., 2003)

2.6.7 Độc tính của ozon

Có hai vấn đề đáng quan tâm khi sử dụng ozon. Thứ nhất, sự hình thành bromate và bromoform sau khi ozon tiếp xúc với môi trường nước biển. Chúng được xem là tác nhân hình thành nên các hợp chất gây bệnh ung thư (Lee et al., 2008). Sản phẩm sau khử trùng (DBP) được hình thành từ sự liên kết giữa tất cả các chất khử trùng với chất oxy hóa. DBP đáng quan tâm nhất -), đó là sự kết hợp giữa ion tự do (Br-) khi sử dụng ozon là bromate (BrO3 trong môi trường nước biển với ozon (Legube et al., 2004). Dư lượng ozon sau khi tẩy trùng cũng cần phải loại bỏ trước khi thả các đối tượng thủy sản vào hệ thống nuôi. Bởi vì, nồng độ ozon ở mức thấp 0,01 mg/L cũng có thể gây chết cá. Tuy nhiên, nồng độ gây chết thực tế còn phụ thuộc vào từng loài và giai đoạn phát triển của đối tượng nuôi (Summerfelt, 2003). Thực tế, việc ứng dụng ozon trong môi trường nước biển sẽ sinh ra nhiều sản phẩm có hại. Do ozon phản ứng mạnh mẻ với bromide (Br-) và Chloride (Cl-) tạo thành các sản phẩm ion oxy hóa. Trong khi đó, sản phẩm này rất ít trong môi trường nước ngọt (Sugita et al., 1996).

Thứ hai, dư lượng ozon rất độc cho thủy sinh vật, ngay cả khi ở mức thấp (Bullock et al., 1997). Bởi vì, ozon có thể oxy hóa các hợp chất trong cơ thể sống như axit amin, nucleotide, axit béo, flavin, protein có chứa góc sulfhydryl (Carmichael et al., 1982), làm giảm hoạt động của enzyme (Sugita et al., 1995) hoặc phá vở màng tế bào của các enzym (Summerfelt and hochheimer, 1997), hay đổi cấu trúc mô, huyết tương và mất căng bằng sinh lý trong cơ thể (Reiser et al., 2010). Ozon được báo cáo là độc hại đối với các sinh vật nước ngọt và nước mặn khi dư lượng ozon ở nồng độ 0,01 – 0,1 mg/L. Do đó, việc ứng dụng ozon vào các hệ thống lọc sinh học và hệ thống

41

ương nuôi cần phải được xem xét cẩn thận. Sử dụng trực tiếp ozon vào các bể ương nuôi thường không được khuyến cáo. Bởi vì, chúng làm gia tăng nguy cơ dư lượng ozon trong hệ thống nuôi và ảnh hưởng đến sức khỏe vật nuôi (Gonçalves and Gagnon, 2011).

2.6.7.1 Dư lượng oxy hóa và hệ thống RAS

Quá trình ozon hóa nước lợ và nước mặn tạo ra nhiều sản phẩm oxy hóa TRO khác nhau gây độc cho thủy sinh vật như bromate, bromoform...(Holmes-Farley, 2006). Ozon phản ứng với bromide và Chloride hình thành nên các sản phẩm oxy hóa tương đối ổn định và gây độc cho thủy sinh vật. Do đó, khi ứng dụng ozon trong môi trường nước mặn, cần phải loại bỏ dư lượng ozon trong nước, trước khi đưa nước trở lại hệ thống tuần hoàn (Gonçalves and Gagnon, 2011).

Trong nuôi trồng thủy sản có thể sử dụng ozon để làm giảm tác nhân lây truyền bệnh từ mẹ hoặc từ môi trường sang trứng, thông qua quá trình khử trùng nước và trứng. Tuy nhiên, việc khử trùng trứng có thể làm kéo dài thời gian nở và làm giảm tỷ lệ nở (Grotmol et al., 2003). Nhưng khử trùng bằng ozon với nồng độ thích hợp cho từng loài thì sẽ làm giảm tác nhân gây bệnh lây truyền từ cá thể bố, mẹ sang trứng, giúp cho quy trình sản xuất được ổn định hơn (Grotmol et al., 2003). Trứng cá ít nhạy cảm với TRO hơn giai đoạn ấu trùng (Coler and Asbury, 1980), giai đoạn giống và giai đoạn trưởng thành (Ozawa et al., 1991). Coler and Asbury (1980) đã báo cáo, 50% trứng cá bơn không nở sau khi tiếp xúc với 2,2 mg TRO/L, trong thời gian 1 phút. Nhưng với nồng độ 0,02 – 0,05 mg/L TRO, ozon đã gây chết 50% ấu trùng giai đoạn từ 3 – 15 ngày tuổi khi chúng tiếp xúc với ozon trong thời gian 24h. Tương tự Mimura et al (1998) đã báo cáo, tỷ lệ chết của ấu trùng cá 44 ngày tuổi lên đến 50% khi tiếp xúc với 0,15 mg/L TRO trong 24h. Các tế bào biểu mô trên mang ấu trùng cá chết khi tiếp xúc với ozon, đều bị phá vở (Coler and Asbury, 1980; Mimura et al., 1998). Độc tính của ozon cũng gây chết 50% trứng và ấu trùng tôm (Sillago japonica), khi chúng tiếp xúc với 0,18 và 0,23 mg/L TRO, trong thời gian 24h (Isono et al., 1993).

Các thí nghiệm về độc tố của ozon cho thấy, tôm ít chịu ảnh hưởng dư lượng ozon hơn cá. Tôm Penaeus chinensis và Paralichthys olivaceus vẫn sống tốt sau 48 h tiếp xúc với TRO có nồng độ lớn hơn 1 mg/L. Trong khi đó, cá Hippoglossus hippoglossus chỉ sống được 3 h, khi TRO có nồng độ 1 mg/L và 48 h khi TRO có nồng độ 0,13 mg/L (Jiang et al., 2001). Davis and Arnold (1997) đã báo cáo rằng dư lượng ozon ở mức 0,22 mg/L không ảnh hưởng đến tỷ lệ sống của luân trùng Brachionus plicatilis. Nhưng nó có khả năng loại bỏ vi khuẩn và các mầm bệnh khác trong hệ thống nuôi luân trùng. Do đó, các hệ

42

thống nuôi luân trùng có thể sử dụng nồng độ ozon này để hạn chế mầm bệnh cho hệ thống nuôi (Davis and Arnold, 1997).

2.6.7.2 Sản phẩm ozon hóa

Sản phẩm ozon hóa OPO cũng gây độc cho đối tượng thủy sản nhiều hơn và ổn định hơn ozon. Chúng có thể tồn tại trong hệ thống nuôi và ảnh hưởng đến sức khỏe vật nuôi, thậm chí gây chết (Richardson et al., 1983; Hall et al., 1981; Meunpol et al., 2003; Reid and Arnold, 1994; Jiang et al., 2001). Tôm giống Litopenaeus vannamei tiếp xúc với OPO trong một khoảng thời gian dài, với nồng độ từ 0,1 – 0,15 mg/L, sẽ gây ra hiện tượng mềm vỏ. Hàm lượng OPO 0,06 mg/L, được xem là an toàn cho tôm thẻ chân trắng (Schroeder et al., 2010). Tuy nhiên, chúng có khả năng chịu đựng OPO lên đến 1 mg/L, trong 24h (Reid and Arnold, 1994). Cũng với nồng độ OPO từ 0,1 – 0,15 mg/L nhưng cá bơn Psetta maxima giống chết hoàn toàn, sau 24h tiếp xúc. Nồng độ OPO 0,06 mg/L được xem là an toàn cho giai đoạn giống (Reiser et al., 2010) Trong khi đó, cá giống Sciaenops ocellatus chỉ chịu đựng nồng độ OPO lên đến 0,1 mg/L, trong cùng một khoảng thời gian (Reid and Arnold, 1994). Tương tự, tỷ lệ sống của tôm giống Penaeus chinensis không bị ảnh hưởng, sau khi tiếp xúc với OPO có nồng độ cao hơn 1 mg/L, trong 48h. Trong khi đó, cá giống Paralichthys Olivaceus chết hoàn toàn, khi tiếp xúc với OPO có nồng độ 1 mg/L, trong 3 giờ (Jiang et al., 2001). Ngoài OPO, hàm lượng ROC (residual ozone concentration) cũng ảnh hưởng đến đối tượng thủy sản. Ấu trùng hàu chết, khi tiếp xúc với ozon có nồng độ hơn 0,5 mg O3/L ROC (Maclean et al., 1973). Trong khi đó, nồng độ 9,3 μg O3/l ROC (96 h LC50), đã phá vở cấu trúc mang của cá hồi giống Salmo gairdneri (Wedemeyer et al., 1979). Tôm sú giống penaeus monodon, mất căng bằng sinh lý, mang bị phá hủy và chết, khi tiếp xúc với ozon có nồng độ 0,34 – 0,5 mg O3/L ROC, trong 8h (Meunpol et al., 2003).

2.6.7.3 Liều lượng ozon và thời gian tiếp xúc

Khả năng chịu đựng độc tố ozon phụ thuộc vào từng loài và giai đoạn phát triển của sinh vật (Reid and Arnold, 1994; Grotmol and Totland, 2000). Grotmol et al. (2003) đã báo cáo, trứng cá bơn có khả năng chịu đựng nồng độ ozon cao hơn trứng cá tuyết. Jiang et al. (2001) cũng báo cáo, giai đoạn postlavae của tôm he Penaeus chinensis chịu đựng nồng độ ozon cao hơn cá bơn giống Paralichthys olivaceus. Tỷ lệ nở của trứng tôm Penaeus japonicus phụ thuộc vào nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc giữa trứng tôm và ozon (Sellars et al., 2005; Coman et al., 2005). Hàm lượng ozon được kết hợp giữa nồng độ ozon cao với thời gian ngắn thì gây độc cho trứng tôm cao hơn khi kết hợp giữa nồng độ ozon thấp với thời gian dài (Coman et al., 2005). Do đó,

43

độc tính của ozon lên thủy sinh vật phụ thuộc vào nồng độ ozon hơn thời gian mà thủy sinh vật tiếp xúc với ozon (Coman et al., 2005). Độc tố ozon gây cho trứng, thường gặp là làm giảm tỷ lệ nở của trứng (Buchan et al., 2006; Grotmol and Totland, 2000; Hall et al., 1981). Do chúng làm sơ cứng bề mặt vỏ trứng hoặc làm giảm enzyme kích thích nở (Grotmol and Totland, 2000). Ben-Atia et al (2007) đã báo cáo, Tỷ lệ nở của cá vền Sparus aurata, giảm khi tích giữa nồng độ ozon và thời gian xử lý (C x T) lớn hơn 1,2. Bên cạnh đó, sử dụng ozon với nồng độ cao cũng làm tăng tỷ lệ dị hình của cá bột sau khi nở (Forneris et al., 2003). Ngoài ra, khả năng gây độc của ozon cũng phụ thuộc vào môi trường nước. Trong nước ngọt, ozon có thể gây độc cho đối tượng nuôi, khi hàm lượng ozon trong nước rất thấp (Coler and Asbury, 1980; Fukunaga et al., 1991; Fukunaga et al., 1992a, 1992b; Hebert et al., 2008; Leynen et al., 1998; Paller and Heidinger, 1979; Ritola et al., 2000; Wedemeyer et al., 1979). Do đó, cần phải tính toán kỹ nồng độ ozon cho vào hệ thống nuôi để không để lại tồn lưu trong môi trường, gây độc cho cá (Summerfelt, 2003; Summerfelt et al., 2009; Davidson et al., 2011). Wedemeyer et al. (1979) đã đề nghị, hàm lượng ozon an toàn cho cá hồi 0,002 mg/L. Hàm lượng ozon trong hệ thống cao hơn mức khuyến cáo, ozon sẽ phá hủy mô trên mang cá, làm mất căng bằng sinh lý dẫn đến cá dễ bị nhiễm trùng hoặc chết (Paller and Heidinger, 1980; Bullock et al., 1997), phá hủy các enzyme, lipid, tế bào biểu mô trên mang làm cá giảm khả năng hô hấp (Wedemeyer et al., 1979). Bên cạnh đó, chúng còn ảnh hưởng đến các tế bào hồng cầu (Fukunaga et al., 1992a, 1992b). Trong nước biển, brom tự do và bromite được xem là yếu tố khử trùng. Tuy nhiên, các chất này cũng gây độc cho nhiều loài cá nuôi (Jones et al., 2006; Meunpol et al., 2003; Richardson et al., 1983).

Ngoài yếu yếu tố độ mặn thì nhiệt độ cũng ảnh hưởng đến khả năng gây độc của ozon. Nhiệt độ càng cao thì độc tính của ozon càng giảm (Ballagh et al., 2011).

2.6.7.4 Bromat và thủy sinh vật

Trong những năm gần đây, bromade được xem là một chất gây ô nhiễm trong các nhà máy cung cấp nước sạch và trong các hồ cá cảnh, do sự hình thành tự nhiên từ quá trình ozon hóa nước biển. Bromat là chất gây ung thư do đó cần phải kiểm soát chặt chẽ nước uống ở các nhà máy cung cấp nước sạch có sử dụng công nghệ ozon (Krasner et al., 1993; Weinberg et al., 1993; Bull and Cotruvo, 2006).

Quá trình liên kết giữa các chất khử trùng và chất oxy hóa tạo thành sản phẩm khử trùng DBP (Sohn et al., 2004; Jarvis et al., 2007). Tuy nhiên, sản

44

phẩm khử trùng DBP đang được nhiều quan tâm hiện nay khi khử trùng nước -) là trạng thái biển tự nhiên là bromat (Legube et al., 2004). Ion bromat (BrO3 oxy hóa cao nhất của ion brom. Bromat được hình thành thông qua quá trình oxy hóa các ion brom trong môi trường nước biển hoặc nước ngầm, bởi Cl2, HOCl hoặc O3. Bromat được hình thành sau một loạt các phản ứng giữa ion brom với ozon và nhóm OH (Glaze et al., 1993). Đầu tiên của quá trình này là ozon phản ứng oxy hóa brom tạo thành ion hypobrom (OBr-), Hypobrom tiếp tục bị oxy hóa để tạo thành sản phẩm bromat (Glaze et al., 1993). Sản phẩm bromat được hình thành trong quá trình oxy hóa ozon phụ thuộc vào nồng độ ion brom trong môi trường nước, nồng độ chất hữu cơ trong tự nhiên (NOM), pH, nồng độ ozon và thời gian phản ứng (Marhaba and Bengraïne, 2003; Sohn et al., 2004; Jarvis et al., 2007), nồng độ DOC, độ kiềm và nồng độ ammoniac (Marhaba and Bengraïne, 2003; Sohn et al., 2004; Jarvis et al., 2007).

Trong môi trường nước lợ và nước biển, ozon phản ứng với ion bromus tạo thành sản phẩm axit Hypobromus (HOBr) và ion hypobromite (OBr-). Các sản phẩm này nó gây độc cho cá và nhuyễn thể (Keaffaber et al., 1992 trích dẫn bởi Bullok et al., 1997). Tuy nhiên, thời gian ozon hóa kéo dài hơn thì axit Hypobromus (HOBr) và ion hypobromite (OBr-) sẽ chuyễn thành dạng bromat -) (Marhaba and Bengraïne, 2003; Jarvis et al., 2007). Bromat là một (BrO3 chất bền và không gây độc cấp tính cho động vật thủy sản (Marhaba and Bengraïne, 2003; Liltved et al., 2006; Jarvis et al., 2007). Tuy nhiên, Grguric et al (1994) đã báo cáo, Bromat được tạo thành trong quá trình ozon hóa sẽ gây độc cho cá và các loài thủy sản khác, gây rối loạn hô hấp và điều hòa áp suất thẩm thấu. Nó cũng gây độc cho giáp xác như ấu trùng phyllosoma (Ritar et al., 2006). Kết quả thử nghiệm trên sinh vật biển cũng cho thấy, bromat gây độc cấp tính cho giống hàu Thái Bình Dương Crassostrea gigas là 30 mg/L, lớn hơn 100 mg/L cho ấu trùng tôm, cá và nghêu (Lugo-Fernandez and Roscigno, 1999). Một nghiên cứu khác cho thấy, ấu trùng hàu Thái Bình Dương Crassostrea gigas phát triển bất thường khi nồng độ bromat nằm trong khoảng 30 – 300 mg/L (Hirtle and Mann, 1978 trích dẫn bởi Gonçalves and Gagnon, 2011). Trứng hàu Thái Bình Dương Crassostrea gigas không thể nở khi nồng độ bromat đạt 1 mg/L (Stewart et al., 1979).

Tốc độ tăng trưởng của thủy sinh vật cũng bị thay đổi khi tiếp xúc với bromat. Tốc độ tăng trưởng của các loài tảo Glenodinium halli, Isochrysis galbana, Skeletonema costatum và Thalassiosira pseudonana giảm, khi chúng lần lượt tiếp xúc với bromat có nồng độ 16, 8, 0,125 – 16 và 16 mg/L (Erickson and Freeman, 1978 trích dẫn bởi Gonçalves and Gagnon, 2011). Bên cạnh đó, bromat cũng gây chết cho các loài tôm cá nuôi. Loài cá hồi Oncorhynchus keta và cá Cymatogaster aggregata chết khi tiếp xúc với

45

bromat có nồng độ 500 mg/L và 880 mg/L. Tương tự, hai loài tôm Pandalus danae và Neomysis awatschensis chết khi tiếp xúc với bromat 880 mg/L và 176 mg/L (Hirtle and Mann, 1978 trích dẫn bởi Hutchinson et al., 1997). Do đó, để giảm tác hại của bromat thì nồng độ bromat không nên vượt quá 3 mg/L (Hutchinson et al., 1997).

2.6.7.5 Ảnh hưởng của ozon và bromat đến sức khỏe con người

Theo Health and Safety Executive (1983) được trích dẫn bởi Martínez et al (2011), hàm lượng ozon trong không khí đạt 0,1 mg/L sẽ gây ảnh hưởng đến mắt, mũi và họng, gây viêm và sưng phổi kèm theo xuất huyết mao mạch. Tiếp xúc ozon trong thời gian dài, chúng có thể vào máu và tấn công các tế bào máu, protein và huyết thanh (Carmichael et al., 1982). Chúng ta có thể tiếp xúc với ozon với nồng độ thấp hơn 0,1 mg/L trong 8h nhưng nồng độ ozon cao nhất là 0,3 mg/L, với thơi gian tiếp xúc 10 phút (Summerfelt and hochheimer, 1997). Tiếp xúc với ozon có nồng độ 50 mg/L trong 30 phút sẽ gây tử vong (Health and Safety Executive, 1983 trích dẫn bỡi Martínez et al., 2011)

Ngoài ra, axit hypobromous cũng phản ứng với các chất hữu cơ tạo thành sản phẩm có chứa brom, đặc biệt là bromoform (CHBr) (Glaze et al., 1993). Việc hình thành và kiểm soát bromat đã được quan tâm từ những năm 1990, khi biết nó có khả năng gây ung thư trên người (Buffle et al., 2004). Tuy nhiên, hiện vẫn chưa có công bố nào đề cặp đến việc bromat gây ung thư trên người. Nhưng các thí nghiệm bromat trên các loài động vật có vú trong phòng thí nghiệm cho thấy, bromat đã làm thay đổi vật chất di truyền trong tế bào và có sự xuất hiện khối u trên cơ thể chúng khi tiếp xúc với bromat. Do đó, tổ chức WHO (World Health Organization) đã ra tiêu chuẩn cho hàm lượng bromat trong nước uống là dưới 0,01 mg/L (WHO, 2004 trích dẫn bởi Gonçalves and Gagnon, 2011).

Mặc dù, bromat và bromoform được báo cáo là ít gây độc cho động vật thủy sản (Liltved et al., 2006), nhưng chúng là chất gây ung thư cho người (Jones, 1987). Tuy nhiên, trong hệ thống RAS, bromat và bromoform được hình thành rất ít, do phản ứng giữa brom tự do với ammoniac (Von Gunten and Hoigne, 1994; Pinkernell and von Gunten, 2001; Sun et al., 2009).

2.6.8 Loại bỏ dư lượng chất khử trùng (DBP)

Có nhiều biện pháp khác nhau để loại bỏ chất khử trùng DBP như loại bỏ nguồn tạo ra bromat (Richardson et al., 1981; Wajon and Morris, 1982; Haag and Hoigné, 1983; von Gunten and Hoigné, 1994; von Gunten et al., 1993). Điều này có thể được thực hiện bằng biện pháp giảm pH, bổ sung ammoniac và hydrogen peroxide. Glaze et al (1993) đã báo cáo, có thể giảm

46

hình thành bromat đến 65%, khi hàm lượng NH3 trong môi trường đạt 1,1 mg/L và giảm 100%, khi hàm lượng NH3 đạt 1,4 mg/L. Tuy nhiên, biện pháp này thường không có hiệu quả khi trong môi trường nước có nhiều chất hữu cơ tự nhiên (NOM) (Marhaba and Bengraïne, 2003). Legube et al (1995) đã báo cáo rằng, việc hình thành bromat phụ thuộc vào pH, nồng độ Br- và ozon. pH cao và nhiệt độ thấp sẽ gia tăng hình thành bromat do giảm pKa của HBrO và OBr-. Vì vậy, nên giữ nồng độ ozon ở mức thấp và kéo dài thời gian tiếp xúc (Marhaba and Medlar, 1993). Krasner et al (1993) đã khuyến cáo, quá trình sục khí ozon nên chia từ 2 – 3 lần để giảm dư lượng ozon trong nước và quá trình hình thành bromat nhưng vẫn đảm bảo được nồng độ và thời gian tiếp xúc (C x T) cho diệt mầm bệnh. Ngoài ra, việc giảm pH trong quá trình ozon hóa cũng làm giảm liều lượng ozon cần thiết để tạo đủ nồng độ CT cho diệt mầm bệnh, đồng thời nó cũng làm giảm quá trình hình thành bromat (Krasner et al., 1993).

Dư lượng ozon trong môi trường nước và các sản phẩm trung gian trong quá trình khử trùng cũng gây độc cấp tính cho thủy sinh vật. Nên việc loại bỏ dư lượng chúng trong hệ thống nuôi trở nên rất cần thiết, để bảo đảm sức khỏe tốt cho vật nuôi (Liltved et al., 1995; Summerfelt, 2003; Summerfelt et al., 2004; Liltved et al., 2006). Có thể dùng các chất khử, chiếu xạ tia UV hoặc bằng than hoạt tính để loại bỏ dư lượng ozon. Summerfelt et al (2004) đã báo cáo, hàm lượng ozon nhỏ hơn 0,3 mg/L sẽ phân hủy hoàn toàn khi đi qua đèn UV có công suất 80,4 - 153,3 mW s/cm2. Tuy nhiên, than hoạt tính được xem là phương pháp loại bỏ ozon đơn giản nhất trong nuôi trồng thủy sản (Ozawa et al., 1991).

47

Chương 3

VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

3.1 Phương pháp tiếp cận

Nghiên cứu này được thực hiện dựa trên các cơ sở tiếp cận như sau: (i) Qua các nghiên cứu trong và ngoài nước cho thấy, ozon có ưu điểm tiêu diệt nhanh mầm bệnh với nống độ thấp và thời gian xử lý ngắn. Ozon cải thiện chất lượng nước trong các hệ thống ương nuôi các loài động vật thủy sản; (ii) Các nghiên cứu ứng dụng ozon trong hệ thống sản xuất giống thủy sản trên thế giới thường được áp dụng trên giai đoạn trứng và giai đoạn ấu trùng, với các chỉ tiêu đánh giá thường tập trung vào khả năng ozon tiêu diệt mầm bệnh trên đối tượng nghiên cứu, đánh giá tỷ lệ sống và tỷ lệ dị hình trên ấu trùng và (iii) Ở nước ta, các nghiên cứu ứng dụng ozon trên tôm sú và tôm càng xanh luôn được tiến hành với các thí nghiệm như (1) khảo sát về khả năng hòa tan ozon trong nước; (2) khả năng chịu đựng độc tính ở từng giai đoạn ấu trùng tôm sú hoặc tôm càng xanh, để xác định nồng độ an toàn cho đối tượng ương thông qua đánh giá LC50, NOEC hoặc LOEC; (3) Tần xuất xử lý ozon trong quá trình ương và (4) Xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống tôm. Đó là một số cơ sở cho việc hình thành ý tưởng nghiên cứu của luận án. 3.2 Thời gian và địa điểm nghiên cứu

Nghiên cứu được thực hiện từ tháng 1/2016 đến tháng 6/2018 tại trại thực nghiệm sản xuất giống giáp xác của Trường Cao đẳng Cộng đồng Cà Mau. 3.3 Vật liệu nghiên cứu - Máy Ozon Max (OMZ-4) có công suất 4 g/h - Máy đo nồng độ khí ozon (DOZ-30) - Thùng nhựa 60 L - Bể composite 1,6 m3 - Cân đồng hồ, cân điện tử - Kính lúp, kính hiển vi - Các trang thiết bị phục vụ cho quá trình sản xuất giống như: máy bơm chìm, máy sục khí, vợt… - Trang thiết bị phân tích các yếu tố thủy lý, hóa như: máy đo nhiệt độ, pH, -, buret và bình tam giác để oxy hòa tan, máy đo quang phổ để đo TAN và NO2 xác định hàm lượng COD. - Trang thiết bị phân tích vi khuẩn Vibrio sp., vi khuẩn tổng, protozoa, nấm như kính hiển vi, kính lúp, nồi autoclave, đĩa petri… - Trang thiết bị cắt mẫu mô

48

3.4 Hóa chất - Hóa chất xử lý nước (Chlorine, EDTA, Natri bicarbonate….) - Các hóa chất phân tích các yếu tố thủy hóa, phân tích vi sinh - Hóa chất phục vụ quá trình cắt mô như dung dịch Davidson, cồn 70o, 90o, toluen...

3.5 Nguồn nước dùng trong thí nghiệm

Nước dùng trong thí nghiệm được chuẩn bị từ nguồn nước ngọt là nước máy và nước có độ mặn cao từ 75 – 100 ‰ được mua từ ruộng muối Long Hải – Bạc Liêu. Nước dùng để nuôi luân trùng, nuôi tảo, ấp Artemia, có độ mặn 25 ‰ và nước dùng để nuôi vỗ và ương ấu trùng cua có đô mặn 30 ‰ được pha từ 2 nguồn nước trên. Nước sau khi pha được lọc qua than hoạt tính và lõi lọc gòn 1 µm (MBC, Graver USA), sau đó đi qua hệ thống đèn cực tím UVC (254 nm) và xử lý EDTA (10 g/m3). Độ kiềm được duy trì ở mức 100 – 120 mg CaCO3/L bằng NaHCO3 theo mức khuyến cáo của Lý Văn khánh và ctv., (2015).

3.6 Thiết kế hệ thống lọc sinh học nuôi vỗ cua mẹ Bể nuôi vỗ cua mẹ là bể nuôi có đáy phẳng, với thể tích 500 L và được lắp đặt hệ thống lọc sinh học dưới đáy bể. Hệ thống lọc sinh học được thiết kế gồm: những ống nhựa PVC, đường kính 27 mm được đặt dưới đáy bể, khoảng cách giữa các ống nhựa là 10 cm, trên mỗi ống nhựa được khoan nhiều lỗ nhỏ, khoảng cách giữa các lỗ là 10 cm và mỗi lỗ có đường kính 6 mm. Những ống nhựa được lấp kín bỡi một lớp đá 1 x 2 cm dày 10 cm và một lớp cát trên cùng dày 5 cm. Lưới mành có kích thước mắt lưới nhỏ hơn 0,5 mm được đặt giữa lớp cát và đá để tách riêng cát và đá. Các ống nhựa PVC ở dưới đáy được nối với bốn ống nhựa PVC đặt thẳng đứng trong bể. Mỗi ống sục khí có gắng đá bọt được cho vào bên trong mỗi ống PVC thẳng, để kéo nước từ bên dưới lên. Lượng nước bị kéo lên được điều chỉnh sao cho lưu lượng nước qua bể mặt lọc khoảng 1 – 2 L/phút. Nước có độ mặn 30 ‰, được cấp vào bể đến khi đạt độ sâu từ 50 – 60 cm (Phụ lục hình F1).

3.7 Nguồn cua mẹ và tiêu chí lựa chọn cua mẹ nuôi vỗ Nguồn cua mẹ nuôi vỗ được thu gom từ các đầm nuôi tôm quảng canh của huyện Đầm Dơi – Tỉnh Cà Mau. Cua mẹ được chọn cho nuôi vỗ có khối lượng từ 350 – 450 g và thành thục đến giai đoạn 5 (Lâm Tâm Nguyên, 2010). Cua hoạt động mạnh, còn nguyên các chân bò, không bị đốm nâu và đốm đen trên cơ thể. Cua mẹ sau khi cắt mắt được tắm bằng formol 150 µL/L trong thời gian 30 phút trước khi thả vào bể nuôi vỗ, nhằm hạn chế lây lan mầm bệnh vào hệ thống nuôi vỗ cua mẹ (Trần Ngọc Hải, 2017).

49

3.8 Nguồn ấu trùng Ấu trùng được sản xuất từ nguồn cua mẹ nuôi vỗ trong bể 500 L, có bố trí hệ thống lọc chìm (như mô tả ở mục 3.4). Thức ăn là mực và sò huyết cho ăn 3 lần/ngày vào lúc 8h, 17h và 22h. Cua được cho ăn theo nhu cầu. Sau khi đẻ, cua mẹ mang trứng được nuôi riêng và được thay 100% nước/ngày. Trứng cua mới đẻ có màu vàng. Sau đó, trứng chuyển dần từ màu vàng sang màu cam và màu đen. Trứng nở sau 9 - 12 ngày ấp. Những ấu trùng Zoea có tập tính hướng quang mạnh, tập trung nhanh trên bề mặt bể nở thì được dùng để thí nghiệm.

3.9 Chuẩn bị thức ăn ương ấu trùng 3.9.1 Gây nuôi tảo Chlorella sp. và tảo Nannochloropsis sp. Tảo Chlorella sp. và tảo Nannochloropsis sp. có nguồn gốc từ bộ môn Thủy sinh học ứng dụng – Khoa Thủy Sản – Trường Đại Học Cần Thơ, được nuôi trong bình nhựa Carboy có thể tích 20 L, với tỷ lệ tảo chiếm 10% thể tích (Phụ lục hình F2). Trong suốt thời gian nuôi, tảo được cung cấp dinh dưỡng bằng dung dịch Walne. Khi tảo đạt mật độ cực đại thì tiến hành thu 50% tảo qua túi lọc 5 μm để loại bỏ xác tảo chết sau đó tảo được ly tâm và đem trữ lạnh đến khi cho luân trùng ăn.

Luân trùng nước lợ Brachionus plicatilis được cung cấp từ Bộ môn

3.9.2 Nuôi luân trùng Thủy sinh học ứng dụng – Khoa Thủy Sản – Trường Đại Học Cần Thơ. Luân trùng được nuôi với mật độ ban đầu 50 con/mL trong bể composite 1,6 m3 với độ mặn 25 ‰ (Phụ lục hình F3). Hàng ngày, chúng được cho ăn bằng tảo Chlorella sp và Nannochloropsis sp cô đặc (1,3 x 109 tế bào/mL). Luân trùng được giàu hóa bằng DHA trước khi cho ấu trùng cua ăn.

3.9.3 Phương pháp làm giàu luân trùng

Luân trùng sau khi thu qua lưới lọc 50 μm được rữa sạch bằng nước mặn 25 ‰. Sau đó, luân trùng được giàu hóa bằng DHA (Protein Selco của INVE Bỉ, thành phần gồm protein: min 27%; lipid: min 29%; n-3 HUFA min 80 mg/g khối lượng khô, DHA/EPA = 2) và vitamin C từ 6 – 8 giờ trước khi cho ăn, với liều lượng 0,6 g/L cho 500.000 luân trùng và 1 g Vitamin C/L. Sau khi giàu hóa, luân trùng được thu và tiếp tục rữa sạch và tắm trong formol với nồng độ 150 µL/L trong thời gian 1 phút để giảm bớt mầm bệnh trên luân trùng.

3.9.4 Ấp Artemia bung dù Trước khi ấp, trứng Artemia được ngâm qua chlorine trong 5 phút với nồng độ 200 mg/L để bào mòn vỏ Artemia và loại bỏ mầm bệnh bám trên

50

trứng Artemia. Sau đó, trứng bào xác Artemia được cho nở với mật độ 2 g/L trong nước có độ mặn 30 ‰, sục khí liên tục trong 9 – 12 giờ, khi trứng bung dù khoảng 70% thì thu cho ấu trùng cua ăn. Artemia bung dù được thu qua túi lưới, rữa sạch và tắm trong formol với nồng độ 150 µL/L trong 5 phút. Để loại bỏ mầm bệnh trước khi cho ấu trùng ăn.

3.9.5 Cho nở ấu trùng Artemia Trứng bào xác Artemia được cho nở với mật độ 2 g/L trong nước có độ mặn 30‰, sục khí liên tục trong khoảng 18-24 giờ dưới điều kiện chiếu sáng thì trứng nở. Sau khi trứng nở thì ngưng sục khí, thu naupli Artemia cho ấu trùng cua ăn.

3.9.6 Phương pháp giàu hóa Artemia Ấu trùng naupli giai đoạn Instar II (khoảng 24 -30 giờ sau khi ấp) được thu, rữa sạch và giàu hóa trong nước mặn 30 ‰. Chúng được giàu hóa bằng DHA và Vitamin C từ 8 - 12 giờ trước khi cho ăn với liều lượng 0,6 g DHA/L và 1 g Vitamin C/L nước nuôi. Sau khi giàu hóa tiến hành quan sát đường ruột của Artemia (ruột vàng đầy thức ăn) thì tiến hành thu ấu trùng Artemia, rữa sạch và tắm trong formol 150 µL/L trong 5 phút để loại bỏ mầm bệnh trước khi cho ấu trùng cua ăn.

3.10 Chế độ cho ăn

Ấu trùng cua được cho ăn luân trùng và Artemia với chế độ cho ăn

được trình bày ở Bảng 3.1. Bảng 3.1: Chế độ cho ăn áp dụng cho ấu trùng của biển trong thí nghiệm (Nghia et al., 2007) Thức ăn

Chế độ cho ăn

10 – 20 con/mL/lần 0,9 con/mL/lần 1,5 – 3 con/mL/lần 3 g/m3/lần

Giai đoạn ấu trùng Z1 Z2 Z3 Z4 Z5 Mega Cua1 Luân trùng (Rotifer) Artemia bung dù Artemia giàu hóa Fripak 150 3.11 Sơ đồ nghiên cứu

Luận án gồm có 4 nội dung nghiên cứu và được tiến hành từng bước

như mô tả trong sơ đồ hình 3.1.

51

Hình 3.1: Sơ đồ bố trí thí nghiêm của đề tài

3.12. Phương pháp bố trí thí nghiệm 3.12.1 Khảo sát khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon ở các thể tích nước khác nhau 3.12.1.1. Khảo sát khả năng hòa tan ozon ở các thể tích nước khác nhau Nồng độ ozon hòa tan dùng trong thí nghiệm được khảo sát lần lượt ở các thể tích khác nhau là 2 L (thí nghiệm 1.1 và 2.1), 60 L (thí nghiệm 1.2 và 2.2) và 1000 L (thí nghiệm 3) bằng máy ozon có công suất 4 g/h, lượng khí ozon phát ra được chia ra làm 3 nhánh như nhau sục vào 3 bể bằng đá bọt có thể tích 2 L hoặc 60 L hoặc 1000 L. Nồng độ ozon hòa tan trong nước được khảo sát ở độ mặn 30 ‰ và pH là 8,0 Khả năng hòa tan của ozon trong nước được kiểm tra định kỳ mỗi 10 phút, 20 phút và 30 phút/lần lần lượt cho các thể tích 2 L, 60 L và 1000 L nước bằng máy đo ozon (DOZ-30) để xây dựng đồ thị tương quan giữa thời gian và nồng độ ozon hòa tan trong nước có độ mặn 30 ‰. 3.12.1.2. Khảo sát khả năng duy trì ozon ở các thể tích nước khác nhau Khả năng phân hủy của ozon trong nước 30 ‰ ở các thể tích 2 L, 60 L và 1000 L được đánh giá sau khi ngừng sục khí ozon, mỗi bể được xác định nồng độ ozon 5 phút/lần bằng máy đo ozon (DOZ-30) để xây dựng đồ thị tương quan giữa thời gian và nồng độ ozon giảm trong nước có độ mặn 30 ‰.

52

3.12.2 Xác định ảnh hưởng của ozon lên trứng cua biển S. paramamosain

Thí nghiệm 1.1: Ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian xử lý lên sự phát triển của phôi Thí nghiệm được thực hiện trên máy ozon có công suất 4 g/h, lắp với 9 vòi sục khí. Mỗi vòi sục khí được gắn với một viên đá bọt và được điều chỉnh cho mức độ thổi khi và hòa tan ozon là như nhau. Các vòi sục khí được cho trực tiếp vào xô nhựa chứa 2 L nước, có độ mặn 30 ‰. Nguồn cua trứng thí nghiệm được nuôi vỗ trong hệ thống lọc sinh học như mô tả ở mục 3.4. Cua mẹ nuôi vỗ sau khi đẻ trứng được nuôi riêng trong xô nhựa có chứa 60 L nước. Trong quá trình ấp trứng, cua được thay nước 100%/ngày. Cua sau khi thay nước được ngâm liên tục trong iodine 1 mg/L. Cua trứng được nuôi đến khi trứng xuất hiện nhịp tim (9 ngày sau khi ấp) thì được dùng làm thí nghiệm, với mỗi nghiệm thức sử dụng 3 g trứng cua, được tách ngẫu nhiên từ buồng trứng cua đang ấp dưới bụng cua. Thí nghiệm được bố trí với 16 nghiệm thức bao gồm 2 nhân tố (nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc) được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần với 5 nồng độ ozon (luôn được duy trì trong suốt thời gian thí nghiệm) và 3 thời gian xử lý khác nhau. Thí nghiệm được tiến hành thực hiện lần lượt với 5 nồng độ, mỗi lần thực hiện với 9 xô nhựa có cùng nồng độ (3 nghiệm thức/lần) (Phụ lục hình F4). Nồng độ ozon trong suốt quá trình thí nghiệm sẽ được xác định và duy trì thông qua máy đo Ozon (DOZ- 30) (máy phát ozon sẽ được tắt hoặc mở để duy trì đúng nồng độ trong suốt thời gian thí nghiệm). Thí nghiệm nhằm xác định nồng độ ozon và thời gian xử lý phù hợp nhất mà tại đó trứng không bị ảnh hưởng đến vỏ trứng và phôi trứng cua.

- Nghiệm thức 1 (Đối chứng): Không xử lý ozon - Nghiệm thức 2: Xử lý ozon với nồng độ 0,1 mg/L trong 30 giây - Nghiệm thức 3: Xử lý ozon với nồng độ 0,1 mg/L trong 60 giây - Nghiệm thức 4: Xử lý ozon với nồng độ 0,1 mg/L trong 120 giây - Nghiệm thức 5: Xử lý ozon với nồng độ 0,2 mg/L trong 30 giây - Nghiệm thức 6: Xử lý ozon với nồng độ 0,2 mg/L trong 60 giây - Nghiệm thức 7: Xử lý ozon với nồng độ 0,2 mg/L trong 120 giây - Nghiệm thức 8: Xử lý ozon với nồng độ 0,3 mg/L trong 30 giây - Nghiệm thức 9: Xử lý ozon với nồng độ 0,3 mg/L trong 60 giây - Nghiệm thức 10: Xử lý ozon với nồng độ 0,3 mg/L trong 120 giây - Nghiệm thức 11: Xử lý ozon với nồng độ 0,4 mg/L trong 30 giây - Nghiệm thức 12: Xử lý ozon với nồng độ 0,4 mg/L trong 60 giây - Nghiệm thức 13: Xử lý ozon với nồng độ 0,4 mg/L trong 120 giây

53

- Nghiệm thức 14: Xử lý ozon với nồng độ 0,5 mg/L trong 30 giây - Nghiệm thức 15: Xử lý ozon với nồng độ 0,5 mg/L trong 60 giây - Nghiệm thức 16: Xử lý ozon với nồng độ 0,5 mg/L trong 120 giây

Thí nghiệm 1.2: Ảnh hưởng chu kỳ xử lý ozon đến chất lượng trứng cua biển S. paramamosain Sau khi đẻ, cua trứng được nuôi riêng từng con trong xô nhựa 60 L và tắm định kỳ theo từng nghiệm thức với nồng độ ozon được lựa chọn từ kết quả thí nghiệm 1.1. Xô dùng để tắm cua trứng có 60 L nước được sục khí ozon bằng hình thức sục khí venturi với máy tạo ozon có công suất 4 g/giờ của Ozon Max (OMZ-4) đến nồng độ ozon xử lý cao nhất nhưng không gây chết trứng ở thí nghiệm 1.1 và được xác định bằng máy đo ozon (DOZ-30). Cua trứng sau khi tắm ozon được chuyển sang xô nhựa 60 L với 100% nước mới để tiếp tục ấp đến khi nở. Riêng nghiệm thức đối chứng thì sử dụng iodine 1 mg/L sau mỗi lần thay nước và duy trì nồng độ đó đến khi thay 100% nước mới vào ngày hôm sau. Thí nghiệm gồm 4 nghiệm thức được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần với tần suất xử lý ozon khác nhau (Phụ lục hình F5). - Nghiệm thức 1: Không xử lý ozon - Nghiệm thức 2: Xử lý ozon 1 ngày/lần - Nghiệm thức 3: Xử lý ozon 2 ngày/lần - Nghiệm thức 4: Xử lý ozon 3 ngày/lần Các yếu tố môi trường như nhiệt độ, pH và DO được kiểm tra hàng ngày lúc 7h và 14h. Mật độ vi khuẩn tổng, vi khuẩn Vibrio sp trên trứng được kiểm tra hàng ngày trước và sau khi sục khí ozon, Protozoa và nấm trên trứng được kiểm tra hàng ngày trước khi sục khí ozon hoặc sử dụng iodine (nghiệm thức đối chứng). Tỷ lệ thải trứng được kiểm tra hàng ngày; tỷ lệ nở sẽ được xác định ngay sau khi trứng nở; tỷ lệ trứng thụ tinh được xác định sau khi cua đẻ 3 ngày, tỷ lệ ấu trùng dị hình được đánh giá sau khi trứng nở.

3.12.3 Ảnh hưởng của ozon lên các giai đoạn ấu trùng cua biển Thí nghiệm 2.1: Nồng độ ozon thích hợp cho từng giai đoạn ấu trùng cua biển Các thí nghiệm của nội dung này được thực hiện với máy ozon có công suất 4 g/h, lắp với 12 vòi sục khí. Mỗi vòi sục khí được gắn với một viên đá bọt và được cho vào xô nhựa chứa 2 L nước với độ mặn 30 ‰.

Nguồn ấu trùng dùng trong thí nghiệm được lấy cùng một bể ương 1,6 m3 (có chứa 1 m3 nước ương). Ấu trùng được ương trong quy trình nước trong hở, với mật độ 300 ấu trùng/L. Dựa vào thời gian biến thái của từng giai đoạn ấu trùng và quan sát trực tiếp trong bể ương, bố trí sao cho ấu trùng chuyển

54

giai đoạn sau 24 giờ theo dõi. Giai đoạn Zoea1 được lựa chọn sau 2 ngày ương, Zoea2 sau 5 ngày ương, Zoea3 sau 8 ngày ương, Zoea4 sau 11 ngày ương, Zoea5 sau 14 ngày ương, megalop sau 25 ngày ương và Cua1 sau 27 ngày ương. Thí nghiệm xác định nồng độ ozon thích hợp đối với từng giai đoạn ấu trùng Zoea1, Zoea2, Zoea3, Zoea4, Zoea5 và megalop, Cua1 được bố trí trong xô nhựa chứa 2 L nước có độ mặn 30 ‰, với mật độ 100 ấu trùng/L. Riêng giai đoạn megalop và Cua1 được bố trí với mật độ 25 con/L. Mỗi giai đoạn được bố trí hoàn toàn ngẫu nhiên với 5 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần với các nồng độ ozon khác nhau (Phụ lục hình F6). Sau khi sục khí ozon, xô nuôi ấu trùng được sục khí oxy bằng máy thổi khí và ấu trùng được cho ăn luân trùng hoặc Artemia tùy từng giai đoạn ấu trùng. Các chỉ tiêu theo dõi để đánh giá ảnh hưởng của ozon đối với các giai đoạn ấu trùng là tỷ lệ sống của ấu trùng sau khi sục khí ozon 1 giờ và 24 giờ, chỉ số biến thái của ấu trùng sau 24 giờ đã sục khí ozon. Các nghiệm thức bao gồm:

- Nghiệm thức 1 (Đối chứng): Không xử lý ozon - Nghiệm thức 2: Xử lý ozon với nồng độ 0,05 mg/L - Nghiệm thức 3: Xử lý ozon với nồng độ 0,1 mg/L - Nghiệm thức 4: Xử lý ozon với nồng độ 0,15 mg/L - Nghiệm thức 5: Xử lý ozon với nồng độ 0,2 mg/L

Các yếu tố môi trường như nhiệt độ, pH và DO được kiểm tra hàng -, mật độ vi khuẩn tổng, vi khuẩn

Thí nghiệm 2.2: Ảnh hưởng của tần suất xử lý ozon đến tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển S. paramamosain Thí nghiệm được thực hiện với máy ozon có công suất 4 g/h, lắp với 3 vòi sục khí. Mỗi vòi sục khí được gắn với một viên đá bọt và được điều chỉnh bằng van oxy, sao cho lượng khí ozon phát ra được chia đều ra 3 nhánh và được cho vào xô nhựa chứa 60 L nước với độ mặn 30 ‰. Ấu trùng sau khi nở được định lượng và bố trí ương trong xô nhựa 60 L, với mật độ 200 ấu trùng/L. Nồng độ ozon sử dụng trong thí nghiệm là nồng độ thích hợp nhất trong thí nghiệm 2.1 nhưng an toàn cho tất cả các giai đoạn ấu trùng. Thí nghiệm gồm 4 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần với tần suất xử lý ozon khác nhau (Phụ lục hình F7) : - Nghiệm thức 1 (ĐC): Xử lý kháng sinh (xử lý kháng sinh Neomycin 2 mg/L/ngày trong 3 ngày liên tiếp của đầu giai đoạn Zoea1, megalop và iodine 1 mg/L/lần/3 ngày) - Nghiệm thức 2: Xử lý ozon 1 ngày/lần - Nghiệm thức 3: Xử lý ozon 2 ngày/lần - Nghiệm thức 4: Xử lý ozon 3 ngày/lần ngày lúc 7h và 14h, hàm lượng TAN, NO2

55

Vibrio trong nước, ký sinh trùng và nấm trên ấu trùng được kiểm tra sau mỗi 3 ngày trước và sau khi sục khí ozon. Tỷ lệ sống, tỷ lệ ấu trùng dị hình được đánh giá sau mỗi giai đoạn. Tỷ lệ biến thái của ấu trùng được đánh giá mỗi 3 ngày. Chất lượng ấu trùng được đánh giá ở giai đoạn Zoea5, megalop và Cua1.

3.12.4. Đánh giá quy trình sử dụng ozon và xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển Thí nghiệm được thực hiện với máy ozon có công suất 4 g/h, lắp với 3 vòi sục khí. Mỗi vòi sục khí được gắn với một viên đá bọt và được cho trực tiếp vào bể composit 1,6 m3 (chứa 1 m3 nước ương), có độ mặn 30 ‰. Từ kết quả Thí nghiệm 2.2, tần suất xử lý ozon tốt nhất cho ấu trùng cua biển được chọn để thực hiện Thí nghiệm 3 Ấu trùng cua biển được ương theo quy trình nước trong hở với mật độ 200 ấu trùng/L trong các bể composite 1,6 m3 (chứa 1 m3 nước ương ấu trùng). Thí nghiệm được bố trí ngẫu nhiên với 3 nghiệm thức, mỗi nghiệm thức được lặp lại 3 lần với các quy trình sản xuất khác nhau như quy trình xử lý hóa chất, quy trình xử lý ozon (từ kết quả của các thí nghiệm trên ấu trùng) và quy trình phổ biến hiện nay (quy trình xử lý kháng sinh) (Phụ lục hình F8). Các nghiệm thức bao gồm: - Nghiệm thức 1: Ương ấu trùng theo quy trình sử dụng hóa chất (sử dụng luân phiên các hóa chất: 1 µL/L Iodine 3 ngày/lần, 5 µL/L Formol/3 ngày/lần) (De Pedro et al., 2007) - Nghiệm thức 2: Ương ấu trùng theo quy trình sử dụng ozon (Kết quả thí nghiệm 2.2) - Nghiệm thức 3: Ương ấu trùng theo quy trình sử dụng kháng sinh (Neomycin 2 mg/L/ngày cho 3 ngày đầu giai đoạn zoea1, megalop, cua1; Erythromycin 2 mg/L cho 3 ngày tiếp theo sau khi sử dụng Neomycin) (Trần Thế Mưu và Vũ Văn Sáng, 2016).

Các yếu tố môi trường như nhiệt độ, pH và DO được kiểm tra hàng -, COD được kiểm tra định kỳ sau ngày lúc 7h và 14h. Hàm lượng TAN, NO2 mỗi 3 ngày trước khi sục khí ozon. Mật độ vi khuẩn tổng, vi khuẩn Vibrio trong nước, ký sinh trùng và nấm trên ấu trùng được kiểm tra 3 ngày/lần. Tỷ lệ sống, tỷ lệ ấu trùng dị hình được kiểm tra định kỳ ở mỗi giai đoạn ấu trùng. Chỉ số biến thái của ấu trùng được đánh giá 3 ngày/lần. Hiệu quả kinh tế và tỷ suất lợi nhuận được đánh giá sau khi thu hoạch Cua1. Chất lượng ấu trùng được đánh giá tại giai đoạn Zoea5, megalop. Riêng Cua1 được đánh giá chất lượng qua so sánh tăng trưởng với nguồn cua giống tự nhiên và cua sản xuất bằng quy trình phổ biến hiện nay (nguồn cua ương bằng quy trình kháng sinh). Các nguồn cua được nuôi trên bể trong 30 ngày và được bố trí so sánh như sau:

56

Bể nuôi tăng trưởng gồm 3 bể nuôi có hệ thống lọc sinh học bên trong bể như mô tả ở mục 3.4. Mỗi bể được bố trí 90 con Cua1 từ ba nguồn cua khác nhau (mỗi nguồn cua 30 con). Cua trước khi bố trí được đo chiều rộng mai theo từng cá thể riêng biệt và bố trí trong keo nhựa chứa 200 mL (được đục lỗ cho nước trao đổi). Mỗi keo nhựa chứa cua sẽ được đánh số để theo dõi từng cá thể trong suốt thời gian thí nghiệm (Phụ lục hình F9). Cua1 tự nhiên được thu mua từ các hộ dân đóng đáy ven sông ở huyện Đầm Dơi – Tỉnh Cà Mau và 2 nguồn Cua1 từ nghiệm thức 2 và nghiệm thức 3 trong thí nghiệm 3. Trong suốt 30 ngày thí nghiệm cua được nuôi trong nước có độ mặn 15 ‰ và được cho ăn vào buổi chiều hàng ngày với tôm bóc vỏ. Thức ăn thừa sẽ được loại bỏ trước khi cho ăn lần tiếp theo. Cua được kiểm tra 2 lần/ngày để đánh giá thời gian giữa các chu kỳ lột xác, cua lột xác được đo chiều rộng mai bằng thức kẹp và cân trọng lượng bằng cân điện tử 2 số lẻ khi cua cứng hoàn toàn để xác định tốc độ tăng trưởng của cua. Tỷ lệ sống và tỷ lệ dị hình của các nguồn cua nuôi được đánh giá khi kết thúc thí nghiệm. Nhiệt độ và pH của - được kiểm nước được kiểm tra hàng ngày lúc 7 giờ và 14 giờ, TAN và NO2 tra mỗi 3 ngày/lần.

3.13 Phương pháp phân tích và xử lý số liệu 3.13.1 Phương pháp phân tích các yếu tố môi trường

Nồng độ ozon và các chỉ tiêu môi trường được đo và phân tích bằng các

phương pháp như mô tả ở Bảng 3.2. Bảng 3.2 phương pháp phân tích các yếu tố môi trường Chỉ tiêu phân tích Nồng độ ozon hòa tan Nhiệt độ và pH DO TAN - NO2 COD

Phương pháp phân tích Máy đo ozon DOZ-30 Máy đo pH và nhiệt độ DYS-DMT 50 Máy 987A2-PD MIC (Đài Loan) Indo-phenol blue (APHA, 1995) Dianozium (APHA, 1995) Iodin (APHA, 1995)

3.13.2 Phân tích mô học

Trứng cua sau khi sục khí ozon được phân tích mô học dựa theo phương pháp của Bell and Lightner (1998). Quá trình cắt mô sẽ được thực hiện qua các bước sau:

Xử lý mẫu: Thu khoảng 100 - 200 trứng cua sau khi tiếp xúc với ozon và ngâm 24 giờ trong dung dịch Boin’s. Sau 24 giờ thay bằng cồn 70%. Dung dịch Boin’s được chuẩn bị từ 6,3 g Picic acid, 450 mL nước cất. Sau đó lưu mẫu tới khi cắt. Boin’s có màu vàng nên phải thay bằng cồn 70% mỗi ngày cho hết màu vàng.

57

Làm tiêu bản:

Loại nước: bằng cồn 70%: 40 phút, 2 lần bằng cồn 95% mỗi lần 40 phút, 2 lần bằng cồn 100% mỗi lần 40 phút, 50 % Toluen + cồn 100% trong 40 phút; 2 lần toluen mỗi lần 40 phút.

Tẩm Parafilm 1: 40 phút trên Embedding center, tẩm Parafin 2 : 40

phút trên Embedding center

Đúc mẫu: Xếp giấy có hình chữ nhật gắp mẫu ra khỏi parafilm 2 cho vào khuôn 2 đầu giấy. Đúc thành khối sau đó dùng dao cắt giấy, cắt ra 2 miếng vuông. Dùng dao hơ trên đèn cồn để dán mẫu lên miếng gỗ, cắt gọt cho mẫu nhỏ, gọn gàng. Mỗi mẫu làm 2 miếng gổ để dự trữ nhưng chỉ cắt 1 mẫu. Mẫu trứng cua được ngâm trong dung dịch làm mềm (Socking sollution) gồm: ethanol 60% + glycerin theo tỉ lệ 1 glycerin : 9 ethanol. Thời gian ngâm từ 20 – 30 phút tùy thuộc mẫu thấy mềm chổ đông sau khi rữa sạch bằng nước ngọt. Để tủ đông 20 phút có thể bắt đầu cắt được.

Cắt mẫu: dùng microtome: 6 µm, nếu mẫu đạt không bị bể thì dán lên lam. Dùng 1 giọt albumine nhỏ lên lam, chà đều ra, thêm nước cất vào cho đầy lam, cắt lấy mẫu đã cắt từng đoạn (gọi là phương pháp Step dissection) nằm giữa lam, dùng 2 kim nhọn căng 2 đầu ra trên máy ẩm (Slider Warmer) nhiệt độ 39 – 44oC để làm khô lam cứ khoảng 15 – 30 phút để mẫu trên khai, bắt đầu quá trình nhuộm.

Nhuộm mẫu: bằng xylem, cồn, nước cất, hematoxylin, eosin trong

khoảng thời gian từ 45 – 60 phút.

Cố định mẫu: lấy lam ra khỏi dung dịch xylem, chùi xung quanh, nhỏ vào 3 giọt keo EUKITT, để lamel nhẹ nhàng xuống lam tránh có bọt khí, bảo quản mẫu lâu dài trong điều kiện phòng thí nghiệm.

Quan sát tiêu bản: lát cắt mô được quan sát dưới kính hiển vi (Novex B Serries) với độ phóng đại 400 lần để xác định sự thay đổi cấu trúc mô của trứng cua sau khi tiếp xúc với ozon.

3.13.3 Tỷ lệ sống của trứng Tỷ lệ sống của trứng sau khi tiếp xúc với ozon được xác định bằng cách lấy ngẫu nhiên 100 - 200 trứng trong số lượng trứng đã tiếp xúc với ozon và quan sát trực tiếp trên kính hiển vi (Novex B Serries) với độ phóng đại 400 lần. Trứng còn sống là những trứng sau khi tiếp xúc với ozon vẫn còn nhịp tim đập bình thường. Tỷ lệ sống của trứng được xác định bằng công thức

Tỷ lệ sống của trứng (%) =

x 100

Tổng số trứng còn nhịp tim Tổng số trứng quan sát

58

3.13.4 Xác định mật độ vi khuẩn

Mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio sp. trên trứng cua (Thí nghiệm 1.2) được xác định bằng cách thu khoảng 100 – 200 trứng cho vào ống eppendorf 5 mL và nghiền sau đó cho 1 mL nước muối sinh lý, dùng pipet đảo đều nước, sau đó mẫu được thu 100 µL và cấy trực tiếp lên đĩa hoặc pha loãng rồi cấy trên đĩa. Mật độ vi khuẩn tổng và Vibrio trong nước ương được xác định bằng cách thu mẫu nước (100 µL) và tán mẫu trực tiếp trên đĩa thạch hoặc pha loãng rồi tán lên đĩa thạch, NA+ và TCBS của Baumann et al., (1980). Đĩa thạch được ủ trong tủ ấp ở nhiệt độ 28°C và kiểm tra kết quả phân lập sau 24 giờ. Số khuẩn lạc tổng cộng được đếm và được tính bằng đơn vị hình thành khuẩn lạc CFU/mL mẫu nước theo công thức

Mật độ vi khuẩn/mL (CFU/mL) = Số khuẩn lạc x độ pha loãng x 10

3.13.5 Hiệu quả diệt vi khuẩn

Hiệu quả diệt vi khuẩn trên trứng hoặc trong môi trường nước, trước và

sau xử lý ozon hoặc iodine được được tính theo công thức sau

3.13.6 Xác định mật độ ký sinh trùng và nấm Mức độ cảm nhiễm của ký sinh trùng lên trứng và ấu trùng cua biển được xác định bằng cách thu và quan sát 100 trứng/con cua trứng từ nhóm trứng đang được ấp dưới bụng cua mẹ hoặc 100 ấu trùng/bể được thu ngẫu nhiên từ số ấu trùng được ương trong bể và quan sát trực tiếp trên kính hiển vi (Novex B Serries) với độ phóng đại 400 lần của Lavilla-Pitogo and de la Pena, (2004). Mức độ cảm nhiễm ký sinh trùng và nấm được xác định theo công thức

Số trứng/ấu trùng bị nhiễm

Mức độ nhiễm (%) =

x 100

Tổng số trứng/ấu trùng quan sát

3.13.7 Sức sinh sản tương đối

Sức sinh sản tương đối được tính sau khi cua nở bằng công thức sau:

Số lượng trứng dính + Số lượng trứng thải

Sức sinh sản tương đối =

Khối lượng cua mẹ ngay sau khi nở

3.13.8 Tỷ lệ trứng thụ tinh Tỷ lệ trứng không thụ tinh được xác định sau khi cua đẻ trứng 3 ngày bằng cách thu ngẫu nhiên khoảng 100 - 200 trứng/con cua trứng từ nhóm

59

trứng đang được ấp dưới bụng cua mẹ, quan sát trực tiếp trên kính hiển vi (Novex B Serries) với độ phóng đại 100 - 400 lần.

Số trứng thụ tinh

Tỷ lệ trứng thụ tinh (%) =

x 100

Tổng số trứng đếm được

3.13.9 Tỷ lệ trứng thải

Số lượng trứng bị đào thải được xác định hàng ngày trước khi thay hoàn toàn nước trong bể bằng cách siphon và đem cân khối lượng trứng. Sau đó, số lượng trứng đếm từ 0,1 g trứng thải được sử dụng để tính tổng số lượng trứng thải. Sau đó, tính tỷ lệ trứng thải theo công thức sau:

Số lượng trứng thải (trứng/g cua trứng) x 100

Tỷ lệ trứng thải =

Sức sinh sản tương đối

3.13.10 Tỷ lệ ấu trùng dị hình

Tỷ lệ ấu trùng dị hình trên gai lưng, gai hàm trên, gai ngạnh ở 2 cuống râu được quan sát trực tiếp trên kính hiển vi (Novex B Serries) với độ phóng đại 100 - 400 lần. Tỷ lệ dị hình được xác định ở các giai đoạn của ấu trùng của Pates et al., (2017). Mỗi nghiệm thức quan sát 90 con (30 con/bể) và được tính theo công thức:

Số ấu trùng dị hình

Tỷ lệ dị hình (%) =

x 100

Tổng số ấu trùng quan sát

3.13.11 Tỷ lệ nở

Tỷ lệ nở là số ấu trùng Zoea1 được nở ra từ trứng thụ tinh sau thời gian

ấp và được xác định theo công thức:

Số lượng ấu trùng mới nở

Tỷ lệ nở (%) =

x 100

Số lượng trứng thụ tinh

Trong đó: số lượng trứng thụ tinh được xác định bằng phương pháp lấy

tỷ lệ trứng thụ tinh nhân với sức sinh sản tương đối của cua mẹ.

3.13.12 Chỉ số biến thái (Larval Stage Index = LSI) Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển được xác định bằng phương pháp lấy ngẫu nhiên khoảng 30 con/bể (90 con/nghiệm thức) và quan sát trực tiếp trên kính lúp có độ phóng đại 20x – 40x (Optika – Italia). Chỉ số biến thái được tính theo công thức.

60

LSI=

N1, N2…Ni là giai đoạn từ 1 đến i n1, n2…ni là số cá thể ở giai đoạn tương ứng từ 1đến i

3.13.13 Sinh trưởng Ấu trùng giai đoạn: Zoea1, Zoea2, Zoea3, Zoea4, Zoea5, megalop được đo chiều dài tổng (30 con/bể) bằng kính hiển vi quang học có trắc vi thị kính.. Ở giai đoạn Cua1 tăng trưởng của cua được xác định qua chiều rộng mai. Mỗi nghiệm thức được đo 90 con (30 con/bể). 3.13.14 Tốc độ tăng trưởng đặc biệt Cua giống sau khi lột xác được đo chiều rộng mai và khối lượng cơ thể để xác định tốc độ tăng trưởng đặc biệt về chiều rộng mai và khối lượng (SGR).

Tốc độ tăng trưởng đặc biệt về khối lượng (SGR)

SGR (%/ngày) =

100 * (LnWc - LnWđ) Số ngày nuôi

Trong đó: Wc là khối lượng cua vào thời điểm thu mẫu

Wđ là khối lượng cua ban đầu Tốc độ tăng trưởng đặc biệt về chiều rộng mai

SGR (%/ngày) =

100 * (LnCWc - LnCWđ) Số ngày nuôi

Trong đó: CWc là chiều rộng mai cua vào thời điểm thu mẫu

CWđ là chiều rộng mai cua ban đầu

3.13.15 Tỷ lệ sống của ấu trùng Ở giai đoạn Zoea tỷ lệ sống của ấu trùng được xác định qua việc thu mẫu định lượng 4 lần bằng cốc 250 mL và tính trung bình. Giai đoạn megalop, tỷ lệ sống được xác định bằng cách đếm toàn bộ số lượng megalop sau khi ấu trùng Zoea5 chuyển hoàn toàn sang megalop. Ở giai đoạn Cua1 (sau khi megalop chuyển hoàn toàn sang Cua1) tổng số cua được đếm để tính tỷ lệ sống từ Zoea1 đến Cua1. Tỷ lệ sống ở mỗi giai đoạn và từ Zoea1 – Cua1, được tính theo công thức.

x 100

Tỷ lệ sống (%) =

Tổng số ấu trùng thu đươc Tổng số ấu trùng bố trí

3.13.16. Chất lượng ấu trùng Ấu trùng sau khi chuyển hoàn toàn sang Zoea5, megalop được kiểm tra chất lượng bằng phương pháp sốc formol ở nồng độ 100 µL/L trong 30 phút

61

và sốc độ mặn (giảm 50% độ mặn) trong 2 giờ (Phạm Văn Quyết và Trương Trọng Nghĩa, 2010; Châu Tài Tảo và ctv., 2012) với mật độ 100 con/L, mỗi phương pháp sốc được lập lại 3 lần cho mỗi nghiệm thức và được thực hiện trong xô nhựa 2 L. Chất lượng ấu trùng, megalop và Cua1 được đánh giá theo tỷ lệ cá thể còn sống sau khi gây sốc như sau: 0 – 50%, ấu trùng có chất lượng xấu; 50 – 80%, ấu trùng có chất lượng trung bình; 80 – 100%, ấu trùng có chất lượng tốt.

3.14 Phương pháp xử lý số liệu

Số liệu thu được tính giá trị trung bình và độ lệch chuẩn bằng phần mềm Excel và phân tích thống kê ANOVA 2 nhân tố ở thí nghiệm 1.1 và 1 nhân tố với các thí nghiệm còn lại, sử dụng phép thử Duncan bằng chương trình SPSS 16.0 ở mức ý nghĩa thống kê (p<0,05).

62

Chương 4

KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN

4.1. Khảo sát khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon ở các thể tích nước khác nhau

4.1.1. Thể tích 2 lít

4.1.1.1. Khả năng hòa tan

Hình 4.1 cho thấy, nồng độ ozon hòa tan đạt 1,32 mg/L sau 110 phút. Tuy nhiên, sau 110 phút sục khí ozon thì khả năng ozon hòa tan trong nước tăng chậm dần và đạt đến mức bão hòa ở nồng độ 1,38 mg/l sau 140 phút. Kết quả thiết lập phương trình hồi quy tương quan cho thấy hệ số tăng nồng độ của ozon trong nước có độ mặn 30 ‰ là 0,012 mg/L/phút.

Hình 4.1: Biến động hàm lượng ozon trong nước với thể tích 2 L

4.1.1.2. Khả năng duy trì ozon

Hình 4.2 cho thấy, nồng độ ozon giảm nhanh từ 1,38 mg/L xuống 0,73 mg/L trong năm phút đầu sau khi ngừng sục khí ozon. Tuy nhiên, hàm lượng ozon có xu hướng giảm chậm khi nồng độ ozon trong bể đạt 0,32 mg/L, và mất 40 phút để giảm nồng độ từ 0,32 mg/L xuống 0,01 mg/L. Kết quả thiết lập phương trình hồi quy tương quan cho thấy hệ số giảm nồng độ của ozon trong nước có độ mặn 30 ‰ là y = 1,1665e-0,0838x

Hình 4.2: Khả năng duy trì ozon ở thể tích 2 L

63

4.1.2. Thể tích 60 lít 4.1.2.1. Khả năng hòa tan

Nồng độ ozon hòa tan trong nước tăng dần trong khoảng thời gian đầu sục khí ozon (Hình 4.3). Ở thời điểm 280 phút thì hàm lượng ozon trong nước là 1,07 mg/L. Phương trình hồi quy với độ tương quan khá chặt R = 0,8616 cho thấy trung bình mỗi phút hàm lượng ozon tăng được 0,0047 mg/L. Hàm lượng ozon hòa tan có xu hướng chậm lại sau 140 phút sục ozon.

Hình 4.3: Biến động hàm lượng ozon trong nước với thể tích 60 L

4.1.2.2. Khả năng duy trì

Hàm lượng ozon trong nước giảm nhanh từ 1,07 mg/L xuống 0,25 mg/L sau 20 phút ngừng sục khí ozon. Tuy nhiên, sau đó nồng độ ozon trong bể có xu hướng giảm chậm và ổn định, đặc biệt là từ nồng độ 0,05 mg/L xuống 0,01 mg/L (trong thời gian 20 phút) (Hình 4.4). Kết quả phân tích hồi quy tương quan cho thấy trung bình mỗi phút hàm lượng ozon giảm được 1,1025e-0,0748x mg/L.

Hình 4.4: Khả năng duy trì ozon ở thể tích 60 L

4.1.3. Thể tích 1000 lít 4.1.3.1. Khả năng hòa tan

Biến động hàm lượng ozon hòa tan trong nước 30 ‰, dung tích 1 m3 tăng dần theo thời gian sục khí và biến thiên lần lượt theo công thức y = 0,0009x; R2 = 0,7192 (Hình 4.5).

64

Hình 4.5: Biến động hàm lượng ozon với thể tích 1000 L

4.1.3.2. Khả năng duy trì

Hình 4.6 cho thấy, nồng độ ozon hòa tan trong nước giảm dần sau khi ngừng sục khí ozon, và sau 40 phút ngừng sục khí thì nồng độ ozon giảm từ 0,18 mg/L xuống còn 0,01 mg/L. Phương trình hồi quy với độ tương quan khá chặt R = 0,9732, đã cho thấy trung bình mỗi phút hàm lượng ozon giảm 0,1953e-0,0668x mg/L.

Hình 4.6: Khả năng duy trì hàm lượng ozon trong thể tích 1000 L

Kết quả thí nghiệm khảo sát về khả năng hòa tan của ozon trong môi trường nước 30 ‰ với các thể tích khác nhau đã cho thấy, cùng một điều kiện nhiệt độ, độ mặn và công suất máy 4 g/h nhưng thể tích nước càng lớn thì khả năng hòa tan của ozon càng thấp. Nồng độ ozon bắt đầu bão hòa ở nồng độ 1,38 mg/L sau 130 phút sục khí ozon vào xô nhựa chứa 2 L nước (Hình 4.1). Tuy nhiên, ở thể tích 60 L thì nồng độ hòa tan của ozon bắt đầu giảm dần khi nồng độ ozon trong bể đạt 1,02 mg/L sau 220 phút và đạt bão hòa ở nồng độ 1,07 mg/L sau 280 phút (Hình 4.3). Tương tự, ở thể tích 1 m3 thì nồng độ ozon hòa tan trong nước tăng rất chậm và đạt bão hòa sau 210 phút ở nồng độ 0,18 mg/L (Hình 4.5). Theo Meunpol et al (2003), trong môi trường nước mặn 30 ‰ thì khả năng hòa tan của ozon khoảng 0,2% và phụ thuộc rất lớn vào công suất máy, nhiệt độ, độ mặn, thể tích và kích thước bọt khí hòa tan trong nước. Qua kết quả khảo sát cho thấy, thể tích nước càng lớn thì khả năng hòa tan của ozon càng thấp, đặc biệt là ở bể 1 m3. Có lẽ do ozon phân hủy nhanh khi chưa

65

hòa tan hết bể (Bablon et al.,1991) và ozon thất thoát ra bên ngoài môi trường không khí khi bọt khí vỡ trên bề mặt nước (Liltved et al., 1995).

Kết quả ở Hình 4.2, 4.4 và 4.6 cho thấy, thể tích nước càng nhỏ thì ozon giảm càng nhanh trong 5 phút đầu sau khi tắt sục khí ozon. Nguyên nhân có thể do thể tích nước trong bể càng nhỏ thì biến động nhiệt độ trong bể càng lớn (Boyd, 1998) nên đã ảnh hưởng đến khả năng hòa tan và bán rã của ozon trong môi trường nước (Jung et al., 2017). Nhiệt độ trong nước càng cao thì thời gian chu kỳ bán rã của ozon càng ngắn (Khadre et al., 2001). Mặc khác chu kỳ bán rã của ozon phụ thuộc vào độ tinh khiết của nước, nước càng tinh khiết thì thời gian của chu kỳ bán rã ozon càng kéo dài (Cullen et al., 2009). Bên cạnh đó, chu kỳ bán rã của ozon cũng phụ thuộc vào hàm lượng TOC, nitrit và bicarbonate (Bablon et al., 1991; Bullock et al., 1997).

4.2. Ảnh hưởng của ozon lên trứng cua biển S. paramamosain

4.2.1. Ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian xử lý lên sự phát triển của phôi

4.2.1.1. Độ dày vỏ trứng

Kết quả Bảng 4.1 cho thấy, độ dày của vỏ trứng cua chịu tác động bởi thời gian và nồng độ tiếp xúc ozon. Độ dày của trứng cua biển càng giảm khi trứng cua tiếp xúc với nồng độ ozon càng cao và thời gian tiếp xúc càng kéo dài. Tuy nhiên tương tác giữa thời gian tiếp xúc với nồng độ ozon đến độ dày vỏ trứng khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05). Độ dày vỏ trứng cua lớn nhất ở nghiệm thức đối chứng dao động trong khoảng 4,62 đến 4,97 µm khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức trứng tiếp xúc với ozon ở nồng độ 0,1 mg/L, với tất cả các khoảng thời gian tiếp xúc (4,23 – 4,84 µm), nhưng khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức có nồng độ tiếp xúc từ 0,2 đến 0,5 mg/L ở tất cả các khoảng thời gian tiếp xúc và độ dày màng vỏ trứng dao động trong khoảng 0,97 đến 4,35 µm.

Theo Asbury and Coler (1980) cho rằng màng vỏ trứng cá có thể chống lại hoạt động oxy hóa của ozon và bảo vệ an toàn cho phôi phát triển bên trong vỏ trứng. Tuy nhiên kết quả của thí nghiệm này đã cho thấy, màng vỏ trứng không thể bảo vệ phôi đang phát triển bên trong vỏ trứng vì độ dày màng vỏ trứng cua càng giảm khi tiếp xúc với ozon ở nồng độ cao trong thời gian dài. Kết quả này phù hợp với nhận định của một số tác giả khi sử dụng ozon trong xử lý trứng, cần xác định cụ thể nồng độ và thời gian xử lý cho từng loài cụ thể, bởi vì ngoài khả năng tác động oxy hóa của ozon lên vỏ trứng thì các sản phẩm của quá trình ozon hóa trong môi trường nước cũng gây ảnh hưởng hoạt động của hoạt chất Chorion làm cho trứng nở không đồng loạt hoặc không nở (Mimura et al., 1999, Grotmol and Totland, 2000; Battaglene et al., 2006).

66

Bảng 4.1: Ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc đến độ dày vỏ trứng cua biển (µm)

p-Value

<0.001 Nồng độ ozon (mg/L)

0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 30 4,77±0,39dA 4,84±0,35dA 4,35±0,26dB 3,77±0,25cB 2,97±0,16bC 2,37±0,18aC Thời gian (giây) 120 4,62±0,67dA 4,23±0,28dA 3,53±0,43cA 3,16±0,11cA 2,23±0,10bA 0,97±0,17aA

60 4,97±0,24eA 4,54±0,41eA 3,86±0,33dAB 3,32±0,15cA 2,58±0,14bB 1,72±0,14aB <0.001 0,086

p-Value Nồng độ * Thời gian Sô liệu có chữ cái in thường khác nhau trong cùng một cột cho thấy sự khác biệt (p<0,05), sô liệu có chữ cái in hoa khác nhau trong cùng một hàng cho thấy sự khác biệt (p<0,05).

Kết quả mô học được trình bày trong Hình 4.7 cho thấy, trứng cua bị bào mòn vỏ trứng (A), phá vỡ cấu trúc mắt của cua (B) và phá vở cấu trúc noãn hoàng (C) khi tiếp xúc với ozon ở nồng độ càng cao. Điều này đã ảnh hưởng đến tỷ lệ nở của trứng sau khi trứng tiếp xúc với ozon, đặc biệt là trứng tiếp xúc với ozon ở nồng độ cao vì ozon sẽ liên kết và phá hủy các polime protein của vỏ trứng (Grotmol and Totland, 2000), phá hủy các enzyme kích nở (Battaglene et al., 2006), các cấu trúc photpholipid có trên vỏ trứng (Wedemeyer et al., 1979).

Hình 4.7: Cấu trúc mô trứng cua sau khi tiếp xúc với ozon ở các nồng độ khác nhau. (A: phá vỡ vỏ trứng; B: phá vỡ cấu trúc mắt; C: phá vỡ noãn hoàn)

67

4.2.1.2. Tỉ lệ sống của trứng

Kết quả ở Bảng 4.2 cho thấy, tỷ lệ sống của trứng cua chịu tác động của thời gian và nồng độ tiếp xúc ozon, trong đó tỉ lệ thấp nhất (0,0%) ghi nhận được ở nồng độ 0,5 mg/L với thời gian tiếp xúc 120 giây, khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Kết quả ở Bảng 4.2 cho thấy, trứng cua có tỉ lệ sống cao (94,3%) khi tiếp xúc với ozon ở nồng độ 0,2 mg/l trong khoảng thời gian 30 giây, khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) so với nghiệm thức đối chứng và nồng độ ozon 0,1 mg/l với khoảng thời gian 30 và 60 giây (100%). Bên cạnh đó, tỷ lệ sống của trứng cua biển càng giảm khi nồng độ tiếp xúc và thời gian càng tăng (Bảng 4.2). Tuy nhiên, tỷ lệ sống của trứng giáp xác sau khi tiếp xúc với ozon phụ thuộc rất lớn vào nồng độ tiếp xức và loài giáp xác. Bảng 4.2: Ảnh hưởng nồng độ ozon và thời gian tiếp xúc đến tỷ lệ sống (%) của trứng ấu trùng cua biển

Thời gian (giây)

p- Value

<0,001 Nồng độ ozon (mg/L)

30 100±0,0gA 100±0,0gA 94,3±1,8gA 91,2±1,9fgA 78,8±4,7eA 35,0±4,0cA 120 100±0,0gA 93,7±2,5gB 82,3±2,6efB 66,4±6,6dC 40,9±4,9cC 0,0±0,0aC 0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5

60 100±0,0gA 100±0,0gA 91,8±2,0fgA 79,2±1,6eB 79,2±6,1dB 12,5±4,2bB <0,001 <0,001

p-Value Nồng độ * Thời gian Sô liệu có chữ cái in thường khác nhau trong cùng một cột cho thấy sự khác biệt (p<0,05), sô liệu có chữ cái in hoa khác nhau trong cùng một hàng cho thấy sự khác biệt (p<0,05).

Theo Meunpol et al., (2003) thì tỷ lệ sống của trứng tôm Penaeus japonicus phụ thuộc vào nồng độ ozon tiếp xúc hơn là thời gian tiếp xúc. Ozon sẽ gây độc cho trứng tôm cao hơn khi kết hợp giữa nồng độ ozon cao với thời gian ngắn hơn khi kết hợp giữa nồng độ ozon thấp với thời gian dài (Coman et al., 2005). Kết quả Bảng 4.2 cho thấy, tỷ lệ sống của trứng ở nghiệm thức 5 (nồng độ ozon 0,2 mg/L và thời gian tiếp xúc 30 giây) khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức 3 (nồng độ ozon 0,1 mg/L và thời gian tiếp xúc 60 giây). Tuy nhiên, độ dày vỏ trứng của nghiệm thức 5 bị bào mòn nhiều hơn nghiệm thức 3 (Bảng 4.1) và phù hợp với nhận định của Coman et al (2005). Qua đó cho thấy, nồng độ ozon 0,1 mg/l và thời gian tiếp xúc 60 giây là phù hợp cho áp dụng xử lý trứng cua biển trong suốt quá trình ấp trứng và được sử dụng cho thí nghiệm tiếp theo.

68

4.2.2. Ảnh hưởng chu kỳ xử lý ozon đến chất lượng trứng cua biển S. paramamosain

4.2.2.1. Biến động các yếu tố môi trường Trong quá trình ấp cua mang trứng, các yếu tố môi trường có tác động rất lớn đến thời gian và tỷ lệ nở của trứng, biến động các yếu tố môi trường trong suốt thời gian thí nghiệm được trình bày ở Bảng 4.3.

Nhiệt độ giữa các bể thí nghiệm chênh lệch không đáng kể. Nhiệt độ dao động trong buổi sáng và chiều lần lượt là 26,6 – 26,9 oC và 27,9 – 28,4oC. Theo Hamasaki (2002) thì nhiệt độ nước có ảnh hưởng rất lớn đến quá trình phát triển phôi của trứng cua biển. Trứng phát triển bình thường trong khoảng nhiệt độ từ 20 – 30oC nhưng thích hợp nhất trong khoảng 26 – 30oC (Li et al., 1999; Mann et al., 1999; Quinitio et al., 2001). Tương tự, pH chênh lệch không đáng kể giữa các nghiệm thức, ổn định ở mức 8,13±0,02 vào buổi sáng và dao động từ 8,14 – 8,15 vào buổi chiều (Bảng 4.3). Theo Boyd (1998), khoảng pH thích hợp cho sự phát triển của động vật thủy sản là 6,5 – 9,0. Theo Dat (1999) thì pH thích hợp cho nuôi cua trong điều kiện sản xuất giống nằm trong khoảng 7,5 – 8,0.

Hàm lượng oxy hòa tan ở các nghiệm thức dao động trong khoảng 5,07 – 5,34 mg/L vào buổi sáng và 5,37 – 5,46 mg/L vào buổi chiều. Theo Naylor et al (1999), nhu cầu oxy của trứng sẽ tăng theo quá trình phát triển. Hàm lượng oxy trong nước thấp sẽ ảnh hưởng đến thời gian ấp, khả năng phát triển và nở đồng loạt của trứng, do đó trong suốt quá trình ấp trứng hàm lượng oxy hòa tan nên duy trì trên 5 mg/L (Dat, 1999; Samuel and Soundarapandian, 2010). Nhìn chung biến động các yếu tố môi trường giữa các nghiệm thức trong suốt thời gian thí nghiệm đều nằm trong khoảng thích hợp cho quá trình phát triển của trứng. Bảng 4.3: Biến động một số các yếu tố môi trường trong hệ thống sau 11 ngày thí nghiệm Nghiệm thức

Thời gian Nhiệt độ (oC) DO (mg/L) pH

Đối chứng

Xử lý ozon 1 ngày/lần

Xử lý ozon 2 ngày/lần

Xử lý ozon 3 ngày/lần Sáng Chiều Sáng Chiều Sáng Chiều Sáng Chiều 26,9±0,5 28,4±0,8 26,8±0,5 28,4±0,9 26,6±0,4 28,0±0,8 26,6±0,5 27,9±0,7 8,13±0,02 8,15±0,01 8,13±0,02 8,14±0,01 8,13±0,02 8,15±0,02 8,13±0,02 8,15±0,01 5,32±0,06 5,46±0,11 5,34±0,05 5,38±0,08 5,33±0,06 5,37±0,07 5,07±0,10 5,40±0,08

69

4.2.2.2. Các chỉ tiêu sinh sản

Kết quả Bảng 4.4 cho thấy, sức sinh sản tương đối của cua khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p>0,05) giữa các nghiệm thức và dao động trong khoảng 7,62 x 103 – 10,50 x 103 trứng/g cua mẹ (Bảng 4.4). Sức sinh sản tương đối của cua biển dao động từ 5787 - 6000 trứng/g cua mẹ (Nguyễn Cơ Thạch, 1998; Trần Ngọc Hải, 2002).

lệ

Tỷ lệ nở (%) Tỷ lệ thụ tinh (%)

Tỷ trứng thải (%) tương (103 cua

Tỷ lệ thụ tinh dao động từ 94,2 – 97,0% (Bảng 4.4) và khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) giữa các nghiệm thức. Millamena and Bangcaya (2001) cho rằng, cua biển nuôi vỗ và cho sinh sản nhân tạo sẽ cho tỷ lệ thụ tinh cao hơn cua biển đẻ ngoài tự nhiên. Theo Phạm Văn Quyết và Trương Trọng Nghĩa (2010) thì khi sử dụng nguồn cua biển tự nhiên trong sinh sản nhân tạo sẽ cho tỷ lệ thụ tinh cao hơn cua biển được nuôi trong ao, tỷ lệ thụ tinh của cua biển ngoài tự nhiên dao động trong khoảng 79 – 95%. Như vậy kết quả tỷ lệ thụ tinh của nghiên cứu này cũng không khác biệt với các nghiên cứu trước đây. Bảng 4.4: Các chỉ tiêu sinh sản của cua mẹ Nghiệm thức SSS đối trứng/g mẹ) 9,53±1,80a

Tổng Zoea1 (x103 ấu trùng/g cua mẹ) 5,51±0,59b 62,3±6,9b 94,2±6,4a 21,6±3,3a

97,0±2,6a 7,62±1,06a 26,0±2,0ab 57,4±2,6b 4,25±0,66b

10,50±3,22a 95,3±3,2a 27,4±3,4ab 32,2±15,5a 3,44±2,08b

8,23±1,03a 31,7±4,8b 15,5±9,3a 94,0±2,0a 1,20±0,76a

Đối chứng Xử lý ozon 1 ngày/lần Xử lý ozon 2 ngày/lần Xử lý ozon 3 ngày/lần Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Tỷ lệ trứng thải có xu hướng gia tăng khi tần suất xử lý ozon càng thưa, nhất là ở tần suất ozon 3 ngày/lần. Tỷ lệ trứng cua thải ít nhất (21,6%) ở nghiệm thức không sử dụng ozon và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với các nghiệm thức có sử dụng ozon. Vào thời điểm kết thúc thí nghiệm, tỷ lệ trứng cua biển thải ra cao nhất (31,7%) ở nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 3 ngày/lần khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Sự khác biệt này là do trứng bị nhiễm ký sinh trùng và nấm, nhất là ở các nghiệm thức có tần suất xử lý ozon thưa hơn (Bảng 4.5), nên trứng bị đào thải dần trong suốt quá trình ấp (Millamena and Quinitio, 2000; Djunaidah et al., 2003).

Tỷ lệ nở ở nghiệm thức đối chứng (xử lý iodine) (62,3%) khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) so với nghiệm thức xử lý ozon 1 ngày/lần (57,4%) nhưng khác biệt có ý nghĩa với nghiệm thức 2 ngày/lần (32,2%) và 3 ngày/lần

70

(15,5%). Kết quả ở Bảng 4.4 cho thấy, tỷ lệ nở của trứng càng thấp khi tần suất xử lý ozon càng thưa. Nguyên nhân có thể là do tần suất xử lý ozon càng thưa thì số lượng nấm và ký sinh trùng càng tăng dẫn đến tỷ lệ nở của trứng thấp (Nakamura et al., 1995; Kvingedal et al., 2006). Tổng số lượng ấu trùng Zoea1 ở nghiệm thức xử lý iodine (5,51 x 103 ấu trùng/g cua mẹ) khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p>0,05) so với nghiệm thức xử lý ozon 1 ngày/lần (4,25 x 103 ấu trùng/g cua mẹ) và nghiệm thức xử lý ozon 2 ngày/lần (3,44 x 103 ấu trùng/g cua mẹ). Số lượng ấu trùng Zoea1 thấp nhất (1,20 x 103 ấu trùng/g cua mẹ) ở nghiệm thức xử lý ozon 3 ngày/lần và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với các nghiệm thức còn lại khi kết thúc thí nghiệm. Như vậy mặc dù xử lý trứng bằng iodine cho tỷ lệ nở và tổng số Zoea1 cao hơn so với xử lý ozon 1 ngày/lần nhưng khi xử lý cua ôm trứng bằng iodine thì cua ôm trứng phải được ngâm iodine 1 mg/L trong suốt thời gian nuôi. Trong khi đó, thời gian xử lý cua trứng bằng ozon nhanh hơn (chỉ tắm cua trứng trong 60 giây). Mặt khác, kết quả ở Bảng 4.5 và 4.6 cũng cho thấy, mặc dù được ngâm iodine trong suốt thời gian ấp nhưng tỷ lệ nhiễm ký sinh trùng, nấm và mật độ vi khuẩn trên trứng cao hơn so với xử lý bằng ozon. Ngoài ra, theo kết quả khảo sát nội bộ thì hiện nay khu vực Cà Mau và Bạc Liêu đang gặp khó khăn trong sản xuất cua biển do ấu trùng không thể chuyển sang giai đoạn Zoea2 khi cua trứng được xử lý bằng iodine hoặc sử dụng các dòng kháng sinh từ thuốc tây như: Ciproloxacine, Cefotaxim, Mycogynax… để phòng và trị bệnh trên cua mang trứng.

4.2.2.3. Tỷ lệ nhiễm nấm và ký sinh trùng trên trứng

Sau 11 ngày ấp, tỷ lệ trứng nhiễm ký sinh trùng thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần (8,45%) và khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức xử lý iodine (9,05%), nhưng khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon 2 ngày/lần (15,22%) và 3 ngày/lần (16,45%). Tỷ lệ trứng nhiễm nấm cũng cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon 3 ngày/lần (6,67%) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Tỷ lệ trứng nhiễm nấm thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon 1 ngày/lần (2,63%) nhưng khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức không xử lý ozon (2,79%). Ngoài ra trong quá trình ấp, một số trứng có hiện tượng nhiễm đồng thời nấm và ký sinh trùng (Bảng 4.5). Tỷ lệ trứng nhiễm đồng thời nấm và ký sinh trùng cũng thấp nhất ở nhóm nghiệm thức xử lý iodine và xử lý ozon 1 ngày/lần, lần lượt là 1,41% và 1,72%, khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nhóm xử lý ozon 2 ngày/lần (3,46%) và 3 ngày/lần (3,70%). Theo báo cáo của các nghiên cứu trước đây cho thấy, trong suốt quá trình ấp, trứng cua biển thường nhiễm nấm Lagenidium sp. (Cholik, 1999), Sirolpidium

71

sp. (Nakamura et al., 1995), Hematonidium sp. (Hudson and Shields, 1994), Halipthoros sp. (Leano, 2001) và các loài nguyên sinh động vật như Epistylic sp., Acineta sp., Lagenophrys sp. (Hudson and Lester, 1994) và Zoathamnium sp. (Dat, 1999; Cholik, 1999) hoặc nhiễm đồng thời Zoothamnium sp. và Lagenidium sp. (Kvingedal et al., 2006). Bảng 4.5: Tỷ lệ nhiễm nấm và ký sinh trùng trên trứng cua biển Tỷ lệ nhiễm ký Nghiệm thức sinh trùng (%)

Tỷ lệ nhiễm nấm (%) 2,79±0,13a 2,63±0,05a 5,07±0,41b 6,67±0,51c Tỷ lệ nhiễm đồng thời nấm và ký sinh trùng (%) 1,41±0,10a 1,72±0,26a 3,46±0,21b 3,70±0,91b 9,05±0,77a 8,45±0,55a 15,22±0,31b 16,45±0,77c

Đối chứng (iodine) Xử lý ozon 1 ngày/lần Xử lý ozon 2 ngày/lần Xử lý ozon 3 ngày/lần Chú thích: Cua mang trứng được ngâm Iodine với nồng độ 1 µL/L cho đến khi thay nước mới (thay 100% nước/ngày) và cua mang trứng được tắm ozon với nồng độ 0,1 mg/L trong 60 giây trước mỗi lần thay nước. Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Thông thường để loại bỏ mầm bệnh trên trứng và tăng tỷ lệ nở của trứng thì người nuôi thường sử dụng các chất như formaline, H2O2 hoặc ozon. Tuy nhiên, việc sử dụng ozon để khử trùng bề mặt vỏ trứng thường được sử dụng và đã đem lại nhiều hiệu quả tích cực (Schneider et al., 1990; Liltved et al., 2006; Sharrer and Summerfelt, 2007; Summerfelt et al., 2009). Theo Forneris et al. (2003), sử dụng ozon sẽ làm giảm và chậm thời gian phát triển của bệnh, đặc biệt là nấm và protozoa. Nếu sử dụng nồng độ 0,5 mg/L trong 10 phút thì sẽ loại bỏ hoàn toàn 100% virus, vi khuẩn, nấm và protozoa (FAO, 2007). Tuy nhiên, trứng thụ tinh của các loài khác nhau thì khả năng chịu đựng hàm lượng ozon hòa tan cũng khác nhau. Do đó, cần phải xác định mức độ tiếp xúc với ozon của từng loài cho phù hợp (Grotmol et al., 2003). Như vậy kết quả của nghiên cứu này cho thấy xử lý trứng cua trong quá trình ấp bằng ozon với nồng độ 0,1 mg/L trong thời gian 60 giây và tần suất xử lý mỗi ngày (1 ngày/lần) có thể giúp giảm tỷ lệ nhiễm ký sinh trùng và nấm trên trứng đến mức thấp nhất.

4.2.2.4. Mật độ vi khuẩn trên trứng cua biển

Mật độ vi khuẩn cao nhất ở nghiệm thức xử lý iodine (1,35 x 104 CFU/mL) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức xử lý ozon 1 ngày/lần (0,50 x 104 CFU/mL), 2 ngày/lần (0,55 x 104 CFU/mL) và 3 ngày/lần (0,73 x 104 CFU/mL) (Bảng 4.6). Ozon có khả năng tiêu diệt vi khuẩn, nấm và nguyên sinh vật gây bệnh trên nhiều đối tượng thủy sản (Schneider et al., 1990; Liltved et al., 2006; Sharrer and Summerfelt, 2007; Summerfelt et al., 2009). Kết quả thí nghiệm đã cho thấy, hiệu quả diệt khuẩn của ozon lên đến

72

75,3 – 75,6% sau khi xử lý với nồng độ 0,1 mg/L trong 60 giây (CT = 0,1) và khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) so với nghiệm thức xử lý bằng iodine (64,8%). Tạ Văn Phương (2006) đề nghị sử dụng ozon ở nồng độ 0,045 mg/L trong 5 phút (CT = 0,225) cho hiệu quả diệt khuẩn lên đến 91,7%. Điều này cho thấy, hiệu quả diệt khuẩn gây bệnh phụ thuộc nhiều vào thời gian tiếp xúc hơn là nồng độ ozon. Mặc dù, hiệu quả diệt vi khuẩn tổng trong khoảng 75,3 – 75,6% giữa ba nghiệm thức xử lý trứng bằng ozon, tuy nhiên, khi tần suất xử lý ozon càng thưa thì mật độ vi khuẩn trước mỗi chu kỳ xử lý ozon luôn có xu hướng cao hơn là do mật độ vi khuẩn giảm tại thời điểm xử lý ozon nhưng số vi khuẩn còn lại vẫn tiếp tục phát triển cho một hoặc hai ngày sau khi xử lý ozon. Do đó, Sau 11 ngày nuôi, mật độ vi khuẩn tổng sau khi sục khí ozon cao nhất ở nghiệm thức xử lý iodine (0,48 x 104 CFU/mL), tuy nhiên khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) so với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 3 ngày/lần (0,49 x 104 CFU/mL) và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon 1 ngày/lần (0,12 x 104 CFU/mL) và 2 ngày/lần (0,26 x 104 CFU/mL) (Bảng 4.6). Bảng 4.6: Mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio sp. trên trứng cua biển Nghiệm thức

Đối chứng Ozon 1

ngày/lần Ozon 2 ngày/lần Ozon 3 ngày/lần

0,50±0,01a 0,55±0,06a 0,12±0,00a 0,26±0,03ab 75,5±0,2b 75,6±0,3b 0,73±0,32a 0,49±0,21b 75,3±0,5b

0,41±0,02a 0,47±0,09a 0,09±0,00a 0,23±0,06a 77,3±0,7b 76,8±0,5b 0,90±0,27b 0,60±0,19b 77,4±0,7b

Mật độ vi khuẩn tổng (104 CFU/mL) 1,35±0,30b Trước xử lý 0,48±0,11b Sau xử lý 64,8±0,4a Hiệu quả diệt khuẩn tổng (%) Mật độ vi khuẩn Vibrio sp. (103 CFU/mL) 1,42±0,26c Trước xử lý 0,57±0,09b Sau xử lý 59,2±0,3a Hiệu quả diệt khuẩn Vibrio sp. (%) Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Tương tự, mật độ vi khuẩn Vibrio sp. trước khi sục khí ozon ở các nghiệm thức có xử lý ozon thấp hơn có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức đối chứng. Mật độ vi khuẩn Vibrio sp. sau khi xử lý thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần (0,09 x 103 CFU/mL) khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 2 ngày/lần (0,23 x 103 CFU/mL), nhưng khác biệt có ý nghĩa với nghiệm thức đối chứng (0,57 x 103 CFU/mL) và nghiệm thức xử lý ozon 3 ngày/lần (0,60 x 103 CFU/mL). Kết quả ở Bảng 4.6 cũng cho thấy, hiệu quả diệt khuẩn Vibrio sp. của ozon khá cao lên đến 76,8 – 77,4% sau khi xử lý ozon với nồng độ 0,1 mg/L trong 60 giây, cao hơn so với xử lý iodine (59,2%). Liltved et al (1995), cho rằng sử

73

dụng ozon với nồng độ 0,15 – 0,2 mg/L trong thời gian 60 giây sẽ diệt đến 99% vi khuẩn Vibrio sp. trong nước.

4.2.2.5. Chất lượng ấu trùng

Ấu trùng sau khi nở có tỷ lệ dị hình cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần (2,10%) và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với nghiệm thức xử lý iodine (0,65%), nghiệm thức xử lý ozon 2 ngày/lần (0,83%) và 3 ngày/lần (0,92%) (Bảng 4.7). Theo Beguer et al. (2008), thì hiện tượng dị hình của ấu trùng động vật thủy sản có thể được gây ra bởi các tác động của hóa chất. Tỷ lệ dị hình của cá bột được ghi nhận tăng khi trứng cá tiếp xúc với nồng độ ozon thấp trong thời gian dài hoặc với nồng độ ozon cao trong thời gian ngắn (Forneris et al., 2003). Bảng 4.7: Chất lượng ấu trùng sau khi nở Nghiệm thức

Tỷ lệ sống ấu trùng sốc formol 30 phút (%) 68,3±1,70b 66,2±3,50b 60,5±2,14b 47,0±10,8a Tỷ lệ sống ấu trùng sốc độ mặn 120 phút (%) 73,5±6,18ab 82,5±5,15b 77,1±2,01ab 72,3±4,16a Tỷ ấu lệ trùng dị hình (%) 0,65±0,50a 2,10±0,39b 0,83±0,33a 0,92±0,78a

Xử lý iodine Xử lý ozon 1 ngày/lần Xử lý ozon 2 ngày/lần Xử lý ozon 3 ngày/lần Chú thích: Âu trùng được sốc formol 100 µL/L trong 30 phút và ấu trùng được sốc giảm 50% độ mặn (từ 30 ‰ xuống 15 ‰) trong 120 phút. Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Kết quả sốc formol cho thấy tỷ lệ sống của ấu trùng thấp nhất (47%) ở nghiệm thức xử lý ozon 3 ngày/lần, khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với nghiệm thức đối chứng (68,3%), xử lý ozon 1 ngày/lần (66,2%) và 2 ngày/lần (60,5%). Kết quả tương tự cũng ghi nhận được khi gây sốc độ mặn. Tỷ lệ sống của ấu trùng trong nghiệm thức xử lý ozon 3 ngày/lần thấp hơn đáng kể (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Tỷ lệ sống của ấu trùng thấp khi trứng được xử lý ozon với tần suất thưa hơn rõ ràng là do tỷ lệ nhiễm nấm và ký sinh trùng trên trứng ở nghiệm thức này cao, đặc biệt là tỷ lệ trứng nhiễm đồng thời nấm và ký sinh trùng (Bảng 4.5). Nấm và ký sinh trùng đã hấp thu chất dinh dưỡng bên trong trứng, gây tổn thương trứng dẫn đến ấu trùng mới nở suy yếu và dễ chết khi bị tác động (Leano, 2002; Lavilla-Pitogo and de la pena, 2004). Tuy nhiên, theo thang đánh giá thì ấu trùng trong thí nghiệm đều có chất lượng từ trung bình đến tốt. Mặc dù, tỷ lệ ấu trùng dị hình sau khi xử lý ozon 1 ngày/lần trong thí nghiệm này cao nhất 2,10% và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Theo Feuillassier et al. (2012) thì các dị hình hình thái trên cơ thể ấu trùng giáp xác sẽ không gây ảnh hưởng lớn đến tỷ lệ sống, sinh trưởng và biến thái của ấu trùng. Chính vì vậy mà kết quả gây sốc ấu trùng với formol và độ mặn ở nghiệm thức ozon vẫn cho tỷ lệ sống

74

khá tốt, đặc biệt là sốc độ mặn trong 120 phút (82,5%). Do đó, cần xem xét lựa chọn xử lý ozon với 1 ngày/lần trong xử lý trứng cua biển.

4.3. Ảnh hưởng của ozon lên giai đoạn ấu trùng cua biển

4.3.1. Nồng độ ozon thích hợp cho từng giai đoạn ấu trùng cua biển

4.3.1.1. Giai đoạn Zoea1

Tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea1 sau 1 giờ xử lý với ozon thấp hơn (p<0,05) so với nghiệm thức đối chứng. Tuy nhiên, sau 24 giờ xử lý với ozon thì tỷ lệ sống có sự khác biệt rõ rệt giữa các nghiệm thức, ở nghiệm thức đối chứng và nghiệm thức xử lý ozon 0,05 mg/L cho tỷ lệ sống cao nhất và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Tương tự, chỉ số biến thái của ấu trùng ở giai đoạn này cũng cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon 0,05 mg/L khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại (Bảng 4.8). Bảng 4.8: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea1 ở các nồng độ ozon khác nhau Nghiệm thức

Tỷ lệ sống sau 24 giờ (%) 84,4±5,09d 91,0±6,94d 66,7±6,67c 41,1±1,92b 25,6±3,85a Tỷ lệ sống sau 1 giờ (%) 100±0,0a 96,7±3,33a 93,3±3,33a 92,2±6,94a 94,4±3,85a

Chỉ số biến thái sau 24 giờ 1,92±0,01b Đối chứng 1,95±0,01c Xử lý ozon 0,05 mg/L 1,93±0,00b Xử lý ozon 0,1 mg/L 1,93±0,01b Xử lý ozon 0,15 mg/L 1,87±0,01a Xử lý ozon 0,2 mg/L Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

4.3.1.2 Giai đoạn Zoea2

Kết quả Bảng 4.9 cho thấy, sau 1 giờ thí nghiệm thì ozon không ảnh hưởng lớn đến tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea2 (p>0,05). Sau 24 giờ thí nghiệm, tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển có xu hướng giảm dần theo nồng độ ozon mà ấu trùng tiếp xúc. Nghiệm thức xử lý ấu trùng với ozon 0,05 mg/L cho tỷ lệ sống cao nhất là 86,7 %, khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức xử lý ấu trùng với ozon ở nồng độ cao hơn 0,05 mg/L. Kết quả theo dõi chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển giai đoạn Zoea2, trung bình của các nghiệm thức khác biệt có ý nghĩa (p<0,05). Kết quả cũng cho thấy ấu trùng ở các nghiệm thức xử lý ozon chuyển giai đoạn nhanh và cao hơn nghiệm thức đối chứng. Tuy nhiên ấu trùng có xu hướng biến thái và phát triển chậm hơn khi được xử lý ozon với nồng độ cao hơn 0,15 mg/L.

75

Bảng 4.9: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea2 ở các nồng độ ozon khác nhau Nghiệm thức

Tỷ lệ sống sau 1 giờ (%) 100±0,0a

Tỷ lệ sống sau 24 giờ (%) 77,8±10,1d 86,7±5,77d 65,6±1,92c 54,4±1,92b 43,3±3,33a

Chỉ số biến thái sau 24 giờ 2,60±0,02a 2,93±0,01c 2,94±0,01c 2,81±0,03b 2,61±0,06a

Đối chứng Xử lý ozon 0,05 mg/L 95,6±5,09a 96,7±3,33a Xử lý ozon 0,1 mg/L Xử lý ozon 0,15 mg/L 94,4±6,94a 93,3±8,82a Xử lý ozon 0,2 mg/L Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

4.3.1.3 Giai đoạn Zoea3

Kết quả tỷ lệ sống ở giai đoạn Zoea3 (Bảng 4.10) tương tự như ở giai đoạn Zoea2. Tỷ lệ sống của ấu trùng sau 1 giờ thí nghiệm ở các nghiệm thức xử lý ozon thấp hơn so với nghiệm thức đối chứng (p>0,05). Kết quả sau 24 giờ thí nghiệm, tỷ lệ sống có xu hướng giảm dần khi ấu trùng được xử lý ozon với nồng độ ngày càng tăng (p<0,05). Tuy nhiên, tỷ lệ sống của ấu trùng ở giai đoạn này của các nghiệm thức xử lý ozon đã được cải thiện hơn so với giai đoạn Zoea1 và Zoea2. Điều này cho thấy, ấu trùng càng lớn càng ít bị ảnh hưởng bỡi ozon. Ấu trùng có tỷ lệ sống cao nhất (90,0%) khi ấu trùng được xử lý bằng ozon có nồng độ 0,05 mg/L nhưng khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức đối chứng (89%) và nghiệm thức xử lý ozon 0,1 mg/L (83,3%). Bảng 4.10: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea3 ở các nồng độ ozon khác nhau Nghiệm thức

Tỷ lệ sống sau 24 giờ (%) 89,0±3,85c 90,0±6,67c 83,3±5,77c 62,2±1,92b 50,0±3,33a

Chỉ số biến thái sau 24 giờ 3,42±0,05b 3,93±0,02d 3,83±0,03d 3,57±0,09c 3,28±0,11a

Tỷ lệ sống sau 1 giờ (%) 100±0,0a Đối chứng Xử lý ozon 0,05 mg/L 96,7±0,0a 95,6±5,09a Xử lý ozon 0,1 mg/L Xử lý ozon 0,15 mg/L 94,4±6,94a 94,4±1,92a Xử lý ozon 0,2 mg/L Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Kết quả theo dõi quá trình biến thái của ấu trùng cũng cho kết quả tương tự như vậy, ấu trùng phát triển tốt hơn khi xử lý ozon ở nồng độ dưới 0,1 mg/L. Tuy nhiên khi nồng độ vượt quá 0,1 mg/L thì ấu trùng có xu hướng biến thái chậm lại, đặc biệt là ở nghiệm thức xử lý ấu trùng với nồng độ ozon 0,2 mg/L (3,28) (p<0,05).

4.3.1.4. Giai đoạn Zoea4

76

Sau 1 giờ ấu trùng tiếp xúc với ozon, nồng độ ozon không làm ảnh hưởng đến sự sống của ấu trùng, tỷ lệ sống trung bình của các nghiệm thức khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) (Bảng 4.11). Sau 24 giờ tiếp xúc, tỷ lệ sống có xu hướng giảm dần ở các nghiệm thức có nồng độ ozon càng tăng và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05). Bảng 4.11: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea4 ở các nồng độ ozon khác nhau Nghiệm thức

Tỷ lệ sống sau 1 giờ (%) 96,7±5,77a 98,9±1,92a 96,7±3,33a 94,4±9,62a 93,3±5,77a Tỷ lệ sống sau 24 giờ (%) 82,2±6,94c 82,2±5,09c 76,7±3,33bc 67,8±3,85b 45,6±10,1a Chỉ số biến thái sau 24 giờ 4,78±0,02a 4,97±0,01d 4,96±0,01d 4,90±0,01c 4,83±0,03b

Đối chứng Xử lý ozon 0,05 mg/L Xử lý ozon 0,1 mg/L Xử lý ozon 0,15 mg/L Xử lý ozon 0,2 mg/L Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Kết quả Bảng 4.11 cũng cho thấy, chỉ số biến thái của ấu trùng có khuynh hướng giảm dần theo sự gia tăng nồng độ ozon. Tuy nhiên, chỉ số biến thái của ấu trùng ở nhóm nghiệm thức ấu trùng tiếp xúc với ozon được cải thiện tốt hơn với nghiệm thức đối chứng (p<0,05).

4.3.1.5. Giai đoạn Zoea5

Kết quả tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển giai đoạn Zoea5 sau 1 giờ tiếp xúc với ozon không bị tác động bởi nồng độ ozon (p>0,05). Tỷ lệ sống sau 24 giờ ấu trùng tiếp xúc với ozon có khuynh hướng giảm dần khi ấu trùng tiếp xúc với nồng độ ozon càng cao (p<0,05). Tương tự, chỉ số LSI của ấu trùng cũng có khuynh hướng giảm khi nồng độ ozon ấu trùng tiếp xúc càng tăng. Chỉ số LSI cao nhất ở nghiệm thức ấu trùng tiếp xúc với ozon có nồng độ 0,05 mg/L (5,96) khác biệt có ý nghĩa với các nghiệm thức còn lại (p<0,05), nhưng giá trị này khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức có nồng độ ozon 0,1 mg/L (5,95) (Bảng 4.12). Bảng 4.12: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Zoea5 ở các nồng độ ozon khác nhau Nghiệm thức

Tỷ lệ sống sau 1 giờ (%) 98,9±1,92a 98,9±1,92a 96,7±3,33a 92,2±7,70a 95,6±5,09a Tỷ lệ sống sau 24 giờ (%) 75,6±1,92bc 81,1±3,85c 74,4±8,39bc 68,9±8,39b 43,3±3,33a Chỉ số biến thái sau 24 giờ 5,84±0,02a 5,96±0,01c 5,95±0,01c 5,88±0,01b 5,82±0,02a

Đối chứng Xử lý ozon 0,05 mg/L Xử lý ozon 0,1 mg/L Xử lý ozon 0,15 mg/L Xử lý ozon 0,2 mg/L Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

77

4.3.1.6. Giai đoạn megalop

Sau 1 giờ thí nghiệm ấu trùng cua biển ở giai đoạn megalop vẫn phát triển tốt (p>0,05). Tỷ lệ sống của ấu trùng sau 24 giờ tiếp xúc với ozon ở giai đoạn này được cải thiện hơn các giai đoạn trước, đặc biệt ở nghiệm thức có ấu trùng tiếp xúc với ozon nồng độ 0,05 mg/L (96,7%) cao hơn nghiệm thức đối chứng (94,7%) (p>0,05) và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức có ấu trùng tiếp xúc với nồng độ ozon cao hơn. Kết quả Bảng 4.13 cho thấy, chỉ số biến thái của ấu trùng đều bằng nhau giữa các nghiệm thức vì giai đoạn này ấu trùng rất chậm lột xác (khoảng 7 – 8 ngày/lần). Bảng 4.13: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn megalop ở các nồng độ ozon khác nhau Nghiệm thức

Tỷ lệ sống sau 1 giờ (%) 100±0,0a 98,7±2,31a 100±0,0a 98,0±2,00a 98,7±2,31a Tỷ lệ sống sau 24 giờ (%) 94,7±5,03c 96,7±3,06c 88,0±3,46bc 78,0±8,72c 67,3±6,43a Chỉ số biến thái sau 24 giờ 6,00±0,00a 6,00±0,00a 6,00±0,00a 6,00±0,00a 6,00±0,00a

Đối chứng Xử lý ozon 0,05 mg/L Xử lý ozon 0,1 mg/L Xử lý ozon 0,15 mg/L Xử lý ozon 0,2 mg/L Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

4.3.1.7. Giai đoạn Cua1

Kết quả thí nghiệm trên giai đoạn Cua1 được trình bày ở Bảng 3.14. Tỷ lệ sống của Cua1 sau 1 giờ thí nghiệm cho thấy, nồng độ ozon có trong nước không làm tác động đến sự sống của chúng. Tuy nhiên, sau 24 giờ thí nghiệm cho thấy, ozon có ảnh hưởng đến tỷ lệ sống của Cua1, nồng độ ozon càng cao thì tỷ lệ sống của Cua1 càng thấp (p<0,05). Tỷ lệ sống cao nhất ở nghiệm thức có nồng độ ozon 0,05 mg/L (98%) khác biệt không có ý nghĩa với nghiệm thức đối chứng (p>0,05). Chỉ số biến thái ở giai đoạn này cũng giống nhau giữa các nghiệm thức vì ở giai đoạn này cua thường mất 2 – 3 ngày/lần lột xác. Bảng 4.14: Tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển ở giai đoạn Cua1 ở các nồng độ ozon khác nhau Nghiệm thức

Tỷ lệ sống sau 24 giờ (%) 97,3±2,31c 98,0±2,00c 94,7±2,31bc 87,3±6,43ab 81,3±6,43a Chỉ số biến thái sau 24 giờ 7,00±0,00a 7,00±0,00a 7,00±0,00a 7,00±0,00a 7,00±0,00a

Tỷ lệ sống sau 1 giờ (%) 99,3±1,15a Đối chứng Xử lý ozon 0,05 mg/L 98,7±1,15a 98,0±2,00a Xử lý ozon 0,1 mg/L Xử lý ozon 0,15 mg/L 98,7±2,31a 97,2±3,06a Xử lý ozon 0,2 mg/L Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

78

Kết quả thí nghiệm khảo sát ảnh hưởng của ozon đối với sự phát triển của ấu trùng cua biển cho thấy, nồng độ ozon khi sục khí vào môi trường nước sẽ gây ảnh hưởng đến tỷ lệ sống và phát triển của ấu trùng cua biển, đặc biệt ở giai đoạn Zoea1 và Zoea2. Khi quan sát bằng cốc thủy tinh, ấu trùng có hiện tượng mất cân bằng và bơi lờ đờ khi tiếp xúc với ozon có nồng độ cao. Bên cạnh đó, ấu trùng còn có những chuyển động giật đột ngột, chuyển động bơi quay tròn và lắng đáy cốc. Mặc dù ấu trùng có biểu hiện lờ đờ khi tiếp xúc nồng độ ozon cao trên 0,15 mg/L nhưng sau đó chúng phục hồi và bơi trên mặt nước. Biểu hiện này được quan sát rõ nhất khi ấu trùng tiếp xúc với nước có nồng độ ozon dưới 0,1 mg/L. Quan sát bằng kính hiển vi cho thấy, những ấu trùng tiếp xúc với nồng độ ozon cao có nhịp tim đập yếu hơn so với những ấu trùng bình thường. Kết quả thí nghiệm cũng cho thấy, quá trình lột xác của ấu trùng tiếp xúc với ozon ở nồng độ cao cũng được ghi nhận là thấp hơn so với những ấu trùng tiếp xúc với ozon có nồng độ thấp hơn. Các biểu hiện này tương tự như báo cáo của Pedro et al (2007), khi quan sát ấu trùng cua biển tiếp xúc với các chất độc như formalin, trifuralin. Theo Grguric et al., (1994) thì bromat được tạo thành trong quá trình ozon hóa brom trong nước biển sẽ gây độc cho ấu trùng giáp xác, nó sẽ gây rối loạn hô hấp và điều hòa áp xuất thẩm thấu. Có thể đây là nguyên nhân gây ảnh hưởng đến nhịp đập của tim cua biển. Từ kết quả cho thấy, mặc dù tỷ lệ sống và biến thái từ giai đoạn Zoea3 đến Cua1 ở nghiệm thức 3 (sử dụng ozon 0,1 mg/L) khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức 2 (xử lý ozon 0,05 mg/L). Tuy nhiên, tỷ lệ sống ở nghiệm thức 3 luôn thấp hơn nghiệm thức 2. Mặc khác, trong thực tế sản xuất giống thì trong bể ương luôn tồn tại hai giai đoạn ấu trùng cua. Do đó, nồng độ ozon 0,05 mg/L được xem là an toàn cho tất cả các giai đoạn ấu trùng cua biển và được chọn cho thí nghiệm tiếp theo.

4.3.2. Ảnh hưởng của tần suất sử dụng ozon đến tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển

4.3.2.1. Các yếu tố môi trường

Biến động các yếu tố môi trường của các bể trong suốt quá trình ương ấu trùng cua biển được trình bày trong Bảng 4.15. Qua Bảng 4.15 cho thấy, nhiệt độ giữa các nghiệm thức tương đối ổn định, dao động trong khoảng 27,5 – 29,4 oC. Nhiệt độ là yếu tố quan trọng trong sản xuất giống giáp xác, có liên quan rất lớn đến sự lột xác và phát triển của ấu trùng cua biển (Li et al., 1999). Theo Zeng and li (1992), ấu trùng phát triển bình thường khi nhiệt độ nước bể ương trong khoảng 25 – 30 oC. Nhiệt độ trong khoảng 29 – 30 oC, sẽ rút ngắn thời gian lột xác và biến thái của ấu trùng (Dat, 1999; Quinitio et al., 2001;

79

Qiao et al., 2010). Như vậy, nhiệt độ ghi nhận trong thí nghiệm nằm trong khoảng thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng. Trong suốt thời gian thí nghiệm pH giữa sáng và chiều dao động rất thấp, trong khoảng 8,04 – 8,08. pH cũng là yếu tố ảnh hưởng trực tiếp đến sự phát triển của ấu trùng các loài giáp xác. Giá trị pH quá cao hoặc quá thấp đều ảnh hưởng đến sự phát triển và tỷ lệ sống của ấu trùng. pH tối ưu cho sự phát triển và biến thái của ấu trùng cua là 7,5 – 8,5 (Nguyễn Cơ Thạch, 1998). Như vậy, pH cũng nằm trong khoảng thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng trong thí nghiệm. Bảng 4.15: Biến động môi trường nước ương của thí nghiệm Đối chứng Chỉ tiêu

2 1 3

Nhiệt độ (oC)

pH

DO (mg/L)

Thời gian Sáng Chiều Sáng Chiều Sáng Chiều Ozon Ozon Ozon ngày/lần ngày/lần ngày/lần 27,6 ± 0,3 27,6 ± 0,2 27,6 ± 0,2 29,4 ± 0,5 29,3 ± 0,5 29,2 ± 0,4 8,04 ± 0,09 8,05 ± 0,09 8,05 ± 0,13 8,06 ± 0,04 8,07 ± 0,04 8,06 ± 0,04 5,41 ± 0,04a 5,40 ± 0,14a 5,39 ± 0,12a 6,18 ± 0,04a 6,16 ± 0,10a 6,16 ± 0,09a 0,75 ± 0,54a 0,96 ± 0,57b 1,26 ± 0,84c 0,15 ± 0,11a 0,19 ± 0,16b 0,19 ± 0,18b 27,5 ± 0,2 29,2 ± 0,5 8,05 ± 0,04 8,08 ± 0,05 5,39 ± 0,06a 6,15 ± 0,06a 1,98 ± 1,17d 0,25 ± 0,22c

TAN (mg/L) - (mg/L) NO2 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Hàm lượng oxy hòa tan khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) giữa các nghiệm thức, dao động hàm lượng oxy hòa tan giữa buổi sáng từ 5,39 đến 5,41 mg/L và buổi chiều từ 6,15 đến 6,18 mg/L. Theo Boyd (1998), hàm lượng oxy thích hợp cho sự phát triển của tôm cá là từ 5,0 mg/L cho đến bảo hòa. Trần Ngọc Hải và Trương Trọng Nghĩa (2004) cũng cho rằng ấu trùng cua biển phát triển tốt khi hàm lượng oxy dao động từ 6,4-7,2 mg/L. Như vậy hàm lượng oxy trung bình của các nghiệm thức trong thí nghiệm là thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng cua biển.

- đối với NO2

Hàm lượng TAN và Nitrit trung bình ở các nghiệm thức dao động lần lượt trong khoảng 0,75 – 1,98 mg/L và 0,15 – 0,25 mg/L. Trong đó, hàm - ở các nghiệm thức sử dụng ozon thấp hơn và khác biệt có lượng TAN và NO2 ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức không sử dụng ozon. Trong môi trường - tạo thành N2 nước, ozon phản ứng trực tiếp hoặc gián tiếp với NH3 và NO2 - (Tanaka and Matsumura, 2003), nên (đối với ammoniac) và NO3 - ở các nghiệm thức có sử dụng ozon luôn ở mức thấp. hàm lượng NH3 và NO2 Theo Steven et al., (1996), hàm lượng ozon trong bể ương nên duy trì ở mức 0,02 đến 0,18 mg/L để luôn duy trì hàm lượng nitrit ở mức thấp. Theo - an toàn cho từng giai đoạn ấu trùng Seneriches – Abiera (2007), nồng độ NO2 cua là 4,16 mg/L đối với ấu trùng Z1; 6,30 mg/L đối với ấu trùng Z2; 2,55

80

mg/L đối với ấu trùng Z3; 2,99 mg/L đối với ấu trùng Z4 và 6,99 mg/L đối với Z5. Churchil (2003) đã báo cáo, giá trị LC50-24h của TAN đối với ấu trùng cua S. serrata là 39,7 ± 2,0 mg/L tại pH 8,2. Tuy nhiên, hàm lượng TAN trong bể ương ấu trùng cua không nên vượt quá 1 mg/L (Nghia et al., 2007). Như vậy các nghiệm thức sử dụng ozon có hàm lượng TAN khá thấp và trong khoảng thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng cua biển.

4.3.2.2. Biến động mật độ vi khuẩn tổng và Vibrio sp. trong nước ương ấu trùng

Kết quả Bảng 4.16 cho thấy, mật độ vi khuẩn tổng cao nhất ở nghiệm thức không xử lý ozon (46,7 x 103 CFU/mL) khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với các nghiệm thức xử lý ozon. Mật độ vi khuẩn tổng trước khi xử lý ozon cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 3 ngày/lần (21,4 x 103 CFU/mL) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần (11,6 x 103 CFU/mL) và 2 ngày/lần (11,2 x 103 CFU/mL). Mật độ vi khuẩn tổng sau khi xử lý ozon thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon tần suất 1 ngày/lần (2,2 x 103 CFU/mL) khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 2 ngày/lần (5,9 x 103 CFU/mL), nhưng khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 3 ngày/lần (14,8 x 103 CFU/mL). Hiệu quả diệt vi khuẩn tổng thấp nhất ở nghiệm thức đối chứng (17,2%) thấp hơn rất nhiều so với các nghiệm thức được xử lý bằng ozon (p<0,05) (dao động trong khoảng 74,8 – 76%). Nguyên nhân do thời gian thu mẫu sớm (khoảng 10 phút sau khi xử lý kháng sinh hoặc iodine) dẫn đến hiệu quả diệt vi khuẩn tổng ở nghiệm thức đối chứng thấp. Bảng 4.16: Biến động mật độ vi khuẩn trong nước trước và sau khi xử lý ozon Xử lý ozon Nghiệm thức 3 ngày/lần

Không xử lý ozon Xử lý ozon 2 ngày/lần Xử lý ozon 1 ngày/lần

Mật độ vi khuẩn tổng (103 CFU/mL)

11,6 ± 0,3a 2,2 ± 0,2a 76,0 ± 1,8b 11,2 ± 1,4a 5,9 ± 0,8a 74,8 ± 1,0b 21,4 ± 3,1b 14,8 ± 2,1b 75,3 ± 0,9b

Trước khi xử lý ozon Sau khi xử lý ozon Hiệu quả diệt khuẩn tổng 46,7 ± 8,2c 43,2 ± 7,4c 17,2 ± 2,1a

Mật độ vi khuẩn Vibrio sp. (103 CFU/mL)

Trước khi xử lý ozon Sau khi xử lý ozon

0,88 ± 0,07a 1,08 ± 0,19a 1,82 ± 0,11b 1,21 ± 0,06b 0,20 ± 0,02a 0,54 ± 0,0a 78,4 ± 0,6b 77,0 ± 1,7b 76,9 ± 1,2b 4,96 ± 0,53c 4,77 ± 0,52c 8,7 ± 0,9a

Hiệu quả diệt khuẩn Vibrio sp (%) Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05).

Theo Tạ Văn Phương (2006), ozon có khả năng diệt đến 91,7% tổng vi khuẩn sau 5 phút xử lý ozon ở nồng độ 0,045 mg/L (CT=0,225). Tuy nhiên,

81

hiệu quả diệt vi sinh vật của ozon phụ thuộc vào nồng độ và thời gian mà vi sinh vật tiếp xúc với ozon (Coman et al., 2005). Chính vì vậy, hiệu quả diệt vi khuẩn tổng của ozon trong thí nghiệm này là khá thấp từ 74,8 – 76% là do thời gian nồng độ ozon 0,05 mg/L duy trì trong bể ương thấp chỉ khoảng 3 phút (CT=0,15), điều này đã ảnh hưởng đến hiệu quả diệt khuẩn của ozon. Kết quả ở Bảng 4.16 cũng cho thấy, tần suất xử lý ozon càng thấp thì mật độ vi khuẩn tổng đến cuối thí nghiệm càng cao là do chúng không ngừng gia tăng mật độ giữa những khoảng thời gian không xử lý ozon. Theo Kenedy et al (2006), trong điều kiện bình thường (không xuất hiện bệnh do vi khuẩn) thì mật độ vi khuẩn tổng trong bể ương cao hơn 105 CFU/mL. Trong thí nghiệm này, mật độ vi khuẩn tổng sau khi xử lý ozon khá thấp và dao động từ 2,2 x 103 – 14,8 x 103 CFU/mL. Điều này chứng tỏ hiệu quả của ozon trong việc hạn chế sự phát triển vi khuẩn trong bể ương.

Mật độ vi khuẩn Vibrio sp. cao nhất ở nghiệm thức không xử lý ozon (4,96 x 103 CFU/mL) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức xử lý ozon (Bảng 4.16). Mật độ vi khuẩn Vibrio sp. trước và sau khi xử lý ozon luôn ở mức thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần, lần lượt là 0,88 x 103 và 0,20 x 103 CFU/mL, khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 2 ngày/lần (1,08 x 103 CFU/mL và 0,54 x 103 CFU/mL), nhưng khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 3 ngày/lần (1,82 x 103 CFU/mL và 1,21 x 103 CFU/mL). Hiệu quả diệt vi khuẩn Vibrio sp. trong thí nghiệm này thấp nhất ở nghiệm thức đối chứng (8,7%) so với các nghiệm thức xử lý ozon (p<0,05). Các nghiệm thức xử lý ozon diệt được 76,9 – 78,4% Vibrio sp., tuy nhiên, khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p>0,05) giữa các nghiệm thức xử lý ozon. Liltved et al (1995), cho rằng việc sử dụng ozon với nồng độ 0,15 – 0,2 mg/L trong thời gian 60 giây có thể diệt được đến 99% vi khuẩn Vibrio trong nước. Tương tự, Tạ Văn Phương (2006) cũng báo cáo rằng mật độ vi khuẩn Vibrio sp. được loại bỏ hoàn toàn, khi nồng độ ozon trong bể ương tôm đạt 0,255 mg/L. Trong thí nghiệm hiện tại, nồng độ ozon sử dụng trong bể ương ấu trùng là 0,05 mg/L thấp hơn rất nhiều so với các báo cáo trước đây nên hiệu quả diệt Vibrio sp. cũng thấp hơn. Điều này dẫn đến mật độ vi khuẩn Vibrio sp. có xu hướng càng tăng cao ở các nghiệm thức có tần suất xử lý ozon thưa là do vi khuẩn còn sống sẽ tiếp tục gia tăng mật số với 2 đơn vị log/ngày (Quinitio et al., 2001). Theo Radjasa et al., (2001) thì vi khuẩn Vibrio phân bố chủ yếu trong môi trường nước mặn. Chúng thường xâm nhập và gây bệnh trên mang, gan tụy, ruột và máu của các loài giáp xác (Kannapiran et al., 2009). Tuy nhiên, chỉ có những chủng vi khuẩn Vibrio có độc lực cao mới có khả năng gây bệnh trên các đối tượng thủy sản (Lighter, 1993). Theo Trần Thị

82

Tuyết Hoa và ctv (2004), khả năng gây bệnh của Vibrio tùy thuộc vào từng chủng vi khuẩn nhưng mật độ Vibrio trong bể ương khoảng 105 – 107 CFU/mL sẽ gây độc cho hầu hết ấu trùng thủy sản. Kết quả thí nghiệm này cho thấy, mật độ vi khuẩn Vibrio sp. sau khi xử lý ozon trong các bể thí nghiệm khá cao (0,20 x 103 – 1,21 x 103 CFU/mL) nhưng chưa ảnh hưởng bất lợi đến ấu trùng.

4.3.2.3. Tỷ lệ nhiễm Protozoa trên ấu trùng

Cường độ nhiễm bệnh + + + + Tỷ lệ nhiễm (%) 16,40±0,94c 4,86±0,42a 5,36±0,91a 8,50±1,37b

Kết quả Bảng 4.17 cho thấy, tỷ lệ nhiễm protozoa cao nhất ở nghiệm thức không xử lý ozon (16,40 %) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức có xử lý ozon. Tỷ lệ nhiễm bệnh protozoa thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần (4,86 %) khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p>0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 2 ngày/lần (5,36 %), nhưng khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 3 ngày/lần. Kết quả đã cho thấy tỷ lệ nhiễm bệnh trên ấu trùng cua biển có sự khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) (Bảng 4.17). Tuy nhiên, khi quan sát ấu trùng trên kính hiển vi cho thấy, ấu trùng chỉ nhiễm Zoothamnium sp. với số lượng từ 1 đến 3 cá thể protozoa/ấu trùng (1 – 3 chùm Zoothamnium/ấu trùng cua) (Hình 4.8). Vì vậy cường độ nhiễm bệnh protozoa trên ấu trùng luôn ở mức thấp ở tất cả các nghiệm thức (Bảng 4.17). Bảng 4.17: Tỷ lệ nhiễm protozoa trên ấu trùng cua Nghiệm thức Không xử lý Xử lý ozon 1 ngày/lần Xử lý ozon 2 ngày/lần Xử lý ozon 3 ngày/lần Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05).

Theo Lavilla-Pitogo et al (2000) thì các sinh vật đơn bào thuộc các chi như: Vorticella, Epistylis, Zoothamnium phân bố rộng rãi và gây bệnh trên nhiều đối tượng giáp xác. Wu and Feng (2004) đã báo cáo rằng, ấu trùng cua Eriocheir sinensis có tỷ lệ chết rất cao khi nhiễm bệnh Zoothamnium sp. Hoạt động bơi lội và tỷ lệ sống của ấu trùng tôm sú Penaeus monodon cũng bị ảnh hưởng lớn khi nhiễm Zoothamnium sp. (Babu, 2013). Jithendran et al (2010) đã báo cáo rằng, các loài nguyên sinh động vật như: Epistylis sp., Zoothamnium sp., Acineta sp. và Vorticella sp. thường xuất hiện và gây bệnh cho ấu trùng cua biển trong quá trình sản xuất giống. Chúng thường ký sinh trên các phụ bộ của ấu trùng gây cản trở quá trình bơi lội, bắt mồi và gây trở ngại cho quá trình lột xác và ấu trùng chết hàng loạt (Carman and Dobbs, 1997; Dat, 1999; Lavilla-Pitogo et al., 2000; Jithendran et al., 2010). Tuy nhiên, chúng chỉ thường xuất hiện và gây bệnh trên ấu trùng cua biển khi chất lượng nước bể ương giàu hữu cơ và vật chất dinh dưỡng (Jayakumar and

83

Ramasamy, 1999; Jithendran et al., 2010). Kết quả ở Bảng 4.15 cho thấy hàm - cao nhất ở nghiệm thức không xử lý ozon có thể là lượng TAN và NO2 nguyên nhân dẫn đến tỷ lệ nhiễm protozoa trên ấu trùng cua biển ở nghiệm thức này cao nhất.

Hình 4.8: Zoothamnium sp. ký sinh trên ấu trùng cua

4.3.2.4. Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng

Gai lưng (%) Gai hàm trên (%) Gai ngạnh (%) 2,04±0,19a 4,96±1,20b 4,67±1,00b 4,63±0,87b 1,04±0,07a 4,17±0,47b 4,58±0,19b 4,42±0,38b

Kết quả Bảng 4.18 cho thấy, tỷ lệ dị hình trên gai lưng của ấu trùng cua biển thấp nhất ở nghiệm thức không xử lý ozon (2,04%) và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với các nghiệm thức xử lý ozon dao động từ 4,63 – 4,96%. Tỷ lệ dị hình gai hàm trên của ấu trùng cua biển cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 2 ngày/lần (4,58%) khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần (4,17%) và 3 ngày/lần (4,42%), nhưng khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức không xử lý ozon (1,04%). Tương tự, tỷ lệ dị hình trên gai ngạnh của ấu trùng cũng thấp nhất ở nghiệm thức không xử lý ozon (0,92%) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon với tần suất 1 ngày/lần (3,38%), 2 ngày/lần (3,46%) và 3 ngày/lần (2,67%). Bảng 4.18: Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau Nghiệm thức 0,92±0,76a Không xử lý 3,38±0,87b Xử lý ozon 1 ngày/lần 3,46±0,31b Xử lý ozon 2 ngày/lần 2,67±0,79b Xử lý ozon 3 ngày/lần Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05).

Biến dạng hình thái cơ thể ấu trùng có thể được gây ra bởi các tác động của hóa chất (Mantellato et al., 2000; Subba, 2004; Beguer et al., 2008). Tỷ lệ dị hình trên vỏ ấu trùng cua Pseudocarcinus gigas tăng khi chúng tiếp xúc với oxytetraciline với nồng độ 100 mg/L (Gardner and Northam, 1997). Tỷ lệ dị

84

hình trên giáp đầu ngực của ấu trùng tôm sú cao khi tiếp xúc với 4 mg/L Furan hoặc 5 – 10 mg/L Chlorampenicol (Baticados et al., 1990). Tương tự, tỷ lệ dị hình trên gai hàm trên, gai ngạnh và gai lưng của ấu trùng cua biển S. serrata cũng tăng khi tiếp xúc với 9 – 12 mg Oxytetraciline/L hoặc 1,5 – 2,0 mg Furan/L (Pates et al., 2016). Bên cạnh đó, dị tật trên gai lưng, trên các chi của ấu trùng cũng có thể do tác động cơ học như ấu trùng mắc vào lưới chặn ấu trùng trong quá trình thay nước (Gregati and Negreiros-Fransozo, 2009; Fernandes et al., 2010). Các tổn thương trên gai lưng của ấu trùng do quá trình tác động cơ học có thể bị biến dạng sau khi lột xác tái sinh (Hamasaki et al., 2002). Ziskowsky et al. (1996) đã báo cáo rằng, biến dạng hình thái cơ thể của ấu trùng cũng có liên quan đến yếu tố stress của ấu trùng như ương ấu trùng với mật độ cao hoặc môi trường nước ương bị ô nhiễm hay độc tố cao. Điều này cho thấy rằng, tỷ lệ dị hình ở các nghiệm thức sử dụng ozon luôn ở mức cao (p<0,05) so với nghiệm thức không sử dụng ozon là do ozon gây ra các tác động làm tổn thương lên ấu trùng như làm biến dạng tế bào và biểu mô phình to (Richardson et al., 1983; Reiser et al., 2010) hoặc ozon oxy hóa và làm tổn thương vỏ (Carmichael et al., 1982; Meunpol et al., 2003) đã dẫn đến hình thành những biến dạng nơi ấu trùng bị tổn thương sau khi chúng lột vỏ và hình thành vỏ mới.

4.3.2.5. Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển

Chỉ số biến thái của ấu trùng ở các nghiệm thức sử dụng ozon thường cao hơn và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với nghiệm thức không sử dụng ozon (Bảng 4.19). Ngoài ra, kết quả ở Bảng 4.19 cũng cho thấy, ấu trùng megalop xuất hiện sau 15 ngày ương và biến thái hoàn toàn từ Zoea5 sang megalop sau 19 ngày ương; sau 27 ngày ương ấu trùng lột xác hoàn toàn sang Cua1. Nguyên nhân có thể là do hàm lượng TAN và nitrit ở nghiệm thức đối chứng cao hơn các nghiệm thức xử lý ozon, nên độc tính của amonia và nitrit đã làm giảm tăng trưởng của ấu trùng (Miranda-Filho et al., 2009). Chỉ số biến thái của ấu trùng trong thí nghiệm này phù hợp với các báo cáo trước đây (Nghia et al., 2007; Phạm Văn Quyết và Trương Trọng Nghĩa, 2010). Tuy nhiên, chỉ số biến thái của cua trong nghiên cứu này cho thấy số lượng ấu trùng lột xác chuyển giai đoạn tốt hơn ở các nghiệm thức sử dụng ozon, đặc biệt ở giai đoạn megalop (sau 17 ngày ương) và giai đoạn xuất hiện Cua1 (sau 25 ngày ương). Scolding et al (2012), đã báo cáo rằng tỷ lệ lột xác của ấu trùng tôm hùm được cải thiện đáng kể khi chúng tiếp xúc với nồng độ ozon 15 ppb. Kết quả này đã góp phần quan trọng trong thực tế sản xuất giống cua biển vì ấu trùng càng lột xác đồng loạt ở giai đoạn megalop và Cua1 thì càng hạn chế được hiện tượng ăn nhau và hao hụt ở các giai đoạn này.

85

Bảng 4.19: Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau Ngày Không xử lý ozon

Xử lý ozon 3 ngày/lần Xử lý ozon 1 ngày/lần Xử lý ozon 2 ngày/lần

1,00±0,00a 1,26 ± 0,06b 1,84 ± 0,07ab 2,50 ± 0,07a 2,95 ± 0,05a 3,82 ± 0,06b 4,32 ± 0,04a 4,92 ± 0,04a 5,35 ± 0,07b 6,00 ± 0,00a 6,00 ± 0,00a 6,22 ± 0,03b 6,72 ± 0,11a 7,00 ± 0,00a 1,00±0,00a 1,05 ± 0,01a 1,76 ± 0,04a 2,46 ± 0,05a 2,95 ± 0,02a 3,53 ± 0,04a 4,54 ± 0,05b 4,93 ± 0,04a 5,12 ± 0,05a 6,00 ± 0,00a 6,00 ± 0,00a 6,07 ± 0,04a 6,67 ± 0,05a 7,00 ± 0,00a 1,00±0,00a 1,35 ± 0,07b 1,97 ± 0,10b 2,85 ± 0,06c 2,98 ± 0,03a 3,95 ± 0,02c 4,83 ± 0,04c 4,97 ± 0,02a 5,79 ± 0,02c 6,00 ± 0,00a 6,00 ± 0,00a 6,28 ± 0,06b 6,87 ± 0,03b 7,00 ± 0,00a 1,00 ± 0,00a 1,28 ± 0,04b 1,90 ± 0,04b 2,70 ± 0,03b 2,99 ± 0,02a 3,86 ± 0,01b 4,60 ± 0,04b 4,94 ± 0,03a 5,74 ± 0,02c 6,00 ± 0,00a 6,00 ± 0,00a 6,24 ± 0,03b 6,72 ± 0,02a 7,00 ± 0,00a 1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

4.3.2.6. Tăng trưởng của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn

Chiều dài ấu trùng cua biển khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) ở giai đoạn Zoea1 và Zoea2 giữa các nghiệm thức (Bảng 4.20). Tuy nhiên vào giai đoạn Zoea3 chiều dài của ấu trùng ở nghiệm thức sử dụng ozon 1 ngày/lần và 2 ngày/lần cao nhất (2,71 mm) khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) so với nghiệm thức còn lại. Vào giai đoạn Zoea4 đến giai đoạn megalop chiều dài ấu trùng ở nghiệm thức không sử dụng ozon luôn thấp nhất và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với các nghiệm thức sử dụng ozon. Chiều dài ấu trùng từ Zoea4 đến megalop có sự chênh lệch giữa các nghiệm thức sử dụng ozon, tuy nhiên không tìm thấy sự khác biệt có ý nghĩa (p>0,05) giữa các nghiệm thức. Tương tự, chiều rộng mai (CW) của Cua1 ở nghiệm thức không sử dụng ozon thấp nhất (3,18 mm) và khác biêt có ý nghĩa (p<0,05) so với nghiệm thức sử dụng ozon. Theo các báo cáo trước đây thì kích cỡ ấu trùng cua giai đoạn Zoea5 và Cua1 thông thường là 3,67 – 4,12 mm và 2,0 – 3,1 mm (Nghia et al., 2007; Phạm Văn Quyết và Trương Trọng Nghĩa, 2010). Kết quả nghiên cứu cho thấy, sử dụng ozon trong quá trình ương đã cải thiện tăng trưởng của ấu trùng do ozon đã cải thiện được chất lượng nước ương, hạn chế được ký sinh trùng và vi khuẩn gây bệnh cho ấu trùng, nên ấu trùng bắt mồi và phát triển tốt hơn. Bên cạnh đó, sử dụng ozon trong quá trình ương đã cho kích thước Cua1 tương đối đồng đều (3,24 – 3,25 mm), điều này có ý nghĩa quan trọng trong

86

thực tế sản xuất giống cua vì nó góp phần tăng giá trị Cua1 khi nuôi và bán ra thị trường. Bảng 4.20: Chiều dài (mm) các giai đoạn ấu trùng cua biển khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau Nghiệm thức Không xử lý

Xử lý ozon 1 ngày/lần Xử lý ozon 2 ngày/lần Xử lý ozon 3 ngày/lần

ozon 1,63±0,00 2,17±0,01a 2,69±0,01a 3,63±0,03a 4,48±0,04a 4,13±0,04a 3,18±0,01a 1,63±0,00 2,17±0,01a 2,71±0,01b 3,70±0,01b 4,55±0,00b 4,24±0,02b 3,24±0,01b 1,63±0,00 1,63±0,00 Zoea 1 2,17±0,02a 2,17±0,01a Zoea 2 2,71±0,00b 2,68±0,00a Zoea 3 3,70±0,02b 3,71±0,00b Zoea 4 4,54±0,01b 4,54±0,02b Zoea 5 4,24±0,07b 4,23±0,02b Megalop 3,25±0,02b 3,24±0,02b Cua 1 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

4.3.2.7. Tỷ lệ sống ấu trùng cua biển

Tỷ lệ sống cao nhất được ghi nhận ở giai đoạn Zoea5, megalop và Cua1 lần lượt là 47,1%, 40,4% và 10,5% ở nghiệm thức sử dụng ozon với tần suất 2 ngày/lần, khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với các nghiệm thức còn lại (Bảng 4.21). Tỷ lệ sống của ấu trùng ở các bể sử dụng ozon được cải thiện đáng kể so với các bể không sử dụng ozon (p<0,05). Bảng 4.21: Tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn khi xử lý ozon với các tần suất khác nhau Giai đoạn

Xử lý ozon 2 ngày/lần 85,4±4,5c 65,3±1,7c 50,7±3,2c 47,1±1,5d 40,4±2,7c 10,5±1,6c Không xử lý ozon 62,9 ± 1,6a 36,9 ± 2,3a 27,4 ± 0,9a 22,3 ± 2,3a 11,4 ± 3,1a 1,87±0,30a Xử lý ozon 1 Xử lý ozon 3 ngày/lần ngày/lần 76,4 ± 2,3b 79,0±1,5b Zoea2 51,3±2,7b 63,3±2,5c Zoea3 36,3±1,8b 46,7±2,2c Zoea4 33,5±1,2b 43,7±1,4c Zoea5 30,3±1,7b 33,9±1,3b Megalop 6,57±0,81b 3,38 ± 0,16a Cua1 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Điều này phù hợp với các nghiên cứu trước đây về khả năng cải thiện tỷ lệ sống của ozon khi sử dụng ương ấu trùng giáp xác, nhất là trên tôm sú (Meunpol et al., 2003; Trần Thị Kiều Trang và ctv., 2006; Scolding et al., 2012). Mặc dù tỉ lệ sống của ấu trùng được cải thiện bởi việc xử lý ozon, tuy nhiên tần suất sử dụng có ảnh hưởng đến tỷ lệ sống của ấu trùng. Tỷ lệ sống đến giai đoạn Cua của nghiệm thức sử dụng ozon 1 ngày/lần là 3,38 % thấp hơn (p<0,05) so với xử lý ozon 2 ngày/lần (10,5%) và 3 ngày/lần (6,57%). Nguyên nhân có thể là do trong suốt giai đoạn ương, ấu trùng thường xuyên lột xác, chu kỳ lột xác kéo dài và luôn tồn tại song song 2 giai đoạn ấu trùng

87

(Trần Ngọc Hải và Trương Trọng Nghĩa, 2004) nên khi xử lý ozon thường xuyên hơn thì có thể gây ảnh hưởng trực tiếp đến ấu trùng mới lột xác vẫn còn yếu ớt và có thể gây chết, do đó tỷ lệ sống của ấu trùng trong nghiệm thức này thấp hơn (p<0,05). Tỷ lệ sống Cua1 ở nghiệm thức sử dụng ozon với tần suất 2 ngày/lần là 10,5%. Theo Trần Ngọc Hải và Trương Trọng Nghĩa (2004), tỷ lệ sống của ấu trùng sang Cua1 tốt nhất đạt 9,11%, khi ấu trùng được ương với mật độ 100 con/L. Cùng với mật độ ương 100 con/L, Phạm Văn Quyết (2008) đã báo cáo tỷ lệ sống từ Zoea1 đến Cua1 dao động trong khoảng 9,11% - 9,7%. Như vậy qua kết quả thí nghiệm cho thấy, việc sử dụng ozon đã góp phần cải thiện tỷ lệ sống của ấu trùng, đặc biệt là ở nghiệm thức sử dụng ozon với tần suất 2 ngày/lần. Vì vậy, tần suất xử lý này được áp dụng cho thí nghiệm tiếp theo.

4.4. Đánh giá quy trình sử dụng ozon và xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển 4.4.1. Đánh giá quy trình sử dụng ozon 4.4.1.1. Các yếu tố môi trường

Trong suốt thời gian thí nghiệm nhiệt độ trung bình giữa buổi sáng và buổi chiều của các nghiệm thức không chênh lệch nhiều, nhiệt độ buổi sáng dao động từ 26,6 – 26,8oC và buổi chiều dao động từ 29,0 – 29,2 oC (Bảng 4.22). Bảng 4.22: Biến động môi trường nước bể ương trong thí nghiệm ương ấu trùng với các quy trình ương khác nhau

Chỉ tiêu Thời gian

Nhiệt độ (oC)

pH

DO (mg/L)

Sáng Chiều Sáng Chiều Sáng Chiều Hóa chất 26,6±0,3 29,1±0,5 8,04±1,07 8,06±0,05 6,22±1,32 6,46±0,85 14,4±2,3c 2,11±1,00c 0,42±0,22c Nghiệm thức Ozon 26,7±0,4 29,0±0,5 8,06±1,27 8,22±1,12 6,30±1,31 6,72±0,89 12,4±1,2a 1,46±0,70a 0,22±0,13a Kháng sinh 26,8±0,4 29,2±0,5 8,06±1,08 8,08±0,06 6,23±1,33 6,52±0,86 13,5±1,8b 1,93±0,91b 0,26±0,15b

COD (mg/L) TAN (mg/L) - (mg/L) NO2 Chú thích: Nghiệm thức hóa chất (xử lý Iodine và Formol); Kháng sinh (Neomycin và Erythromycin). Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Nhiệt độ có ảnh hưởng rất lớn đến quá trình phát triển và bắt mồi của ấu trùng cua biển. Ấu trùng cua biển sẽ giảm bắt mồi khi nhiệt độ môi trường nước ương ấu trùng thấp hơn 25oC hoặc cao hơn 32oC (Nurdiani and Zeng, 2007; Qiao et al., 2010). Theo Ganesh et al. (2015), thì nhiệt độ thích hợp cho ương ấu trùng cua biển dao động từ 27 – 32 oC. Nhiệt độ nước bể ương nếu

88

trên 32oC thì tỷ lệ sống sẽ giảm đáng kể sau mỗi lần lột xác (Qiao et al., 2010). Như vậy, nhiệt độ nước trong thí nghiệm nằm trong khoảng thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng cua biển.

Trung bình pH ở các nghiệm thức biến động rất nhỏ với buổi sáng từ 8,04 đến 8,06 và buổi chiều từ 8,06 đến 8,22 (Bảng 4.22). Theo Dat (1999) và Ganesh et al (2015), thì pH của nước rất quan trọng và ảnh hưởng trực tiếp hoặc gián tiếp đến ấu trùng cua biển, pH thích hợp cho ương ấu trùng cua biển từ 7,5 đến 8,5 và khoảng dao động hàng ngày không vượt quá 0,5 đơn vị pH. Vì vậy, pH trong thí nghiệm đều thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng cua biển.

Hàm lượng oxy hòa tan giữa buổi sáng và buổi chiều của các nghiệm thức trong suốt thời gian thí nghiệm chênh lệch không nhiều. Hàm lượng oxy trung bình buổi sáng chênh lệch rất ít, chỉ dao động trong khoảng 6,22 – 6,30 mg/L, hàm lượng oxy vào buổi chiều cũng dao động không đáng kể chỉ trong khoảng 6,46 – 6,72 mg/L (Bảng 4.22). Theo Ganesh et al. (2015), hàm lượng oxy hòa tan thích hợp cho ương ấu trùng cua biển là trên 4 mg/L. Như vậy hàm lượng oxy trong các bể ương của thí nghiệm luôn nằm trong khoảng thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng cua biển.

Hàm lượng COD dao động từ 12,4 – 14,4 mg/L khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) giữa các nghiệm thức (Bảng 4.22). Hàm lượng COD thấp nhất ở nghiệm thức sử dụng ozon (12,4 mg/L) là do quá trình oxy hóa của ozon làm giảm hàm lượng COD trong nước (Summerfelt, 2003; Tạ Văn Phương, 2006; Martínez et al., 2011). Theo Boyd (1998), thì hàm lượng COD tốt nhất cho nuôi thủy sản phải nhỏ hơn 30 mg/L. Trong các bể thí nghiệm thì COD cao nhất chỉ 14,4 mg/L, cho thấy điều kiện bể ương ấu trùng cua biển rất tốt và phù hợp cho sự phát triển của ấu trùng cua biển.

Kết quả Bảng 4.22 cho thấy sự ảnh hưởng của ozon lên hàm lượng TAN trong bể ương. Hàm lượng TAN thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon (1,46 mg/L) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý hóa chất (2,21 mg/L) và ở nghiệm thức xử lý kháng sinh (1,93 mg/L). Trong môi trường nước, ozon phản ứng trực tiếp hoặc gián tiếp với ammoniac (Haag et al. 1984; Kobayashi et al., 1993; Tanaka and Matsumura, 2003) dẫn đến hàm lượng TAN ở nghiệm thức xử lý ozon thấp nhất. Các độc tố ammonia được ghi nhận là một trong những nguyên nhân phổ biến gây chết động vật thủy sản nhất là ở giai đoạn đầu ấu trùng và trong các hệ thống nuôi mật độ cao (Parra and Yu, 2002). Theo Boyd (1998), hàm lượng TAN thích hợp cho nuôi trồng thủy sản là 0,2 – 2 mg/L. Tuy nhiên, đối với ấu trùng cua biển thì không nên vượt quá 1 mg/L (Nghia, 2004). Với kết quả thí nghiệm thu được cho thấy,

89

hàm lượng TAN ở nghiệm thức đối chứng là 2,21 mg/L có thể ảnh hưởng bất lợi đến sự phát triển của ấu trùng cua biển.

Tương tự hàm lượng nitrite cũng thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon (0,22 mg/L) trong khi hàm lượng nitrit ở nghiệm thức không xử lý ozon (hóa chất và kháng sinh) cao hơn có ý nghĩa thống kê (p<0,05) từ 0,26 – 0,42 mg/L. Hàm lượng nitrit trong các nghiệm thức xử lý ozon thấp nhất là do trong môi trường nước ozon có thể phản ứng oxy hóa trực tiếp với nitrit thành nitrat và oxy (Yang et al., 1999) hoặc phản ứng gián tiếp với nitrit thông qua axit bromit do ozon phản ứng với brom trong muôi trường nước biển tạo ra (Haag et al., 1984). Theo Seneriches-Abiera et al (2007), thì hàm lượng nitrit an toàn cho các giai đoạn ấu trùng Zoea1, Zoea2, Zoea3, Zoea4 và Zoea5 lần lượt là 4,16, 6,30, 2,55, 2,99 và 6,99 mg/L. Hàm lượng nitrit trong thí nghiệm này dao động trong khoảng 0,22 đến 0,42 mg/L nằm trong khoảng thích hợp cho sự phát triển của ấu trùng cua biển.

Trong thí nghiệm này hàm lượng TAN và NO2 ở nghiệm thức sử dụng hóa chất cao nhất là do tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển trong giai đoạn đầu của nghiệm thức này thấp, dẫn đến số lượng luân trùng và Artemia trong bể ương thừa nhiều nên khi chúng chết sẽ phân hủy làm gia tăng hàm lượng TAN trong bể ương. Tuy nhiên, nhìn chung các yếu tố môi trường trong suốt thời gian thí nghiệm điều nằm trong khoảng thích hợp cho sự phát triển bình thường của ấu trùng cua biển.

4.4.1.2. Biến động mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio sp.

Kết quả ở Bảng 4.23 cho thấy, mật độ vi khuẩn tổng cao nhất ở nghiệm thức xử lý hóa chất (1,9 x 104 CFU/mL) khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon (0,86 x 104 CFU/mL) và nghiệm thức xử lý kháng sinh (1,39 x 104 CFU/mL). Mật độ vi khuẩn Vibrio sp. trong suốt thời gian thí nghiệm dao động trong khoảng 0,16 x 104 – 0,29 x 104 CFU/mL, thấp nhất ở nghiệm thức xử lý ozon (0,16 x 104 CFU/mL) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Bảng 4.23: Mật độ vi khuẩn trong môi trường nước bể ương khi ương với các quy trình khác nhau

Trung bình

Nghiệm thức

Vi khuẩn tổng (104 CFU/mL) 1,90±0,18c 0,86±0,12a 1,39±0,19b Vibrio sp. (104 CFU/mL) 0,29±0,06b 0,16±0,02a 0,22 x 0,02ab Xử lý bằng hóa chất Xử lý bằng ozon Xử lý bằng kháng sinh Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

90

Kết quả này tương tự các nghiên cứu trước đây, khi định kỳ sục khí ozon vào bể ương ấu trùng sẽ hạn chế sự gia tăng mật số của tổng vi khuẩn (Schneider et al., 1990; Tạ Văn Phương, 2006; Liltved et al., 2006; Sharrer and Summerfelt, 2007; Summerfelt et al., 2009) và vi khuẩn Vibrio sp. nhờ vào khả năng sát khuẩn của ozon (Colberg and Lingg, 1978; Liltved et al., 1995; Meunpol et al., 2003; Tạ Văn Phương, 2006; Nguyễn Lê Hoàng Yến, 2008). Sự đa dạng của vi khuẩn trong họ Vibrionaceae có thể gây ra thiệt hại lớn cho các trại sản xuất giống cua và tôm biển (Lavilla Pitogo et al., 1990; Garcia et al., 1994; Suwanto et al., 1998; Haryanti et al., 2000). Ấu trùng cua biển có tỷ lệ chết lên đến 100% khi mật độ vi khuẩn Vibrio harveyi trong bể ương trên 102 CFU/mL (Lavilla-Pitogo et al., 2001). Tuy nhiên, ấu trùng cua biển trong thí nghiệm này vẫn phát triển bình thường. Điều này chứng tỏ mật độ Vibrio harveyei trong bể ương thấp mặc dù mật độ vi khuẩn Vibrio sp. cao và dao động từ 0,16 x 104 đến 0,29 x 104 CFU/mL. Bên cạnh đó, kết quả của thí nghiệm cũng cho thấy, mật độ vi khuẩn Vibrio sp. (0,16 x 104 CFU/mL) thấp nhất khi định kỳ sử dụng ozon trong xử lý nước bể ương ấu trùng. Điều này cho thấy tính khả thi khi sử dụng ozon phòng ngừa bệnh do vi khuẩn gây ra trong sản xuất giống cua biển.

4.4.1.3. Tỷ lệ nhiễm protozoa

Tỷ lệ nhiễm bệnh (%) Cường độ nhiễm bệnh 14,95 ± 0,92c 6,40 ± 1,07a 10,02 ± 1,48b + + +

Tỷ lệ nhiễm protozoa trên ấu trùng thấp nhất ở nghiệm thức xử lý bằng ozon (6,40 %) khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với nghiệm thức xử lý hóa chất (14,95 %) và nghiệm thức xử lý kháng sinh (10,02 %) (Bảng 4.24). Mặc dù tỷ lệ nhiễm bệnh trên ấu trùng khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) giữa các nghiệm thức, nhưng trong quá trình quan sát thì ấu trùng chỉ nhiễm 1 – 3 cá thể Zoothamnium sp/ấu trùng cua biển. Chính vì vậy cường độ nhiễm protozoa trên ấu trùng luôn ở mức thấp. Bảng 4.24: Tỷ lệ nhiễm bệnh protozoa trên ấu trùng cua biển khi được ương ấu trùng với các quy trình khác nhau Nghiệm thức Xử lý hóa chất Xử lý bằng ozon Xử lý kháng sinh Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Một số nhà nghiên cứu đã báo cáo rằng, các loài ký sinh trùng như Zoothamnium sp., Epistylis sp., Acineta sp. và Vorticella sp. luôn ký sinh trên vỏ của các loài giáp xác (Chakraborti and Bandyapadhyay, 2011; Kakoolaki and Afsharnasa, 2015), làm tổn thương biểu mô và hấp thu chất dinh dưỡng từ ấu trùng (Kakoolaki, 1997 trích dẫn bởi Kakoolaki and Afsharnasa, 2015;

91

Jithendran et al., 2010). Overstreet (1973) đã báo cáo, ấu trùng tôm có tỷ lệ chết cao khi cường độ Zoothamnium sp. nhiễm trên ấu trùng càng cao. Vì khi mật độ protozoa trên ấu trùng càng cao thì chúng sẽ gây cản trở quá trình bơi lội, làm giảm khả năng vận động, bắt mồi, lột xác, hô hấp dẫn đến làm giảm tỷ lệ sống của ấu trùng (Jayasree et al., 2001). Zoothamnium sp. thường xuyên ký sinh trên ấu trùng và gia tăng mật độ, gây cản trở quá trình lột xác của ấu trùng trong các đợt sản xuất giống giáp xác. Tuy nhiên khi ấu trùng lột xác thành công thì protozoa cũng được loại bỏ và sau đó sẽ ký sinh trên lớp vỏ mới của ấu trùng (Johnson, 1990; Lightner, 1993). Số lượng protozoa có thể gia tăng nhanh chóng khi chất lượng nước bể ương nuôi giảm (Jayakumar and Ramasamy, 1999; Jithendran et al., 2010), đặc biệt là hàm lượng ammonia, nitrit hoặc nitrat trong bể ương cao (Jayasree et al., 2001). Đây có thể là nguyên nhân dẫn đến tỷ lệ nhiễm Zoothamnium sp. cao nhất ở nghiệm thức không sử dụng ozon, do có hàm lượng TAN và nitrit cao nhất. Hơn nữa, formol không có hiệu quả cao trong kiểm soát Zoothamnium khi nồng độ formol xứ lý trong bể thấp hơn 10 µL/L (Reddy et al., 1993). Tỷ lệ nhiễm ký sinh trùng thấp nhất ở nghiệm sử dụng ozon là do ozon đã cải thiện chất lượng nước như làm giảm hàm lượng TAN, làm giảm nitrit (Bablon et al., 1991; Liltved et al., 1995; Wedemeyer, 1996; Guzel-Seydim et al., 2004). Mặc khác ozon cũng hạn chế sự phát triển của ký sinh trùng thông qua các phản ứng oxy hóa. Theo Lewis and Leong (1979), Zoothamnium sp chết hoàn toàn khi xử lý bằng ozon với nồng độ 0,04 mg/L trong 2 giờ. Như vậy kết quả thí nghiệm cho thấy, có thể sử dụng ozon trong ương ấu trùng cua biển để hạn chế Zoothamnium gây bệnh cho ấu trùng.

4.4.1.4. Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng

Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng cua biển được trình bày ở Bảng 4.25. Tỷ lệ dị hình trên gai lưng của ấu trùng dao động trong khoảng 1,27 đến 2,00 % và khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p>0,05) giữa các nghiệm thức. Tỷ lệ dị hình trên gai hàm trên của ấu trùng cua biển cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon là 2,13 % khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với nghiệm thức áp dụng quy trình sản sử dụng kháng sinh (1,47%) và nghiệm thức không xử lý ozon (0,73 %). Tỷ lệ dị hình trên gai ngạnh thấp nhất ở nghiệm thức không xử lý ozon (0,67 %) nhưng khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với các nghiệm thức còn lại. Dị hình về hình thái cơ thể là một trong những vấn đề thường gặp đối với các loài giáp xác nước ngọt và nước mặn (Lira et al., 2006; Luppi and Spivak, 2007; Beguer et al., 2008; Follesa et al., 2008; Gregati and Negreiros- Fransozo, 2009). Các dị hình thường bắt gặp trên giáp xác như là ở trên càng (Zou and Fingerman, 2000), trên giáp đầu ngực (Gregati and Negreiros-

92

Gai lưng (%) Gai hàm trên (%) Gai ngạnh (%) 1,27 ± 0,50a 2,00 ± 0,80a 1,60 ± 0,69a 0,73 ± 0,42a 2,13 ± 0,61b 1,47 ± 0,12ab

Fransozo, 2009), hình dạng yếm của bụng cua (Mantellato et al., 2002; Parkes et al., 2011). Bảng 4.25: Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng cua biển khi ương với các quy trình khác nhau Nghiệm thức 0,67 ± 0,42a Xử lý hóa chất 1,67 ± 0,76a Xử lý ozon 1,27 ± 0,90a Xử lý kháng sinh Các giá trị trên cùng một cột có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Trong thí nghiệm này, tỷ lệ dị hình trên gai lưng, gai hàm trên và gai ngạnh của ấu trùng cua biển dao động trong khoảng 0,67 đến 2,13 % có thể do hoạt động ăn lẫn nhau và gây tổn thương trong quá trình lột xác (Luppi and Spivak, 2007; Follesa et al., 2008), sốc bởi ô nhiễm môi trường (Beguer et al., 2008), lạm dụng thuốc kháng sinh và hóa chất (Baticados and Paclibare, 1992; Beguer et al., 2008), sự thiếu hụt về dinh dưỡng trong quá trình ương nuôi hoặc ấu trùng bị sốc trong thời gian dài đã dẫn đến ấu trùng dễ nhiễm bệnh và các bệnh này đã gây ra những tổn thương và dị hình về hình thái cơ thể giáp xác (Bảng 4.23) (Nunes and Martins, 2002; Gregati and Negreiros-Fransozo, 2009). Mặt khác, kết quả ở Bảng 4.25 cho thấy, tỷ lệ dị hình trên ấu trùng của nghiệm thức sử dụng ozon cao hơn các nghiệm thức còn lại có lẽ do ozon làm biến dạng tế bào và biểu mô của ấu trùng phình to (Richardson et al., 1983; Reiser et al., 2010) hoặc ozon oxy hóa và làm tổn thương vỏ (Carmichael et al., 1982; Meunpol et al., 2003) đã dẫn đến hình thành những biến dạng nơi ấu trùng bị tổn thương sau khi chúng lột vỏ và hình thành vỏ mới. Mặc dù một vài loài giáp xác thuộc bộ Decapoda có khả năng tái tạo các phụ bộ và phục hồi các tổn thương sau khi lột xác (López-Greco et al., 2001; Luppi and Spivak, 2007) như tôm hùm giống có thể khôi phục các tổn thương sau khi lột xác (Samuelsen et al., 2014), nhưng trong một số trường hợp các tổn thương không được khôi phục và gây ra dị hình sau khi lột xác (Luppi and Spivak, 2007) như ấu trùng tôm sú Penaeus monodon (Baticados et al., 1990) và cua biển S. serrata (Pates et al., 2016). Samuelesen et al (2014) đã báo cáo, tỷ lệ sống của ấu trùng tôm hùm sẽ giảm khi tỷ lệ dị hình ở chân bơi và đuôi từ 10 đến 15% vì chúng ảnh hưởng đến khả năng bắt mồi và bơi lội của ấu trùng. Tuy nhiên tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển trong thí nghiệm này không bị ảnh hưởng bởi tỷ lệ dị hình, là do các dị hình này chủ yếu liên quan đến giáp đầu ngực (Gregati and Negreiros-Fransozo, 2009), hình dạng bụng cua (Parkes et al., 2011). Theo Feuillassier et al. (2012) thì tỷ lệ sống, tăng trưởng và biến thái của ấu trùng giáp xác sẽ không bị ảnh hưởng khi chúng bị dị hình thái cơ thể.

93

4.4.1.5. Chất lượng ấu trùng

Kết quả gây sốc formol cho thấy tỷ lệ sống của ấu trùng giai đoạn Zoea5 thấp nhất ở nghiệm thức xử lý hóa chất (77,7 %) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon (87,3 %) và nghiệm thức xử lý kháng sinh (87,3%) (Bảng 4.26). Tương tự tỷ lệ sống ở giai đoạn megalop cũng thấp nhất ở nghiệm thức xử lý hóa chất (90,7 %) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xư lý ozon (95,3 %), nhưng khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức xử lý kháng sinh. Tỷ lệ sống của Cua1 không bị ảnh hưởng bởi sốc formol trong 30 phút. Bảng 4.26: Chất lượng ấu trùng sau khi gây sốc bằng formol và độ mặn

Nghiệm thức

Giai đoạn Xử lý hóa chất Xử lý ozon Xử lý kháng sinh

Tỷ lệ sống ấu trùng sau sốc formol 30 phút (%) 87,3 ± 3,8b 91,3 ± 1,5a 100 ± 0,0 87,3 ± 5,5b 95,3 ± 2,9b 100 ± 0,0

Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

91,3 ± 1,2a 100 ± 0,0 100 ± 0,0 Tỷ lệ sống ấu trùng sau sốc độ mặn 120 phút (%) 93,3 ± 0,6a 100 ± 0,0 100 ± 0,0 91,6 ± 1,5a 100 ± 0,0 100 ± 0,0 77,7 ± 2,5a Zoea5 Megalop 90,7 ± 1,2a 100 ± 0,0 Cua1 Zoea5 Megalop Cua 1

Kết quả tương tự cũng được ghi nhận khi sốc độ mặn. Tỷ lệ sống của ấu trùng Zoea5 thấp nhất ở nghiệm thức xử lý hóa chất nhưng khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) giữa các nghiệm thức. Kết quả sốc 50 % độ mặn cũng cho thấy không ảnh hưởng bất lợi đến tỷ lệ sống của ấu trùng giai đoạn megalop và Cua1. Tỷ lệ sống sau khi sốc của nghiệm thức không xử lý ozon cao hơn là do tỷ lệ nhiễm ký sinh trùng trên ấu trùng của nghiệm thức này cao. Ký sinh trùng đã gây tổn thương ấu trùng, hấp thụ chất dinh dưỡng của ấu trùng, gây cản trở quá trình bơi lội và bắt mồi của ấu trùng dẫn đến ấu trùng suy yếu và có sức đề kháng yếu khi bị tác động (Carman and Dobbs, 1997; Dat, 1999; Lavilla-Pitogo et al., 2000; Jithendran et al., 2010). Tuy nhiên, theo thang đánh giá thì ấu trùng trong thí nghiệm đều có chất lượng tốt. Như vậy kết quả gây sốc này đã cho thấy ozon có nhiều ưu điểm trong cải thiện chất lượng ấu trùng.

4.4.1.6. Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển qua các ngày thấp nhất ở nghiệm thức xử lý hóa chất và khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại (Bảng 4.27). Trong suốt quá trình ương, ấu trùng cua biển có xu hướng lột xác nhanh và đồng loạt hơn khi được xử lý bằng ozon. Chính vì vậy,

94

chỉ số biến thái ở nghiệm thức này luôn cao nhất và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Sau 15 ngày ương hầu như các bể ương đều xuất hiện megalop và chỉ số biến thái dao động từ 4,93 đến 4,96 nhưng khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) giữa các nghiệm thức. Chỉ số biến thái vào ngày ương thứ 17 cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon (5,72) khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức xử lý kháng sinh (5,68) nhưng khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý hóa chất (5,19). Điều này chứng tỏ số lượng ấu trùng Zoea5 biến thái qua giai megalop ở nghiệm thức xử lý ozon và nghiệm thức xử lý kháng sinh cao hơn nhiều so với nghiệm thức xử lý hóa chất. Tương tự, sau 25 ngày ương thì số lượng ấu trùng megalop biến thái qua Cua1 tốt nhất ở nghiệm thức xử lý ozon. Chỉ số biến thái cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon (6,84) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với nghiệm thức xử lý hóa chất (6,67) và nghiệm thức xử lý kháng sinh (6,64). Bảng 4.27: Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển khi ương với các quy trình khác nhau Ngày

Nghiệm thức

Kháng sinh 1,25 ± 0,02b 1,92 ± 0,02b 2,72 ± 0,03b 3,00 ± 0,04a 3,88 ± 0,04b 4,59 ± 0,03b 4,93 ± 0,03a 5,68 ± 0,14b 6,00 ± 0,00a 6,00 ± 0,00a 6,24 ± 0,03ab 6,64 ± 0,10a 7,00 ± 0,00a Ozon 1,30 ± 0,06b 1,94 ± 0,01b 2,79 ± 0,11b 3,00 ± 0,05a 3,87 ± 0,07b 4,77 ± 0,05b 4,96 ± 0,01a 5,72 ± 0,07b 6,00 ± 0,00a 6,00 ± 0,00a 6,28 ± 0,06b 6,84 ± 0,03b 7,00 ± 0,00a Hóa chất 1,12 ± 0,04a 1,76 ± 0,09a 2,48 ± 0,05a 3,00 ± 0,06a 3,75 ± 0,07a 4,63 ± 0,07a 4,95 ± 0,03a 5,19 ± 0,02a 6,00 ± 0,00a 6,00 ± 0,00a 6,16 ± 0,06a 6,67 ± 0,05a 7,00 ± 0,00a 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Theo Dat (1999) và Nghia et al. (2007), thì ấu trùng cua mất 16 - 18 ngày cho các giai đoạn Zoea và 7 – 8 ngày cho giai đoạn megalop. Đồng thời tác giả cũng nhận định, ngoài giai đoạn Zoea1, megalop và Cua1 thì các giai đoạn còn lại của ấu trùng cua biển luôn tồn tại ở cả 2 giai đoạn Zoea trong cùng thời điểm. Theo De Pedro et al. (2007) và Azam and Narayan (2013) thì chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển sẽ giảm thấp khi sử dụng kháng sinh hoặc hóa chất thường xuyên hoặc sử dụng ở nồng độ cao trong suốt quá trình ương ấu trùng. Qua kết quả thí nghiệm cho thấy, thời gian biến thái của ấu trùng cua biển trong các nghiệm thức gần như tương đồng với các nghiên cứu

95

trước đó. Mặc dù cho đến thời điểm hiện tại vẫn chưa có báo cáo nào được công bố về hiệu quả của ozon lên ấu trùng cua biển, tuy nhiên, kết quả thí nghiệm này đã cho thấy, ấu trùng cua biển biến thái tốt hơn ở nghiệm thức xử lý ozon. Kết quả này cũng được tìm thấy trong ương ấu trùng tôm hùm. Tỷ lệ lột xác của ấu trùng tôm hùm được cải thiện đáng kể khi bể ương nuôi được xử lý bằng ozon với mức oxy hóa khử từ 320 đến 400 mV (Scolding et al., 2012; Middlemiss et al., 2015). Như vậy, việc xử lý ozon trong ương ấu trùng cua biển giúp ấu trùng lột xác đồng loạt hơn. Điều này có ý nghĩa quan trọng trong thực tế sản xuất giống cua, vì nó hạn chế được hiện tượng ăn nhau của ấu trùng cua biển, đặc biệt là giai đoạn Zoea5 qua megalop và từ megalop qua Cua1.

4.4.1.7. Tăng trưởng của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn

Tăng trưởng chiều dài của ấu trùng ở 3 nghiệm thức từ giai đoạn Zoea1

đến Cua1 được trình bày trong Bảng 4.28. Bảng 4.28: Chiều dài (mm) các giai đoạn ấu trùng cua biển khi được ương với các quy trình khác nhau Giai đoạn

Hóa chất 1,64 ± 0,01 2,16 ± 0,02a 2,65 ± 0,04a 3,61 ± 0,05a 4,48 ± 0,05a 4,20 ± 0,11a 3,20 ± 0,05a Kháng sinh 1,64 ± 0,01 2,16 ± 0,03b 2,68 ± 0,03b 3,63 ± 0,05b 4,52 ± 0,05b 4,24 ± 0,04b 3,21 ± 0,05ab Nghiệm thức Ozon 1,64 ± 0,01 2,18 ± 0,02c 2,68 ± 0,03b 3,71 ± 0,02c 4,55 ± 0,04c 4,25 ± 0,06b 3,23 ± 0,06b Zoea1 Zoea2 Zoea3 Zoea4 Zoea5 Megalop Cua1 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Có thể nhận thấy rằng, tăng trưởng về chiều dài của ấu trùng qua các giai đoạn cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon và khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với các nghiệm thức còn lại. Chiều dài của ấu trùng giai đoạn Zoea5 cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon (4,55 mm) khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với nghiệm thức xử lý hóa chất (4,48 mm) và nghiệm thức xử lý kháng sinh (4,52 mm). Chiều dài của ấu trùng giai đoạn megalop của nghiệm thức xử lý ozon và nghiệm thức xử lý kháng sinh dao động trong khoảng 4,24 đến 4,25 mm và khác biệt không có ý nghĩa thống kê (p>0,05) giữa hai nghiệm thức, nhưng khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với nghiệm thức xử lý hóa chất (4,20 mm). Chiều rộng mai CW của Cua1 cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon (3,23 mm) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý hóa chất (3,20 mm) và nghiệm thức xử lý kháng sinh (3,21 mm). Theo kết quả ở Bảng 4.22, 4.23 và 4.24 thì mật độ vi khuẩn, ký sinh trùng và chất lượng

96

nước ở nghiệm thức xử lý ozon luôn ở mức thấp nên ấu trùng sẽ bắt mồi tốt hơn. Do đó, tăng trưởng và biến thái của ấu trùng ở nghiệm thức này cũng tốt hơn. Theo Nguyễn Thanh Phương và Trần Ngọc Hải (2004) kích cỡ ấu trùng cua ở các giai đoạn Zoea1, Zoea2, Zoea3, Zoea4, Zoea5, megalop và Cua1 lần lượt là 1,65; 2,18; 2,70; 3,54; 4,50; 4,01 và 2,0 đến 3,0 mm. Kết quả nghiên cứu này cho thấy, việc sử dụng kháng sinh và hóa chất thường xuyên trong quá trình ương sẽ ảnh hưởng đến tăng trưởng của ấu trùng cua biển. Do đó, cần có giải pháp hạn chế việc sử dụng kháng sinh và hóa chất trong thực tế ương ấu trùng cua biển.

4.4.1.8. Tỷ lệ sống

Tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn luôn thấp nhất ở nghiệm thức xử lý hóa chất và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý ozon và nghiệm thức xử lý kháng sinh (Bảng 4.29). Bảng 4.29: Tỷ lệ sống (%) của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn Giai đoạn

Nghiệm thức

Xử lý kháng sinh 100 ± 0 86,1 ± 2,17b 66,9 ± 3,45b 57,1 ± 3,31b 35,1 ± 2,49b 26,6 ± 2,15b 7,23 ± 1,01b Xử lý hóa chất 100 ± 0 73,8 ± 4,13a 40,1 ± 5,42a 34,7 ± 3,30a 25,9 ± 3,14a 19,8 ± 2,33a 2,29 ± 0,94a Xử lý ozon 100 ± 0 87,2 ± 4,88b 69,0 ± 3,60b 61,4 ± 1,59b 43,7 ± 3,22c 30,6 ± 3,54b 8,81 ± 2,74b Zoea1 Zoea2 Zoea3 Zoea4 Zoea5 Megalop Cua1 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Trong khi đó, tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển qua từng giai đoạn luôn cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon nhưng khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nghiệm thức xử lý kháng sinh. Tỷ lệ sống đến giai đoạn Cua1 cao nhất ở nghiệm thức xử lý ozon (8,81 %) khác biệt không có ý nghĩa với nghiệm thức xử lý kháng sinh (7,23 %), nhưng khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức xử lý hóa chất (2,29 %). Tỷ lệ sống ở nghiệm thức xử lý hóa chất và nghiệm thức xử lý kháng sinh thấp có thể do việc lạm dụng các hóa chất và kháng sinh với liều lượng cao và thường xuyên sẽ gây độc cho ấu trùng dẫn đến ấu trùng bơi lội chậm chạp, lắng đáy bể ương và làm giảm tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển (Baticados and Paclibare, 1990; Quinitio et al., 2001; De Pedro et al., 2007; Pates et al., 2015). Đồng thời làm gia tăng nguy cơ hình thành các chủng vi khuẩn kháng thuốc trong quá trình ương (Zang et al., 2011) gây ảnh hưởng lớn đến nghề ương cua biển và các khía cạnh xã hội (Mezoud et al., 2016). Trong thí nghiệm này, tỷ lệ sống đến Cua1 cao nhất (8,81 %) ở nghiệm thức xử lý ấu trùng bằng ozon trong suốt quá trình ương. Điều này cho

97

thấy rằng, sử dụng ozon đã cải thiện được tỷ lệ sống của ấu trùng, phù hợp với báo cáo của Scolding et al (2012) và Powell et al (2015), khi sử dụng ozon với mức oxy hóa khử 320 đến 400 mV trong ương ấu trùng tôm hùm Psetta maxima. Nghia et al (2007) cũng báo cáo rằng, năng suất ấu trùng cua biển S. paramamosian được cải thiện khi sử dụng ozon với nồng độ 0,06 mg/L sục vào bể ương ấu trùng. Tỷ lệ sống đến Cua1 ở các nghiệm thức dao động trong khoảng từ 2,29 đến 8,87 % và cao nhất ở nghiệm thức xử lý ấu trùng bằng ozon. Theo Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương (2009) thì tỷ lệ sống đến Cua1 tại các trại sản xuất giống cua biển ở khu vực đồng bằng sông Cửu Long dao động trong khoảng 5 – 11 %. Như vậy, kết quả thí nghiệm này cho thấy có thể ứng dụng ozon vào thực tế sản xuất giống cua biển, nhằm thay thế việc sử dụng thuốc và hóa chất trong ương ấu trùng cua biển như hiện nay.

4.4.2. Đánh giá chất lượng cua giống 4.4.2.1. Biến động các yếu tố môi trường

Nhiệt độ nước sau 30 ngày thí nghiệm tương đối ổn định, nằm trong khoảng 26,3 – 27,1oC vào buổi sáng và 28,2 – 29,9oC vào buổi chiều (Bảng 4.30). Nhiệt độ nước ảnh hưởng rất lớn đến quá trình lột xác và tăng trưởng của cua biển (Kun et al., 2015; de la Cruz-Huervana et al., 2019). Chúng ảnh hưởng đến hoạt động trao đổi chất, bắt mồi và tiêu hóa thức ăn (Verhoef and Austin, 1999; Yuan et al., 2017). Nhiệt độ tối ưu cho quá trình tăng trưởng của cua giống dao động từ 26 đến 31 oC (Quinitio et al., 2009; Ruscoe et al., 2004; de la Cruz-Huervana et al., 2019). Nhiệt độ cao hơn 35 oC thì cua S. paramamosain sẽ không lột xác và chết (Gong et al., 2015). Như vậy nhiệt độ nước bể nuôi trong suốt quá trình thí nghiệm không ảnh hưởng bất lợi đến quá trình sinh trưởng và phát triển của cua nuôi. Bảng 4.30: Biến động các yếu tố môi trường trong bể nuôi cua giống Chỉ tiêu theo dõi

Nhiệt độ (oC)

pH

Thời gian Sáng Chiều Sáng Chiều Thông số môi trường nước 26,70 ± 0,25 28,96 ± 0,64 8,12 ± 0,03 8,13 ± 0,03 1,09 ± 0,44 0,61 ± 0,35 TAN (mg/L) NO2- (mg/L)

pH trung bình buổi sáng và buổi chiều dao động rất thấp, pH buổi sáng dao động trong khoảng 8,03 đến 8,14 và pH buổi chiều trong khoảng 8,07 – 8,16 (Bảng 4.30). Theo Boyd (1998) thì khoảng pH thích hợp cho sự phát triển của động vật thủy sản là 6,5 – 9,0. pH nhỏ hơn 6,5 hoặc lớn hơn 9 kéo dài sẽ ảnh hưởng không tốt đến sinh trưởng của cua ở tất cả các giai đoạn (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2004). pH tối ưu cho sinh trưởng của

98

cua biển dao động từ 8 – 8,5 (Cholik and Hanafi, 1991; Hastuti et al., 2016). Như vậy pH nước bể nuôi hoàn toàn phù hợp cho sinh trưởng và phát triển của cua giống.

Kết quả bảng 4.30 cho thấy, hàm lượng TAN và NO2

- trong bể nuôi cua lần lượt là 1,09 và 0,61 mg/L Theo Shelley and Lovatlli (2011) thì hàm lượng TAN và nitrit trong ao nuôi cua không vượt quá 3 mg/L và 10 mg/L. Như vậy hàm lượng TAN và Nitrit trong bể nuôi phù hợp với sự phát triển của cua giống.

4.4.2.2. Chiều rộng mai cua biển

Tốc độ tăng trưởng về chiều rộng mai của cua nuôi khác biệt không đáng kể (p>0,05) giữa ba nguồn cua trong hai lần thu mẫu đầu tiên, lần lượt dao động trong khoảng 4,25 – 4,39 mm cho lần thu mẫu thứ nhất và 5,18 – 5,87 mm cho lần thu mẫu thứ hai. Tuy nhiên vào lần thu mẫu thứ 3 đến 5, tăng trưởng về chiều rộng mai của nguồn cua tự nhiên lớn hơn khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nguồn cua giống sản xuất theo quy trình ozon và nguồn cua được sản xuất theo quy trình sử dụng kháng sinh. Chiều rộng mai vào lần thu mẫu thứ 5 cao nhất ở nguồn cua tự nhiên (11,87 mm) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nguồn cua sản xuất theo quy trình ozon (10,64 mm) và nguồn cua được sản xuất theo quy trình sử dụng kháng sinh (9,72 mm) (Bảng 4.31). Bảng 4.31: Tăng trưởng chiều rộng mai CW (mm) cua biển Lần thu Cua tự nhiên Cua giống sản xuất theo quy trình ozon 3,21 ± 0,00a 4,38 ± 0,01a 5,61 ± 0,08b 6,82 ± 0,01b 8,10 ± 0,01b 10,64 ± 0,13b

Cua giống sản xuất theo quy trình sử dụng kháng sinh 3,21 ± 0,01a 4,25 ± 0,19a 5,18 ± 0,17a 6,60 ± 0,17a 7,94 ± 0,06a 9,72 ± 0,42a 3,22 ± 0,00a 4,39 ± 0,02a 5,87 ± 0,04c 7,44 ± 0,05c 9,17 ± 0,08c 11,87 ± 0,14c Lần 0 Lần 1 Lần 2 Lần 3 Lần 4 Lần 5 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều rộng mai (SGR) ở lần thu mẫu thứ nhất cao nhất ở nguồn cua tự nhiên (17,6%) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nguồn cua sản xuất từ quy trình ozon (15%) và nguồn cua từ quy trình sử dụng kháng sinh (13,9%). Tương tự, sự tăng trưởng tương đối về chiều rộng mai ở các lần thu mẫu tiếp theo cũng cao nhất ở nghiệm thức sử dụng nguồn cua tự nhiên và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với hai nguồn cua còn lại. Tốc độ tăng trưởng SGR ở nghiệm thức sử dụng nguồn cua từ quy trình sử dụng kháng sinh luôn thấp nhất và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) so với các nghiệm thức còn lại, đặc biệt vào lần thu mẫu thứ 5 tăng trưởng SGR ở nguồn cua này là (2,27%) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nguồn cua từ quy trình ozon

99

(3,13%) và nguồn cua tự nhiên (3,04%) (Hình 4.9). Tăng trưởng của một sinh vật được thể hiện ở sự gia tăng chiều dài, thể tích và khối lượng cơ thể theo thời gian. Tuy nhiên, tăng trưởng ở giáp xác thuộc dạng tăng trưởng không liên tục do phải loại bỏ lớp vỏ cũ và hình thành vỏ mới qua quá trình lột xác. Vì vậy, quá trình tăng trưởng của giáp xác bao gồm tăng quá trình gia tăng về kích thước mai khi lột xác và chu kỳ lột xác (Nguyễn Cơ Thạch, 1998). Chu kỳ lột xác và sự gia tăng kích thước có thể rất khác giữa các cá thể nuôi trong cùng một điều kiện (Vũ Ngọc Út, 2006). Phần trăm gia tăng kích thước sau khi lột xác trong thí nghiệm này có khuynh hướng giảm dần theo thời gian phát triển, phù hợp với các kết quả từ nghiên cứu của Ong (1966) và Thomas et al (1987), với nhận định rằng phần trăm gia tăng khi lột xác của cua biển luôn cao hơn đối với các giai đoạn đầu và giảm dần ở những giai đoạn sau. Tương tự, Moksnes et al (2014) cũng báo cáo rằng, kích thước cua càng lớn thì tốc độ tăng trưởng tương đối theo ngày càng giảm sau mỗi lần lột xác.

Hình 4.9: Tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều rộng mai

4.4.2.3. Tăng trưởng khối lượng cua giống

Kết quả Bảng 4.32 cho thấy, tăng trưởng khối lượng của cua ở nghiệm thức sử dụng nguồn cua tự nhiên luôn tốt hơn ở các lần thu mẫu và khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) với nguồn cua được sản xuất từ quy trình ozon, nhưng khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nguồn cua được ương từ quy trình sử dụng kháng sinh. Khối lượng cua ở lần thu mẫu thứ 5 thấp nhất ở nghiệm thức sử dụng nguồn cua từ quy trình sử dụng kháng sinh (0,414 g) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nguồn cua tự nhiên (0,773 g) và nguồn cua sản xuất từ quy trình ozon (0,771 g). Tốc độ tăng trưởng tương đối về khối lượng sau mỗi lần lột xác có xu hướng cao nhất ở nghiệm thức sử dụng nguồn cua từ đánh bắt tự nhiên khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05) với hai nghiệm thức còn lại. Tốc độ tăng trưởng tương đối về khối lượng luôn thấp nhất ở nguồn cua được sản xuất từ quy trình sử dụng kháng sinh và khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với hai

100

nguồn cua còn lại. Tốc độ tăng trưởng tương đối sau lần lột xác thứ 5 cao nhất ở nguồn cua tự nhiên (10,5%/ngày) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nguồn cua ozon (9,6 %/ngày) và nguồn cua từ quy trình sử dụng kháng sinh (8,6 %/ngày) (Hình 4.10). Bảng 4.32: Tăng trưởng khối lượng (g) cua giống Lần thu Cua tự nhiên

Cua giống sản xuất theo quy trình ozon Cua giống sản xuất theo quy trình sử dụng kháng sinh

0,014 ± 0,001 0,026 ± 0,000ab 0,061 ± 0,003b 0,163 ± 0,004c 0,318 ± 0,008b 0,773 ± 0,028b 0,014 ± 0,001 0,027 ± 0,000b 0,058 ± 0,003b 0,142 ± 0,002b 0,310 ± 0,007b 0,711 ± 0,048b 0,014 ± 0,001 Lần 0 0,024 ± 0,001a Lần 1 0,051 ± 0,001a Lần 2 0,097 ± 0,002a Lần 3 0,193 ± 0,012a Lần 4 0,414 ± 0,027a Lần 5 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Vũ Ngọc Út và Lê Văn Liêm (2004) đã báo cáo, cua biển có nguồn gốc tự nhiên có tốc độ tăng trưởng tốt hơn nguồn cua được sản xuất nhân tạo khi nuôi ở cùng một điều kiện. Tốc độ tăng trưởng của cua phụ thuộc rất lớn vào tần suất lột xác (Sheen and Wu, 1999). Tuy nhiên, tần suất lột xác của cua chịu ảnh hưởng rất lớn bởi yếu tố gây sốc như nhiệt độ, dinh dưỡng, đặc biệt là hoạt động ăn nhau giữa cua khỏe và cua lột (Kulmiye and Mavuti, 2005). Do đó, cua có tốc độ tăng trưởng tốt hơn khi được nuôi riêng từng con (Shelley and Lovatelli, 2011). Trong thí nghiệm này cua cũng được nuôi riêng từng con trong keo nhựa nên không bị stress do tập tính ăn nhau và có tốc độ tăng trưởng của cua tăng gấp 1,8 – 2,8 lần sau mỗi lần lột xác.

Hình 4.10: Tốc độ tăng trưởng tương đối về khối lượng

4.4.2.4. Thời gian lột xác

Chu kỳ lột xác lần 1 và lần 2 thấp nhất ở nguồn cua tự nhiên và khác biệt (p<0,05) với nguồn cua từ quy trình ozon và nguồn cua từ quy trình sử dụng kháng sinh (Bảng 4.33).

101

Bảng 4.33: Thời gian lột xác của cua nuôi qua các lần lột xác Lần thu Cua tự nhiên

(ngày/lần)

Cua giống sản xuất theo quy trình ozon (ngày/lần) Cua giống sản xuất theo quy trình sử dụng kháng sinh (ngày/lần)

2,14 ± 0,07b 4,20 ± 0,11b 5,06 ± 0,37a 6,30 ± 0,07a 8,71 ± 0,12ab 2,22 ± 0,02b 4,32 ± 0,02b 5,37 ± 0,10a 6,66 ± 0,11a 8,90 ± 0,15b 1,91 ± 0,07a 3,69 ± 0,06a 5,15 ± 0,22a 6,38 ± 0,29a 8,52 ± 0,16a Lần 1 Lần 2 Lần 3 Lần 4 Lần 5 Các giá trị trên cùng một hàng có chữ cái khác nhau thì khác biệt có ý nghĩa thống kê (p<0,05)

Chu kỳ lột xác lần 3 và 4 tương tự nhau và khác biệt không có ý nghĩa (p>0,05) giữa các nghiệm thức. Chu kỳ lột xác lần 5 thấp nhất ở nghiệm thức nuôi nguồn cua từ tự nhiên (8,52 ngày/lần) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức nuôi cua từ nguồn cua từ quy trình ozon (8,71 ngày/lần) và nghiệm thức nuôi cua từ nguồn cua sản xuất theo quy trình sử dụng kháng sinh (8,90 ngày/lần). Theo Shelley and Lovatelli (2011) thì thời gian giữa hai lần lột xác của cua biển càng kéo dài khi kích thước cơ thể chúng càng lớn.

4.4.2.5. Tỷ lệ sống

Thí nghiệm được kéo dài trong 30 ngày, tỷ lệ sống thấp nhất ở nghiệm thức nuôi cua từ nguồn cua được ương theo quy trình sử dụng kháng sinh (88 %) khác biệt có ý nghĩa (p<0,05) với nghiệm thức nuôi cua từ nguồn cua tự nhiên và nguồn cua của quy trình ozon là 92,8% (Hình 4.10). Trong quá trình nuôi cua giống, tỷ lệ sống của cua có thể giảm đến 90% do tập tính ăn nhau của cua nuôi (Rodriguez et al., 2001, Mirera, 2009, Shelley and Lovatelli, 2011). Do đó, cần phân cỡ cua trong suốt quá trình nuôi (Parkes et al., 2011) hoặc tạo nơi trú ẩn cho cua để tránh hiện tượng cua lớn ăn thịt cua con khi chúng lột xác (Mann et al., 2007, Ut et al., 2007, Parkes et al., 2011, Beattie et al., 2012). Trong thí nghiệm này, cua có tỷ lệ sống cao từ 88 – 92,8% là do cua được nuôi riêng từng con nên đã tránh được hiện tượng ăn thịt lẫn nhau. Mặc khác, các yếu tố môi trường luôn ở mức an toàn cho sinh trưởng và phát triển của cua nên không stress và hao hụt cua trong quá trình nuôi.

Hình 4.11: Tỷ lệ sống cua nuôi

102

4.4.3 Xây dựng quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển 4.4.3.1 Xử lý nước ương

Xử lý nước là khâu quan trọng trong trại sản xuất giống, nhằm đảm bảo an toàn sinh học cho ương nuôi. Nhìn chung, việc xử lý nước cho sản xuất giống cua biển tương tự như đối với tôm biển. Quy trình xử lý nước phổ biến gồm các bước quan trọng như sau (FAO, 2007) (Hình 4.12)

Hình 4.12: Quy trình xử lý nước cho trại sản xuất biển (FAO, 2007) Hiện nay các trại sản xuất giống cua biển ở ĐBSCL luôn có các bể chứa lắng thô đặt ngoài trời có thể tích từ 100 đến 200 m3 và quy trình xử lý nước của các trại vẫn áp dụng các bước xử lý nước như Hình 4.12 (Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009; Trần Ngọc Hải, 2017). Tuy nhiên, trong quá trình xử lý nước thì các trại sẽ nâng nồng độ xử lý Chlorine ở bước 3 lên từ 30 – 100 mg/L, nhằm thay thế việc xử lý UV hoặc Ozon khi bơm qua bể chứa sẳn sàng ở bước 6. Nguyên nhân do chủ trại chưa biết được thông tin về hiệu quả và phương pháp xử dụng của tia UV hoặc Ozon. Mặt khác, chi phí lắp đặt và phương pháp vận hành cũng là một khó khăn trong việc áp dụng các công nghệ này vào trong thực tiển sản xuất.

Hiện nay hầu hết các trại sản xuất cua biển ở ĐBSCL được chuyển đổi từ trại sản xuất giống tôm biển nên quy mô trại sản xuất và bể chứa nước sẳn sàng thường lớn khoảng 30 – 50 m3/bể (Trần Ngọc Hải, 2017). Do đó, việc ứng dụng ozon trong xử lý nước ở bể chứa sẳn sàng (bước 6) sẽ được thực hiện với 1 trong 2 phương pháp sau.

Phương pháp 1: sục trực tiếp ozon vào bể chứa sẵn sàng

103

Phương pháp này thường sử dụng đá bọt để hòa tan ozon vào bể nước. Tuy nhiên, việc áp dụng phương pháp sục khí bằng đá bọt thì đá bọt sẽ tạo ra bọt khí lớn dẫn đến hiệu quả hòa tan ozon trong bể sẽ thấp, sẽ làm tăng chi phí lắp đặt máy ozon do cần phải mua máy tạo ra ozon có công suất lớn. Vì vậy, để giảm chi phí lắp đặt thì máy ozon cần được kết hợp với bộ trộn khí ozon theo hình thức ventuari để tăng hiệu quả trộn khí (Hình 4.13). Khí ozon tạo ra từ máy sản xuất ozon sẽ được nối trực tiếp với hai vòi lấy khí trời của máy trộn oxy, khi đó máy trộn khí oxy thay vì bơm oxy từ không khí vào nước thì nó sẽ bơm ozon vào nước. Do máy trộn oxy hoạt động theo nguyên tắc ventuari nên bọt khí tạo ra sẽ mịn, sẽ làm tăng khả năng hòa tan ozon vào nước.

Hình 4.13: Máy trộn khí theo hình thức ventuary A. Máy bơm nước; B. Ventuari; C. Ống hút khí oxy

Phương pháp 2: Sục ozon trên đường ống cấp nước

Phương pháp này giúp tính toán chính xác công suất máy ozon dựa vào công suất máy bơm nước. Bên cạnh đó, phương pháp này cũng giúp ozon hòa tan tốt nhất và diệt khuẩn tốt nhất trong đường ống dẫn nước. Ozon được trộn trên đường ống cấp nước dựa trên nguyên tắc sục khí venture (Hình 4.14). Đối với phương pháp này cần có đường ống cấp đủ dài hoặc có bồn trộn để đảm bảo thời gian lưu cho ozon đạt hiệu quả diệt vi khuẩn cao nhất. Ví dụ: để xác định công suất máy ozon phù hợp cho xử lý nước trên đường ống của máy bơm có lưu lượng nước 10 m3/h (0,17 m3/phút) thì được tính gồm các bước như sau:

104

Hình 4.14: Ventuari trộn ozon trên đường ống

A. Đầu ren nối với đường ống cấp nước; B. Đầu nối với ống dẫn khí ozon

Bước 1: Xác định nồng độ ozon diệt khuẩn. Theo Rice (1986) thì ở hàm lượng ozon 0,4 mg/L trong 4 phút thì vi khuẩn và virus bị tiêu diệt lên đến 99,9%. Do đó, nồng độ ozon và thời gian này sẽ được lựa chọn để tính toán công suất máy Bước 2: Hiệu suất hòa tan của ozon. Theo Meunpol et al (2003) thì hiệu suất hòa tan của ozon trong môi trường nước mặn 30 ‰ là 80%. Bước 3: Tính toán thể tích bể trộn. Để đảm bảo thời gian 4 phút và nồng độ ozon 0,4 mg/L thì thể tích bể trộn là 0,17 x 4 = 0,68 m3. Bước 4: Công suất máy bơm ozon. Với hiệu suất hòa tan là 80% và nồng độ ozon cần sử dụng là 0,4 mg/L thì công suất máy ozon là 10 : 0,8 x 0,4 = 5 (g/h). Như vậy quá trình xử lý nước trên đường ống được trình bày trong Hình 4.15

Ventuari

Máy bơm nước 10 m3/h

Bồn trộn Ozon (0,68 m3)

Bể chứa, bể ương, nuôi...

Máy tạo ozon 5 g/h

Hình 4.15: Sơ đồ xử lý nước trên đường ống cấp nước

4.4.3.2 Xử lý trứng và ương ấu trùng a. Xử lý trứng

Cua sau khi đẻ trứng được bắt ra và nuôi riêng từng con trên bể. Định kỳ tắm cua trứng bằng ozon với tần suất 1 lần/ngày với nồng độ ozon 0,1 mg/L trong 60 giây. Trước khi tắm cua trứng thì trại cần chuẩn bị 2 bể nhựa, một bể dùng để nuôi cua trứng sau khi tắm (có thể tích từ 60 L đến 500 L) và bể còn lại (có thể tích từ 60 L – 100 L) được dùng để sục khi ozon phục vụ cho việc tắm cua trứng. Ozon được sục vào bể tắm cua trứng đến nồng độ 0,1 mg/L bằng đá bọt hoặc ventuari. Cua trứng đang nuôi được vớt ra và tắm trong bể đã sục khí ozon lên đến nồng độ 0,1 mg/L, cua trứng được tắm trong thời gian 60 giây, sau đó cua được vớt ra và thả vào bể nuôi cua trứng, với 100% nước mới đã được chuẩn bị lúc đầu. Hàm lượng oxy hòa tan của bể nuôi

105

cua trứng luôn được duy trì ở mức ≥ 5 mg/L để trứng cua phát triển tốt và đồng đều. Quá trình xử lý cua trứng được lặp lại như vậy với tần suất 1 ngày/lần cho đến khi trong bể ấp xuất hiện một ít ấu trùng cua (cua thường nở một ít ấu trùng trước khi nở rộ 1 ngày). b. Xử lý bể ương ấu trùng Bể chưa thả ấu trùng

Bể có thể được sục khí ozon lại trước khi bố trí ấu trùng nhằm hạn chế sự tái nhiễm của mầm bệnh khi nước trong bể chứa sẳn sàng để trong thời gian dài. Bể có thể được sục khí ozon bằng đá bọt hoặc bằng ventuari. Ấu trùng sẽ được thả vào bể ương sau 40 phút đến 180 phút ngừng sục khí ozon, tùy thuộc vào nồng độ ozon và thể tích bể nước ương mà trại muốn xử lý. Bể đã ương ấu trùng

Bể ương nên được sục khí ozon bằng đá bọt vì sử dụng ventuari thì ấu trùng sẽ bị mắt vào lưới chặn ấu trùng, dẫn đến ấu trùng không thể bắt mồi hoặc chết (nếu lực hút của máy bơm ventuari lớn). Đối với trại có quy mô sản xuất nhỏ dưới 10 m3 nước ương ấu trùng thì nên bố trí hệ thống ozon cùng với hệ thống sục khí oxy của trại (Hình 4.16 A). Khi cần bơm ozon vào toàn hệ thống trại thì tiến hành tắt máy bơm và khóa van 1, đồng thời bật máy ozon và mở van 2. Khi nồng độ ozon trong bể được bơm đủ nồng độ thì tiến hành tắt máy bơm ozon và đóng van 2, đồng thời bật máy bơm oxy và mở van 1. Tuy nhiên, đối với những trại có quy mô sản xuất lớn hoặc được chuyển từ trại sản xuất tôm biển, với thể tích bể ương từ 4 – 6 m3/bể thì nên bố trí hệ thống sục khí ozon độc lặp cho từng bể (Hình 4.16 B). Khi cần bơm ozon vào bể ương thì tiến hành khóa van 1, đồng thời bật máy ozon và mở van 2. Khi nồng độ ozon trong bể được bơm đủ nồng độ thì tiến hành tắt máy bơm ozon và đóng van 2, đồng thời mở van 1 để cung cấp oxy cho bể ương.

Hình 4.16: Lắp máy ozon cho trại sản xuất giống cua biển A. Ozon lắp chung với hệ thống oxy của trại sản xuất giống B. Ozon lắp riêng cho từng bể ương trong trại sản xuất giống Trong quá trình sục khí ozon nên tắt sục khí oxy của bể đó để ozon nhanh đạt được mức 0,05 mg/L. Do đó, nên chọn mua máy ozon có công suất tạo ra ozon nhỏ nhưng có lưu lượng khí qua máy lớn, để đảm bảo cung cấp

106

oxy và ấu trùng không bị lắng ở một số giai đoạn như Zoea4, Zoea5. Quy trình xử lý ozon trong thực tế sản xuất giống nên thực hiện theo Bảng 4.34.

Nôi dung công việc

Bảng 4.34: Quy trình xử lý ozon trong thực tế sản xuất Ngày ương 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Thay nước Cấp nước San thưa San thưa San thưa Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon Xử lý ozon

4.4.3.3. Một số lưu ý khi ứng dụng ozon trong sản xuất giống cua biển Khi mua máy ozon trên thi trường Việt Nam thì có sự chênh lệch rất lớn giữa năng suất máy trên nhãn và năng suất đo thực tế. Do đó, khi người sử dụng dựa theo thông số ghi trên nhãn để tính toán thì rất dễ tính sai nồng độ ozon hòa tan vào nước. Vì vậy, các trại sản xuất giống cần phải mua máy ở nơi sản xuất có uy tín và phải đem máy đến các trung tâm kiểm định chất lượng để xác định nồng độ ozon thực tế trên 1 m3 không khí, vì hiệu suất hòa tan ozon phụ thuộc rất nhiều vào nồng độ ozon/m3 không khí. Khả năng hòa tan và duy trì ozon trong môi trường nước phụ thuộc rất lớn vào nhiệt độ, độ mặn, pH, nồng độ ozon/m3 không khí (nâng suất máy ozon), thể tích nước, chiều cao cột nước, phương pháp sục ozon vào môi trường nước…Do đó, người sử dụng nên trang bị dụng cụ đo khi ứng dụng vào thực tế sản xuất.

107

Hiện nay trên thị trường có 3 phương pháp đo được áp dụng chủ yếu là (1) test ozon, phương pháp này có giá thành rẻ (khoảng 2 triệu/100 lần test) nhưng độ sai số cao và độ phân giải 0,1 mg/L; (2) đo bằng máy đo oxy hóa khử ORP, phương pháp này cũng có giá thành rẻ (khoảng 2 – 4 triệu) nhưng rất dễ bị sai số khi trong nước có sự xuất hiện của chất oxy hóa như clo. Mặc khác, phương pháp này cần phải có đồ thị để đối chiếu từ kết quả đo thế oxy hóa khử ORP (mV) sang nồng độ ozon; (3) đo trực tiếp nồng độ ozon bằng máy đo chuyên dụng, phương pháp này có giá thành thiết bị đo cao (trên 15 triệu/máy) nhưng có độ chính xác cao và độ phân giải nhỏ từ 0,01 đến 0,05 mg/L tùy theo dòng máy sử dụng. Ozon có khả năng làm bào mòn vỏ trứng cua nên khi sử dụng cho giai đoạn trứng thì chỉ nên tắm cua trứng với nồng độ ozon 0,1 mg/L trong thời gian 60 giây và tần suất 1 ngày/lần. Cua trứng nên ngừng tắm ozon khi bể ấp xuất hiện một ít ấu trùng (trước khi nở rộ một ngày). Ozon cũng làm giảm tỷ lệ sống của ấu trùng cua biển khi tiếp xúc với nồng độ cao hơn 0,1 mg/L. Do đó trong quá trình ương chỉ nên xử lý ấu trùng ở nồng độ 0,05 mg/L với tần suất 2 ngày/lần

108

Chương 5

KẾT LUẬN VÀ ĐỀ XUẤT

5.1. Kết luận

Khả năng hòa tan và duy trì hàm lượng ozon phụ thuộc rất lớn vào thể tích bể nước, thể tích bể càng lớn thì khả năng hòa tan ozon càng chậm và duy trì ozon trong bể nước càng lâu.

Nồng độ ozon càng cao và thời gian tiếp xúc của trứng cua biển trong ozon càng dài thì độc tính của ozon lên trứng càng cao. Xử lý trứng cua biển trong quá trình ấp trứng bằng ozon với hàm lượng 0,1 mg/L trong 60 giây và tần suất 1 ngày/lần làm tăng hiệu quả xử lý nấm, ký sinh trùng, vi khuẩn gây bệnh trứng cua biển.

Đối với mỗi giai đoạn ấu trùng khác nhau thì khả năng chịu đựng độc tính của ozon cũng khác nhau. Cùng nồng độ tiếp xúc nhưng ấu trùng càng lớn thì khả năng chịu đựng càng tốt hơn. Nồng độ ozon thích hợp cho tất cả các giai đoạn ấu trùng là 0,05 mg/L. Bên cạnh đó, xử lý ozon với tần xuất 2 ngày/lần đã làm giảm mật độ vi khuẩn và nitrit trong nước cũng như ký sinh trùng trên ấu trùng cua và cải thiện đáng kể tỷ lệ sống, chỉ số biến thái và tăng trưởng của ấu trùng cua biển.

Chất lượng nước bể nuôi, mật độ vi khuẩn, ký sinh trùng, tăng trưởng, tỷ lệ sống của ấu trùng khi ương bằng quy trình xử lý ozon được cải thiện hơn so với ương cua bằng quy trình xử lý bằng hóa chất hoặc kháng sinh (quy trình phổ biến hiện nay). Bên cạnh đó, tốc độ tăng trưởng, thời gian lột xác và tỷ lệ sống của cua được sản xuất bằng quy trình ozon tương đương với nguồn cua giống được đánh bắt từ tự nhiên, nhưng tốt hơn nguồn cua được sản xuất từ quy trình sử dụng kháng sinh (quy trình phổ biến hiện nay). 5.2. Đề xuất Sử dụng ozon có nhiều ưu điểm trong sản xuất giống cua biển do đó cần nghiên cứu triển khai và nhân rộng quy trình trong thực tế sản xuất giống cua biển.

Cần tiếp tục nghiên cứu các tác động của ozon đến giai đoạn cua thịt.

109

TÀI LIỆU THAM KHẢO Agbayani, R.F., 2001. Production economics and marketing of Mud Crabs in

the Philippines. Asian Fisheries Science. 14: 201-210.

Alava, V.R., Quinitio, E.T., De Pedro, J.D., Priolo, F.M.P., Orozco, Z.G.A. and Wille, M., 2007. Lipids and fatty acids in wild and pond-reared mud crab Scylla serrata (Forsska ˚l) during ovarian maturation and spawning. Aquaculture Research, 38: 1468 – 1477.

Agus, S.M., Toshio, T. and Katsuyuki, H., 2002. The effect of n-3HUFA content in rotifers on the development and survival of mud crab, Scylla serrata, larvae. Suisan-zoshoku, 50: 205 - 212.

Azam, K. and Narayan, P., 2013. Safe Usage of Antibiotic (Oxytetracycline) in Larval Rearing of Mud Crab, Scylla serrata (Forsskål, 1775) in Fiji. World Journal of Fish and Marine Science, 5 (2): 209 – 213.

Arimoto, M., Sato, J., Maruyama, K., Mimura, G. and Furusawa, I., 1996. Effect of chemical and physical treatments on the inactivation of striped jack nervous necrosis virus (SJNNV). Aquaculture, 143: 15– 22.

the Hatchery

from

Asbury, C. and Coler, R., 1980. Toxicity of dissolved ozone to fish eggs and larvae. Water Pollution Control Federation, 52: 1990-1996. Ates, M.C.D., Quinitio, G.F., Quinitio, E.T. and Sanares, R.C., 2012. Comparative study on the embryonic development of three mud crabs Scylla sp. Aquaculture research, 43 (2): 215 – 225. Babu, K.R., 2013. Prevalence of Epibiont Protozoan communities on Penaeus monodon off (Fabricius) Visakhapatnam, East Coast of Andhra Pradesh, India. International Journal of Scientific and Research Publications, 3 (3): 1-5. Bablon, G., Bellamy, W.D., Bourbigot, M.M., Daniel, F.B., Doré, M., Erb, F., Gordon, G., Langlais, B., Laplanche, A., Legube, B., Martin, G., Masschelein, W.J., Pacey, G., Reckhow, D.A. and Ventresque, C., 1991. Fundamental aspects. In: Langlais, B., Reckhow, D.A. and Brink, D.R (Editors). Ozone in water treatment: Application and Engineering, 13 February to 15 February 1991. American Water Works Association Research Foundation, Denver, USA: 11 - 132.

Battaglene, S.C. and Morehead, D.T., 2006. Tolerance of striped trumpeter seawater. Aquacult

to ozonated

lineata

embryos

Latris International, 14: 421 – 429.

Bailey, P.S., 1982. Ozonation in organic chemistry. II Nonolefinic

compounds. New York: Academic Press. 516 pp

110

Baden, D.G., Bikhazi, G., Decker, S.J., Foldes, F.F. and Leung, I., 1984. Neuromuscular Blocking Action of Two Brevetoxins from the Florida Red Tide Organism Ptychodiscus brevis. Toxicon, 22: 75– 84.

Ballagh, D.A., Pankhurst, P.M. and Fielder, D.S., 2011. Embryonic development of mulloway, Argyrosomus japonicus, and egg surface disinfection using ozone. Aquaculture, 318: 475 – 478.

Baylon, J.C. and Failaman, A.N., 1999. Larval rearing of mud crab Scylla serrata in the Philippines. In: Keenan, C.P. and Blackshaw, A.W (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 141 – 146.

Baylon, J.C., Failaman, A. and Tanate, J., 2001. Comparison of different feeding schemes and feeding density on survival and development of the mud crab Scylla serrata zoea. Page 15 in Book of Abstracts: 2001 Workshop on Mud Crab Rearing, Ecology and Fisheries. Institute for Marine Aquaculture, Can Tho University, Vietnam, 8th - 10th January 2001.

Baylon, J.C. and Failaman, A.N., 2001. Broodstock management and larval rearing protocols for the mud crab, Scylla serrata (Keenan et al. 1998) developed at the UPV hatchery. Page 10 in Book of Abstracts: 2001 Workshop on Mud Crab Rearing, Ecology and Fisheries. Institute for Marine Aquaculture, Can Tho University, Vietnam, 8th - 10th January 2001.

Baylon J.C., Bravo, M.E.A. and Manigo, C., 2004. Ingestion of Brachionus plicatilis and Artemia salina nauplii by mud crab Scylla serrata larvae. Aquaculture Research, 35: 62 - 70.

Baylon, J.C., 2009. Appropriate food type, feeding schedule and Artemia density for the zoea larvae of the mud crab, Scylla tranquebarica (Crustacea:Decapoda:Portunidae). Aquaculture, 288: 190 – 195.

Barnes, D.K.A., Dulvy, N.K., Priestley, S.H., Darwall, W.R.T., Choisel, V. and Whittington, M., 2002. Fishery characteristics and abundance estimates of the mangrove crab Scylla serrata in southern Tanzania and northern Moçambique. South African Journal of Marine Science, 24: 19 - 25.

Baticados, M.C.L., Lavilla – Pitogo, C.R., Cruz-Lacierda, E.R., dela Peña, L.D. and Suñaz, N.A., 1990. Studies on the chemical control of luminous bacteria V. harveyi and V. splendidus isolated from

111

diseased Penaeus monodon larvae and rearing water. Diseases of Aquatic Organisms, 9: 133-139.

Baticados M.C.L. and Paclibare, J.O., 1992. The use of chemotherapeutic agents in aquaculture in the Philippines. In: Shariff, M., R.P. Subasinghe. and J.R. Arthur (Editors), 1992. Diseases in Asian Aquaculture. Fish Health Section, Asian Fisheries Society, Manila: 531 – 546.

Ben-Atia, I., Lutzky, S., Barr, Y., Gamsiz, K., Shtupler, Y., Tandler, A. and Koven, W., 2007. Improved performance of gilthead sea bream, Sparus aurata, larvae after ozone disinfection of the eggs. Aquaculture Research, 38: 166 – 173.

Beguer, M., Pasquaud, S., Noel, P., Giradin, M. and Boet, P., 2008. First description of heavy skeletal deformations in Palaemon shrimp populations of European estuaries: the case of the Gironde (France). Hydrobiologia, 607: 225-229.

Beguer, M., Pasquaud, S., Noel, P., Giradin, M. and Boet, P., 2008. First description of heavy skeletal deformations in Palaemon shrimp populations of European estuaries: the case of the Gironde (France). Hydrobiologia, 607: 225-229.

Beattie, C.L., Pitt, K.A. and Connolly, R.M., 2012. Both size and gender of mud crabs influence the outcomes of interference interactions. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 434–435: 1– 6

Bian, B.Z., Hatai, K., Po, G.L. and Egusa, S., 1979. studies on the fungal diseases in crustaceans. I. Lagenidium scyllae sp. nov. isolated from cultivated ova and larvae of the mangrove crab (Scylla serrata). Transactions of the Mycological Society of Japan, 20:115 – 124.

Bian, B.Z. and Egusa, S., 1980. Atkinsiella hamanaensis sp. nov. isolated from cultivated ova of the mangrove crab, Scylla serrata (Forsskal). Journal of Fish Disease, 3: 373 – 385.

Brick, R.W., 1974. Effects of water quality, antibiotics, phytoplankton and food on survival and development of Scylla serrata (Crustacea: Portunidae). Aquaculture, 3: 231 - 244.

Bin Jamari, Z., 1991. Preliminary studies on rearing the larvae of the mud crab (Scylla serrata) in Malaysia. In: Angell, C.A (Editors), 1991. Report of the seminar on mud crab culture and trade held at Surat Thani, Thailand, November 5 - 8, 1991. Bay of Bengal Programme, Madras, India: 143 - 147.

Buchan, K.A.H., Martin-Robichaud, D.J., Benfey, T.J., MacKinnon, A.M.

112

and Boston, L., 2006. The efficacy of ozonated seawater for surface disinfection of haddock (Melanogrammus aeglefinus) eggs against piscine nodavirus. Aquacultural Engineering, 35: 102 – 107. Bullock, G.L., Summerfelt, S.T., Noble, A., Weber, A., Durant, M.D. and Hankins, J.A., 1997. Ozonation of a recirculating rainbow trout culture system: I. Effects on bacterial gill disease and heterotrophic bacteria. Aquaculture, 158: 43 – 55.

Bull, R.J. and Cotruvo, J.A., 2006. Research Strategy for Developing Key Information on Bromate’s Mode of Action. Toxicology, 221(2–3): 135-144.

Buffle, M.O., Galli, S. and von Guten, U., 2004. Enhanced Bromate Control During Ozonation: The Chlorine-Ammonia Process. Environment Science Technology, 38(19): 5187–5195.

Blogoslawski, W.J., Stewart, M.E., Hurst, J.W. and Kern, F.G., 1979. Ozone Detoxification of Paralytic Shellfish Poison in the Softshell Clam (Mya arenaria). Toxicon, 17: 650–654.

Boyd, C.E., 1998. Water Quality in Ponds for Aquaculture. Alabama Agricultural Experiment Station, Auburn University, Alabama, 482 pp.

Carlins, J.J., 1982. Engineering aspects of ozone generation. Environmental

Progress, 1: 113 - 118.

Carmichael, N.G., Winder, C., Borges, S.H., Black-house, B.L. and Lewis, P.D., 1982. The health implications of water treatment with ozone. Life Sciences, 30: 117 - 129 .

Carman, K.R. and Dobbs, F.C., 1997. Epibiotic microorgansisms on copepods and other marine crustaceans. Microscopy Research Technique, 37: 116-135.

Churchill, G.J., 2003. An investigation into the captive spawning, egg characteristics and egg quality of the mud crab (Scylla serrata) in South Africa. Masters thesis, Department of Ichthyology and Fisheries Science. Rhodes University, Grahamstown, South Africa. Chen, L.L., Lo, C.F., Chiu, Y.L., Chang, C.F. and Kou, G.H., 2000. Natural and experimental infection of white spot syndrome virus (WSSV) in benthic larvae of mud crab Scylla serrata. Diseases of Aquatic Organisms, 40: 157 – 161.

Christensen, S.M., Macintosh, D.J. and Phuong, N.T., 2004. Pond production of the mud crab Scylla paramamosain and Scylla olivacea in the Mekong Delta, VietNam, using two diffirent supplementary diets. Aquaculture research, 36: 1013 - 1024.

113

Cholik, F., 1999. Review of mud crab research in Indonesia. In: Keenan, C.P. and Blackshaw, A.W (Editors)., 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 14 - 20.

Christensen, J.M., Rusch, K.A. and Malone, R.F., 2000. Development of amodel for describing accumulation of color and subsequent destruction by ozone in a freshwater recirculating aquaculture system. Journal of the World Aquaculture Society, 31: 167 – 174.

Chang, S.D. and Singer, P.G., 1991. The impact of ozone on particulate stability and the removal of TOC and THM precursors. American Water Works Association Journal, 83: 71 - 79.

the

Chang, P.S., Chen, L.J. and Wang, J.C., 1998. The Effect Of Ultraviolet Irradiation, Heat, pH, Ozone, Salinity and Chemical Disinfectants Infectivity of White Spot Syndrome Bacilovirus. on Aquaculture, 166: 1–17.

Chakraborti, J. and Bandyapadhyay, P., 2011. Seasonal incidence of protozoan parasites of the black tiger shrimp (Penaeus monodon) of Sundarbans, West Bengal, India. Journal of Parasitic Diseases, 35: 61-65.

Châu Tài Tảo, Nguyễn Thanh Phương, Đỗ Thị Thanh Hương và Trần Ngọc Hải, 2012. Đánh giá chất lượng hậu ấu trùng tôm sú Penaeus monodon qua các lần sinh sản của tôm mẹ. Tạp chí khoa học trường Đại học Cần Thơ, 23a: 20 – 30.

Coman, G.J. and Sellars, M.J., 2007. Tolerance of Penaeus monodon Fabricius embryos to ozonated seawater. Aquaculture Research, 38: 420 - 428.

Coman, G.J., Sellar, M.J. and Moreheadb, D.T., 2005. Toxicity of ozone generated from different combinations of ozone concentration (C) and exposure time (T): a comparison of the relative effect of C and T on hatch rates of Penaeus (Marsupenaeus) japonicus embryos. Aquaculture, 244: 141 – 145.

Colberg, P.J. and Lingg, A.J., 1978. Effect of ozonation on microbial fish pathogens, ammonia, nitrate, nitrite, and BOD in simulated reuse hatchery water. Journal of the Fisheries Research Board of Canada, 35: 1290 - 1296.

Coler, R. and Asbury, C., 1980. Acute toxicity of dissolved ozone to eggs and larvae of selected freshwater fish species: Science and Engineering, 2. 177 -182.

114

Crisp, L.M. and Bland, C., 1990. Potential Use of Ozone to Disinfect Sea Water of Fungi Causing Diseases of Cultured Marine Crustacea. Journal of invertebrate pathology, 55: 380 – 386.

Cruz-Huervana, D.L., Quinitio, E.T. and Corre, V.L., 2019. Induction of moulting in hatcher reared mangrove crab Scylla serrata juveniles temperature manipulation or autotomy. Aquaculture through Research, 50: 3000–3008.

Cullen, P.J., Tiwari, B.K., O’Donnell, C.P. and Muthukumarappan, K., 2009. Modelling approaches to ozone processing of liquid foods. Trends in Food Science and Technology, 20: 125-136

Davis, D.A. and Arnold, C.A., 1997. Tolerance of the rotifer Brachionus plicatilis to ozone and total oxidative residuals. Ozone: Science and engineering, 19: 457 – 469.

Davis, J.A., Churchill, G.J., Hecht, T. and Sorgeloos, P., 2004. Spawning characteristics of the South African Mud crab Scylla serrata (Forskål) in Captivity. Journal of the World Aquaculture Society, 35: 121 – 133.

Davis, J.A., Van Blerk, L.L., Kirby, R. and Hecht, T., 2003. Genetic variation of the mud crab Scylla serrata (Forskål, 1775) (Crustacea: Portunidae) in South African estuaries. African Zoology, 38: 343 – 350.

Davidson, J., Good, C., Welsh, C. and Summerfelt, S., 2011. The effects of ozone and water exchange rates on water quality and rainbow trout Oncorhynchus mykiss performance in replicated water recirculating systems. Aquacultural engineering, 44: 80 – 96.

Dat, H.D., 1999a. Description of mud crab (Scylla sp.) culture methods in Vietnam. In: Keenan, C.P. and Blackshaw, A.W (Editors)., 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 67 - 71.

Dat, H.D,. 1999b. Preliminary studies on rearing of the larvae of the mud crab (Scylla paramamosain) in South Vietnam. In: Keenan, C.P. and Blackshaw, A.W (Editors)., 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 147 - 152.

De Pedro, J.B., Quinitio, E.T. and Parado-Estepa, F.D., 2007. Formalin as an alternative to trifluralin as prophylaxis against fungal infection in

115

serrata

(Forsskål)

larvae. Aquaculture

crab Scylla mud Research, 38: 1554 -1562.

Djunaidah, I.S., Suwoyo, D., Wille, M., Kontara, E.K. and Sorgeloos, P., 2001b. Investigations on the reproductive performance of mudcrab Scylla spp. Broodstock: A research review. Pages 6-7 in Book of Abstracts: 2001 Workshop on Mud Crab Rearing, Ecology and Fisheries. Institute for Marine Aquaculture, Can Tho University, Vietnam, 8th-10th January 2001.

Djunaidah, I.S., Wille, M., Kontara, E.K. and Sorgeloos, P., 2003. Reproductive performance and offspring quality in mud crab (Scylla paramamosain) broodstock fed different diets. Aquaculture International, 11: 3 - 15

Djunaidah, I.S., Mardjono, M., Lavens, P. and Wille, M., 1998. Effects of light and feeding regimen on culture performance of mud crab (Scylla sp.) larvae. Page 26 in Extended Abstracts: International forum on the culture of Portunid crabs, Boracay, The Philippines, 1- 4 December 1998.

Deborde, M. And Von Gunten, U., 2008. Reactions of chlorine with inorganic and organic compounds during water treatment - Kinetics and mechanisms: A critical review. Water reseach, 42: 13-51. Dohan, J.M. and Masschelein, W.J., 1987. The photochemical generation of ozone: Present state-of-the-art. Ozone: Science and Engineering, 9: 315 - 334.

Dowideit, P. and Von Sonntag, C., 1998. Reactions of ozone with ethene and its methyl and chlorine-substituted derivatives in aqueous solution. Environmental Scicence Technology, 32: 1112–1119.

Dixon, M.G., Hecht, T. and Brandt, C.R., 1991. Identification and treatment of a Clostridium and Vibrio infection in South Africa abalone, Haliotis midae L. Journal of Fish Diseases, 14: 693 – 695. Deeds, J.R., Mazzaccaro, A.P., Terlizzi, D.E. and Place, A.R., 2004. Treatment Options for the Control of the Icthyotoxic Dinoflagellate Karlodinium micrum in an Estuarine Aquaculture Facility: A Case Study. In: Hall, S (Editors). Harmful Algae Management and Mitigation, Asia Pacific Economic Cooperation, Singapore, 177– 181.

Drury, R.A.B. and Wallington, E.A., 1967. Carlenton’s Histogical Technique. Fourth Edition. Oxford University Press. 432p. Edwards, M., Boller, M. and Benjamin, M.M., 1993. Effect of pre-ozonation on removal of organic matter during water treatment plant

116

operations. Water Science and Technol, 27: 37 – 45.

Elmghari-Tabib, M., Laplanche, A., Venien, F. and Martin, G., 1982. Ozonation des amines dans l’eau, ozonation of amines in aqueous solutions. Water Research, 16: 223 –229.

EPA., 1999. Guidance Manual: Alternative Disinfectants and Oxidants.

Washington, D.C: Office of Water: 7 – 19.

FAO., 2007. Improving Penaeus monodon hatchery practices Manual based on experience in India. Fao fisheries technical paper 446. Food and agriculture organization of the united nations Rome, 2007. Fernandes, C.S., Gregati, R.A. and Bichuette, M.E., 2010. The first record on external abnormalities in the subterranean Aegla marginata bond-buckup and buckup, 1994 (Crustacea: Decapoda: Aeglidae), from a karst area of Southern Brazil. Subterranean Biology, 8: 33- 38.

Feuillassier, L., Béguer, M., Pauliac, G. and Boet, P., 2012. Morphological anomalies in estuarine shrimp larvae. Crustanceana, 85 (1): 11 – 25. Forneris, G., Bellardi, S., Palmegianoc, G.B., Saroglia, M., Sicuroa, B., Gascoe, L. and Zoccaratoe, I., 2003. The use of ozone in trout hatchery to reduce saprolegniasis incidence. Aquaculture, 221: 157– 166.

Forbes, A.T. and Hay, D.G., 1988. Effects of a major cyclone on the abundance and larval recruitment of the portunid crab Scylla serrata (Forskal) in the St Lucia Estuary, Natal, South Africa. South African Journal of Marine Science, 7: 219 - 225.

Follesa, M.C., Cannas, R., Gastoni, A., Cabiddu, S., Deiana, A.M. and Cau, A., 2008. Abnormal rostrum in Polycheles typhlops Heller, 1862 (Decapoda: Polychelidae) from the Central Western Mediterranean. Journal of Crustacean Biology, 28(4): 731-734.

Fukunaga, K., Suzuki, T. and Takama, K., 1991. Effect of ozone exposure on the composition of gill and erythrocyte membrane lipids and proteins of Japanese charr (Salvelinus leucomaenis). Comparative Biochemistry and Physiology, 100: 481 - 487.

leucomaenis). Comparative Biochemistry

Fukunaga, K., Suzuki, T., Arita, M., Suzuki, S., Hara, A., Yamauchi, K., Shinriki, N., Ishizaki, K. and Takama, K., 1992a. Acute toxicity of ozone against morphology of gill and erythrocytes of Japanese charr (Salvelinus and Physiology, 101: 331 - 336.

Fukunaga, K., Suzuki, T., Hara, A. and Takama, K., 1992b. Effect of ozone on the activities of reactive oxygen scavenging enzymes in RBC of

117

ozone exposed Japanese charr (Salvelinus leucomaenis). Free Radical Research Communications, 17: 327 - 333.

Fisher, D.J., Burton, D.T., Yonkos, L.T., Turley, S.D. and Ziegler, G.P., 1999. The relative acute toxicity of continuous and intermittent exposures of chlorine and bromine to aquatic organisms in the presence and absence of ammonia. Water Research, 33: 760 - 768. Haryanti, K., Sugama, S., Sumura, T. and Nishijima, T., 2000. Vibriostatic bacterium isolated from seawater: Potentiality as probiotic agent in the rearing of Penaeus monodon larvae. Indonesian Fisheries Research Journal, 6 (1) : 26 - 32.

Ganesh, K., Raj, Y.C.T.S., Perumal, S., Srinivasan, P. and Sethuramalingam, A., 2015. Breeding, larval rearing and farming of mangrove crab, Scylla serrata (Forskal, 1775). In: Perumal, S., Thirunavukkarasu, A.R. and Pachiappan, P (Editors)., 2015. Advances in Marine and Brackishwater Aquaculture. Springer, India: 163–172.

Gardner, C. and Northam, M., 1997. Use of prophylactic treatments for larval rearing of giant crabs Pseudocarcinus gigas (Lamarck). Aquaculture, 158: 203-214.

Garcia, D.K., Faggart, M.A., Rhoades, L., Alcivar-Warren, A.A. and Wyban, J.A., 1994. Genetic diversity of cultured Penaeus monodon shrimp using three molecular genetic techniques. Molecular Marine Biology and Biotechnology, 3 (5): 270-280.

Guzel-Seydim, Z.B., Bever, B.I. and Greene, A.K., 2004a. Efficacy of ozone to reduce bacterial populations in the presence of food components. Food Microbiology, 21: 475 - 479.

Guzel-Seydim, Z.B., Greene, A.K. and Seydim, A.C., 2004b. Use of ozone in the food industry. LWT -. Food Science and Technology, 37: 453 - 460.

Good, C., Davidsona, J., Welsha, C., Snekvikb, K. and Summerfelta, S., 2011. The effects of ozonation on performance, health and welfare of rainbow trout Oncorhynchus mykiss in low-exchange water recirculation aquaculture systems. Aquacultural Engineering, 44: 97–102.

Gong, J., Yu, K., Shu, L., Ye, L., Li, S. and Zeng, C., 2015. Evaluating the effects of temperature, salinity, starvation and autotomy on molting success, molting interval and expression of ecdysone receptor in early juvenile mud crabs, Scylla paramamosain. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 464: 11–17.

Grotmol, S. and Totland, G.K., 2000. Surface disinfection of Atlantic halibut

118

eggs with ozonation

seawater Hippoglossus hippoglossus inactivates nodavirus and increases survival of the larvae. Diseases of Aquatic Organisms, 39: 89 – 96.

Grotmol, S., Dahl-Paulsen, E. and Totland, G.K., 2003. Hatchability of eggs from Atlantic cod, turbot and Atlantic halibut after disinfection with ozonated seawater. Aquaculture, 221: 245 – 254.

Gregati, R.A. and Negreiros-Fransozo, M.L., 2009. Occurence of Shell disease and carapace abnormalities on natural population of tropical Neohelice granulata (Crustacea: Varunidae) from a mangrove forest, Brazil. Marine Biodiversity Records, 2(60): 1-3.

Ghomi, M.R., Esmaili, A., Vossoughi, G. and Keyvan, A., 2007. Comparison of ozone, hydrogen peroxide and removal of infected eggs for prevention of fungal infection in sturgeon hatchery. Fisheries Science, 73: 1332 – 1337.

Glaze, W.H., Weinberg, H.S. and Cavanagh, J.E., 1993. Evaluating the formation of brominated DBPs during ozonation. Journal of American Water Works Association, 85: 96 - 103.

Gonçalves, A.A. and Gagnon, G.A., 2011. Ozone Application

in Recirculating Aquaculture System: An Overview. Ozone: Science and Engineering, 33: 345–367.

Genodepa, J., Southgate, P.C. and Zeng, C., 2004. Diet particle size preference and optimal ration for mud crab, Scylla serrata, larvae fed microbund diets. Aquaculture, 230: 493 - 505.

Grguric, G., Trefry, J.H. and Keaffaber, J.J., 1994. Ozonation Products of Bromine and Chlorine in Seawater Aquaria. Water Research, 28: 1087–1094.

(Crustacea:Varunidae)

Gregati R.A. and Negreiros-Fransozo, M.L., 2009. Occurrence of shell disease and carapace abnormalities on natural population of tropical from a Neohelice granulate mangrove forest. Brazilian Marine Biology Record, 2: 1-3. Hungria, D.B., Tavares, C.P.S., Pereia, L.A.A., Silva, U.A.T. and Ostrensky, A., 2017. Global status of production and commercialization of soft- shell crabs. Aquaculture international, 25: 2213 – 2226.

Hai, T.N., 1997., Studies on some aspects of reproduction of mud crab (Scylla serrata). Master of Science Thesis, University Putra Malaysia. 182 p.

Hai, T.N., Viet, L.Q., Nguyen, L.T. and Sorgeloos, P., 2017. Advances in research and development of mud crab (Scylla paramamosain) seed production in the Mekong Delta, Vietnam. In: Hendry, C.I (ed)

119

Larvi – fish and selfish larviculture symposium 2017. Book of abstracts and short communication. Ghent University.

Hamasaki, K. and Hatai, K., 1993a. Experimental infection in the eggs and larvae of the swimming crab Portunus triturbiculatus and the mud crab Scylla serrata with seven fungal strains belonging to the Japanese Society of Scientific Lagenidiales. Bulletin of Fisheries, 59(6): 1059 - 1066.

Hamasaki, K. and Hatai, K., 1993b. Prevention of fungal infection in the eggs and larvae of the swimming crab Portunus trituberculatus and the mud crab Scylla serrata by bath treatment with formalin. Bulletin of the Japanese Society of Scientific Fisheries, 59(6): 1067 - 1072.

Hamasaki, K., Suprayudi, M.K. and Takeuchi, T., 2002. Mass mortality during metamorphosis to megalops in the seed production of (Crustacea, Decapoda, Portunidae). mudcrab Scylla serrata Fisheries Science, 68(6): 1226 - 1231.

Hamasaki, K., 2002. Effects of temperature on the survival, spawning and egg incubation period of over wintering mud crab broodstock, Scylla paramamosain (Brachyura: Portunidae). Aquaculture Science, 50: 301 – 308.

Hamasaki, K., 2003. Effects of temperature on the egg incubation period, survival and development period of the larvae of the mud crab Scylla serrata (Forsskål) (Brachyura: Portunidae) reared in the laboratory. Aquaculture, 219: 561 – 572.

Haryanti, K., Sugama, S., Tsumura. S. and Nishijima, T., 2000. Vibriostatic bacterium isolated from seawater: Potentiality as probiotic agent in the rearing of Penaeus monodon larvae. Indonesian Fisheries Research Journal, 6 (1) : 26 - 32.

Hartnoll, R.G., 2001. Growth in Crustacea twenty years on. Hydrobiologia,

449: 111- 122.

Hastuti, Y.P., Nadeak, H. and Faturrohman, K., 2016. Optimum pH determination for mangrove crab Scylla serrata growth in controlled container. Jurnal Akuakultur Indonesia, 15: 171-179.

Hai, T.N., Hassan, A., Law, A.T. and Shazili, N.A., 2001. Some aspects on maturation and spawning performance of mud crabs (Scylla sp.) in captive conditions. Page 8 in Book of Abstracts: 2001 Workshop on Mud Crab Rearing, Ecology and Fisheries. Institute for Marine Aquaculture, Can Tho University, Vietnam, 8th - 10th January 2001. Hassan. A., Hai, T.N., Anil, C. and Sukumaran, M., 2011. Preliminary Study

120

on the Feeding Regime of Laboratory Reared Mud Crab Larva, Scylla serrata (Forsskal, 1775). World Applied Sciences Journal, 14(11): 1651 – 1654.

Haag, W.R. and Hoigne, J., 1983. Ozonation of bromide-containing waters: Kinetics of formation of hypobromous acid and bromate. Environmental Science and Technology, 17: 261 - 267.

Haag, W.R., Hoigne, J. and Bader, H., 1984. Improved ammonia oxidation by ozone in the presence of bromide ion during water treatment. Water Research, 18: 1125 - 1128.

Hall, L.W., Burton, D.T. and Richardson, L.B., 1981. Comparison of ozone and chlorine toxicity to the developmental stages of striped bass, Morone saxatilis. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Science, 38: 752 -757.

Hales, J.M., Wilkes, O.J. and York, J.L., 1969. The Rate of Reaction between Dilute Hydrogen Sulfide and Ozone in Air. Atmospheric Environment, 3: 657 - 667.

Heasman, M.P., 1980. Aspects of the general biology and fishery of the mud crab Scylla serrata (Forskal) in Moreton Bay, Queensland. Ph.D Thesis, University of Queensland.

Heasman, M.P. and Fielder, D.R., 1983. Laboratory spawning and mass larval rearing of the mangrove crab Scylla serrata, from first zoea to first crab stage. Aquaculture, 34: 303 - 326.

Heasman, M.P., Fielder, D.R. and Shepherd, R.K., 1985. Mating and spawning in the mud crab Scylla serrata (Forskål). Australian Journal of Marine and Freshwater Research, 36: 773 - 783. Hebert, N., Gagne, F., Cejka, P., Bouchard, B., Hausler, R., Cyr, D.G., Blaise, C. and Fournier, M., 2008. Effects of ozone, ultraviolet and peracetic acid disinfection of a primary treated municipal effluent on the immune system of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Comparative Biochemistry and Physiology, 148: 122 – 127. Hemdal, J.F., 1992. Reduction of ozone-oxidants in synthetic seawater by use of sodium thiosulfate. The Progressive Fish-Culturist, 54: 54 – 56.

Hill, B.J., 1978. Activity, track and speed of movement of the crab Scylla

serrata (Forskål) in an estuary. Marine Biology, 47: 135 - 141.

Hill, B.J., 1979. Biology of the crab Scylla serrata (Forskål) in the St Lucia system. Transactions of the Royal Society of South Africa, 44: 55 - 62.

Hill, B.J., 1980. Effects of temperature on feeding and activity in the crab

121

Scylla serrata. Marine Biology, 59: 189 – 192.

Hill, B.J., Williams, M.J. and Lee, C.P., 1982. Distribution of juvenile, subadult and adult Scylla serrata (Crustacea: Portunidae) on tidal flats in Australia. Marine Biology, 69: 117 - 120.

Hill, B.J., 1994. Offshore spawning by the portunid crab Scylla serrata

(Crustacea: Decapoda). Marine Biology, 120: 379 - 384.

Hyland, S.J., Hill, B.J. and Lee, C.P., 1984. Movement within and between different habitats by the portunid crab Scylla serrata. Marine Biology, 80: 57 – 61.

Holme, M.H., Southgate, P.C. and Zeng, C., 2006. Use of microbound diets for larval culture of the mud crab, Scylla serrata. Aquaculture, 257: 482 – 490.

Holme, M.H., Southgate, P.C. and Zeng, C., 2007a. Survival, development and growth response of mud crab, Scylla serrata, megalope fed semi-purified diets containing various fish oil:corn oil ratios. Aquaculture, 269: 427 – 435.

Holme, M.H., Zeng, C. and Southgate, P.C., 2007b. The effects of supplemental dietary cholesterol on growth, development and survival of mud crab, Scylla serrata, megalop fed semi-purified diets. Aquaculture, 261: 1328 – 1334.

Holme, M.H., Southgate, P.C. and Zeng, C. 2007c. Assessment of dietary lecithin and cholesterol requirements of mud crab, Scylla serrata, megalop using semi-purified microbound diets. Aquaculture Nutrition, 13: 413 – 423.

Hoigne, J., Bader, H., Haag, W.R. and Staehelin, J., 1985. Rate constants of reactions of ozone with organic and inorganic compounds in water- III –Inorganic compounds and radicals. Water Research, 19: 993 - 1004.

Hoigne, J. and Bader, H., 1983. Rate constants of reactions of ozone with organic and inorganic compounds in water. I. Non-dissociating organic compounds. Water Research, 17: 173 – 183.

Holmes-Farley, R., 2006. Ozone and the Reef Aquarium, Part 1: Chemistry and Biochemistry”. Reefkeep. Mag., 5(2): 1–21. Available at http:// cập: www.reefkeeping.com/issues/2006-03/rhf/index.php. Truy 16/04/2015

Ho, K.C. and Wong, Y.K., 2004. A Study on the Effectiveness of Ozone to Mitigate Harmful Algal Blooms. In: Hall, S (Editors). Harmful Algae Management and Mitigation, Asia Pacific Economic Cooperation, Singapore, 177–181.

122

Hofmann, R. and Andrews, R.C., 2001. Ammoniacal bromamines: A review of their influence on bromate formation during ozonation. Water Research, 35: 599 - 604.

Hudson, D.A. and Lester, R.J.G., 1994. Parasites and symbionts of wild mud in

(Forskal) of potential significance

crabs Scylla serrata aquaculture. Aquaculture, 120: 183 – 199.

(Crassostrea

Hutchinson, T.H., Hutchings, M.J. and Moore, K.W., 1997. A Review of the Effects of Bromate on Aquatic Organisms and Toxicity of Bromate gigas) Embryos. Ecotoxicology to Oyster Environment Safe, 38: 238–243.

Isono, R.S., Itoh, Y., Kinoshita, H. and Kido, K., 1993. Acute Toxicity of Ozone Produced Oxidants to Eggs and Larvae of Japanese Whiting Sillago japonica, Nippon Suisan Gakkaishi, 59(9): 1527–1533.

Jantrarotai. P., Praphaphan, T. and Suparp, P., 2004. Evaluation of Different Larval Feeds for Survival and Development of Early Stage Mud Crab (Scylla olivacea). Kasetsart Journal: Natural Science, 38 : 484 – 492.

Jarvis, P., Parsons, S.A. and Smith, R., 2007. Modeling Bromate Formation During Ozonation. Ozone: Science and Engineering: The Journal of the International Ozone Association, 29: 429 – 442

Jayasree, L., Janakiram, P. and Madhavi, R., 2001. Epibionts and parasites of Machrobrachium rosenbergii and Metapenaeus dobsoni from Gosthani estuary. Journal of Natural History, 35: 157-167. Jayamanne, S.C. and Jinadasa, J, 1991. Food and feeding habits of the mud crab Scylla serrata Forskal inhabiting the Negombo Lagoon in the west coast of Sri Lanka. Vidyodaya Journal of Science, 3 (2): 61 – 70.

Jiang, G., Liu, Y., Yang, D. and Lu, Y., 2001. The toxicity of ozonated seawater to the Penaeus chinensis and Paralichthys olivaceus. Marine Science, 25: 11 - 13.

Jithendran, K.P.M.,

Poornima, C., Balasubramanian,

P.

and Kulasekarapandian., 2010. Diseases of mud crabs (Scylla sp.): an overview. Indian Journal Fish, 57: 55 – 63.

Johnson, J.D. and Overby, R., 1971. Bromine and bromamine disinfection chemistry. Journal of the Sanitary Engineering Division, 97: 617 - 628.

Johnson, S.K., 1990. Handbook of Shrimp Diseases, Texas, Department of Wildlife and Fisheries Sciences, Texas A and M University. 23 pp. Jones, A.C., Gensemer, R.W., Stubblefield, W.A., Van Genderen, E.,

123

Dethloff, G.M. and Cooper, W.J., 2006. Toxicity of ozonated seawater to marine organisms. Environmental Toxicology and Chemistry, 25: 2683 - 2691.

Jones, R.R., 1987. Ozone depletion and cancer risk. The Lancet, 330: 443 -

446.

Jyamanna, S.C. and Jinadasa, J., 1993. Size at maturity and spawning periodicity of the mud crab Scylla serrata (Forskål) in the Negombo estuary. Journal of the Natural Scientific Council of Sri Lanka, 21: 141 - 152.

Jung, Y., Hong, E., Kwon, M. and Kang, J.W., 2017. A Kinetic study of ozone decay and bromine formation in saltwater ozonation: effect of temperature. Chemical Engineering O3 dose, salinity, pH and Journal, 312: 30-38.

Kannapiran. E., Ravindran, J., Chandrasekar, R. and Kalaiarasi, A., 2009. Studies on luminous, Vibrio harveyi associated with shrimp culture system rearing Penaeus monodon. Journal of Environmental Biology. 30:791-795.

Katzenelson, E. and Biedermann, N., 1976. Disinfection of viruses in

seawage by ozone. Water Research, 10: 629 - 631.

Keenan, C.P., Davie, P.J.F. and Mann, D.L., 1998. A revision of the genus (Crustacea: Decapoda: Brachyura:

Scylla de Hann, 1833 portunidae). The raffles bulletin of zoology, 46: 217 - 245. Keenan, C.P., 1999. Aquaculture of the mud crab, Genus Scylla - past, present and future. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 14 - 20.

flora associated with

Kenedy, B., Venugopala, M.N., Karunasagar, I. and Karunasagar, I., 2006. Bacteria the giant freshwater prawn Macrobrachium rosenbergii, in the hatchery system. Deparment of Fishery Microbiology, Karnataka veterinary, animal and Fisheries Sciences University, College of Fisheries, Mangalore – 575002, India.

Khadre, M.A., Yousef, A.E. and Kim, J.R., 2001. Microbiological aspects of ozone applications in food: a review. Journal of Food Science, 66 (9): 1242-1252.

Kobayashi, T., Takeuchi, T., Arai, D. and Sekiya, S., 2000. Suitable dietary levels of EPA and DHA for larval mud crab during Artemia feeding

124

period. Bulletin of the Japanese Society of Scientific Fisheries, 6: 1006 - 1013.

Kobayashi, T., Yotsumoto, H., Ozawa, T. and Kawahara, H., 1993. Closed circulatory system for mariculture using ozone. Ozone-Science Engineering, 15: 311 – 330.

Koolkalya, S., Thapanand, T., Tunkijjanujij, S., Havanont, V. and Jutagate, T., 2006. Aspects in spawning biology and migration of the mud crab Scylla olivacea in the Andaman Sea, Thailand. Fisheries Management and Ecology, 13: 391 – 397.

crab Scylla paramamosain when

challenged by

Kun, Y., Gong, J., Huang, C., Huang, H., Ye, H., Wang, G. and Zeng, C., 2015. Characterization of CCTα and evaluating its expression in the low mud temperatures alone and in combination with high and low salinity. Cell Stress Chaperones, 20(5): 853 – 864.

Kulmiye, A.J. and Mavuti, K.M., 2004. Growth and moulting of captive Panulirus homarus homarusin Kenya, Western Indian Ocean. New Zealand journal of Marine and Freshwater Research, 39 (3): 539 – 549.

Krasner, S.W., Sclimenti, M.J. and Coffey, B.M., 1993. Testing Biologically from Removing Aldehydes Formed During Active Filters Ozonation. Journal American Water Works Association. 85(5): 62– 71.

Krumins, V., Ebeling, J. and Wheaton, F., 2001. Part-day ozonation for nitrogen and organic carbon control in recirculating aquaculture systems. Aquacultural Engineering, 24: 231 - 241.

Kvingedal, R., Owens, L. and Jerry, D.R., 2006. A new parasite that infects eggs of the mud crab, Scylla serrata, in Australia. Journal Invertebr Pathol, 93: 54 - 59.

Kiernan, J.K., 1990. Histological and Histochemical Methods theory and

practice second edition. Pergamon Press plc. 433p.

Langlais, B., Reckhow, D.A. and Brink, D.R., 1991. Ozone in Water Treatment: Applications and Engineering, 13 February to 15 February 1991. American Water Works Association Research Foundation, Denver, USA: 11 - 132.

Lavilla-Pitogo, C.R., Baticados, M.C.L., CruzLacierda, E.R. and de la Pena, L.D., 1990. Occurrence of luminous bacterial diseases of Penaeus monodon larvae in the Philippines. Aquaculture, 91: 1-13. Lavilla-Pitogo, C. R., Marcial, H.S., Pedrajas, S.A.G., Quinitio, E.T. and Millamena, O.M., 2001. Problems associated with tank-held mud

125

crab (Scylla sp.) broodstock. Asian Fisheries Science, 14: 217 - 224. Lavilla-Pitogo, C.R. and de la Pena, L.D., 2004. Diseases in farmed mud crabs Scylla sp.: diagnosis, prevention and control. SEAFDEC Aquaculture Department. Iloilo. Philippines. 89 pp.

Lee, R., Lovatelli, A. and Ababouch, L., 2008. Water Treatment Methods. In: Lee, R., Lovatelli, A. and Ababouch, L (Editors). Bivalve Depuration: Fundamental and Practical Aspects. Rome: Food and Agriculture Organization of the United Nations. FAO Fisheries Technica Paper 511, 140 p.

Legube, B., Parinet, B., Gelinet, K., Berne, F. and Croue, J.P., 2004. Modeling of Bromate Formation by Ozonation of Surface Waters in Drinking Water Treatment. Water Research, 38: 2185–2195. Le Vay, L., 2001. Ecology and management of mud crab Scylla sp. Asian

Fisheries Science, 14: 101 - 112.

Le Vay, L., Ut, V.N. and Jones, D.A., 2001b. Seasonal abundance and recruitment in an estuarine population of mud crabs, Scylla paramamosain, in the Mekong Delta, Vietnam. Hydrobiologia, 449: 231 - 239.

Le Vay, L., Ut, V.N. and Walton, M.E.M., 2007b. Population dynamics in the mud crab Scylla paramamosain (Estampador) in a natural estuarine mangrove. Marine Biology, 151: 1127 – 1135.

Leano, E.M., 2002. Haliphthoros sp. from spawned eggs of captive mud

crab, Scylla serrata, broodstocks. Fungal Diversity, 9: 93 - 103.

Leynen, M., Duvivier, L., Girboux, P. and Ollevier, F., 1998. Toxicity of ozone to fish larvae and Daphnia magna. Ecotoxicology and Environmental Safety, 41: 176 - 179.

Lewis, D.H. and Leong, J.K., 1979. Use of ozone for crustacean disease prevention. Texas A and M University, College Station, Texas 77843. 12 pp

Liang, C., Wang, D., Chen, J., Zhu, L. and Yang, M., 2007. Kinetics analysis on the ozonation of MIB and geosmin. Ozone: Science and Engineering, 29: 185 - 189.

Lin, S.H. and Wu, C.L., 1996. Removal of nitrogenous compounds from aqueous solution by ozonation and ion exchange. Water Research, 30: 1851 -1857.

Liltved, H., Hektoen, H. and Efraimsen, H., 1995. Inactivation of bacterial and viral fish pathogens by ozonation or UV irradiation in water of different salinity. Aquacultural Engineering, 14: 107 - 122. Liltved, H., Vogelsang, C., Modahl, I. and Dannevig, B.H., 2006. High

126

resistance of fish pathogenic viruses to UV irradiation and ozonated seawater. Aquacultural Engineering, 34: 72 - 82.

Li, S., Zeng, C., Tang, H., Li, F., Wang, G., Cheng, Y. and Lin, Q 1999. Investigations into the reproductive and larval culture biology of the mud crab, Scylla paramamosain: a research overview. In: Keenan, C.P. and Blackshaw, A.W (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 121 - 124. Li, S., Zeng, C., Tang, H., Li, F., Wang, G., Cheng, Y. and Lin, Q., 1998. Nutritive requirements and metabolic mechanisms during larval development of mud crab Scylla serrata. Journal of Oceanography in Taiwan Strait, 17: 9 - 17.

Lightner, D.V., 1993. Diseases of penaeid shrimp. In: Mcvay, J.P (Editors), 1993. Crustacean Aquaculture. Boca Raton. USA. 544 pp Lio Po, G.D., Sanvictores, M.E.G., Baticados, M.C.L. and Lavilla, C.R., 1982. In vitro effect of fungicides on hyphal growth and sporogenesis of Lagenidium spp. isolated from Panaeus monodon larvae and Scylla serrata. Journal Fish Disease, 5: 97 - 112. Lio Po, G.D. and Sanvictores, E.G., 1986. Tolerance of Penaeus monodon to fungicides against Lagenidium sp. and

larvae

eggs and Haliphthoros philippinensis. Aquaculture, 51: 161 – 168.

Lira, C., Bolaños, J., Hernández, G. and Hernández, J., 2006. Umcaso de hipertrofi a bilateral de quelas em el cangrejo violinista Uca cumulanta (Decapoda: Ocypodidae). Revista de Biologia Tropical, 54(3): 117-119.

Logager, T., Holcman, J., Sehested, K. and Pederson, T., 1992. Oxidation of ferous-ions by ozone in acidic solutions. Inorg Chem, 31: 3523– 3529.

López-Greco, L.S., Bolaños, J., Rodríguez, E. and Hernández, G., 2001. Survival and molting of the pea crab larvae Tunicotheres moseri Rathbun, 1918 (Brachyura, Pinnotheridae), exposed to copper. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 40: 505- 510.

Lumasag, G. and Quinitio, E.T., 1998. Ingestion rate of mud crab (Scylla serrata) larvae after delayed feeding. Page 29 in Extended Abstracts: International forum on the culture of portunid crabs, Boracay, The Philippines, 1- 4 December 1998.

Lugo-Fernandez, A. and Roscigno, P.E., 1999. Environmental Assessment

127

of the Impact of Ozone to the Neuston of the Sea-Surface Microlayer of the Gulf of Mexico. Environmental Monitoring Assessment, 55(2): 319–346.

Luppi, T.A. and Spivak, E.D., 2007. Morphology of megalop and first crab of Cyrtograpsus angulatus, with comments on the presence of an anomalous fi rst crab stage in brachyuran crabs. Journal of Crustacean Biology, 27(1): 80-89.

Lê Quốc Việt, Trần Ngọc Hải, Võ Nam Sơn và Ngô Tuyết Hồng, 2015. Phân tích khía cạnh kỹ thuật và hiệu quả tài chính của mô hình nuôi tôm sú (Penaeus monodon) kết hợp với cua biển (Scylla paramamosain) ở huyện Năm Căn, Tỉnh Cà Mau. Tạp chí Khoa học Đại học Cần Thơ, 37: 89 – 96.

Lê Quốc Việt và Trần Ngọc Hải, 2016. Đánh giá khả năng thay thế Artemia Vĩnh Châu bằng Artemia Thái Lan trong ương ấu trùng cua biển (Scylla paramamosain). Tạp chí Khoa học Công nghệ Nông Nghiệp Việt Nam, 12 (73): 100 – 104.

Lâm Tâm Nguyên, 2010. Ảnh hưởng của kích cỡ cua mẹ (Scylla paramosain) lên sinh sản và chất lượng ấu trùng. Luận văn cao học. Khoa Thủy Sản – Trường Đại học Cần Thơ. 55 trang.

Mantellato F.L.M., O’Brien, J.J. and Alvarez, F., 2000. The first record of external abnormalities on abdomens of Callinectes ornatus (Portunidae) from Ubatuba Bay, Brazil. Nauplius, 8: 93–97. Marichamy, R. and Rajapackiam, S., 2001. The aquaculture of Scylla

species in India. Asian Fisheries Science. 14: 231 - 238.

Marichamy, R. and Rajapackiam, S., 1991. Experiments on larval rearing and seed production of the mud crab Scylla serrata (Forskål). In: Angell, C.A (Editors), 1991. Report of the seminar on mud crab culture and trade held at Surat Thani, Thailand, November 5 - 8, 1991. Bay of Bengal Programme, Madras, India: 135 - 142.

Maheswarudu, G.,

Josileen,

J., Nair, K.R.M., Arputharaj, M.R., Ramakrishnan, A., Vairamani, A., Mohan, S. and Palinichamy, S., 2007. Larval rearing of mud crab, Scylla tranquebarica (Fabricius, 1798) and feeding requirements of its Zoea1. Journal of the Marine Biological Association of India, 49: 41 – 46

Mann, D., Asakawa, T. and Blackshaw, A.W., 1999a. Performance of Mud crab Scylla serrata broodstock held at Bribie Island Aquaculture Research Centre. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24

128

April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 101 - 106.

Mann, D., Asakawa, T. and Pizzutto, M., 1999b. Development of a hatchery system for larvae of the mud crab Scylla serrata at the Bribie Island Aquaculture Research Center. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 153 – 158.

Marasigan, E.T., 1998. Mud crab (Scylla serrata) megalop nursery in fertilized hapa nets. Pages 41-42 in Extended Abstracts: International forum on the culture of Portunid crabs, Boracay, The Philippines, 1-4 December 1998.

(Editors). Advances

In: Flegel, T.W.

Matsumura, M., Migo, V.P., Balobalo, D., Young, H.K. and Albaladejo, J.D., 1998. Preservation of Water Quality in Shrimp Ponds by Ozone. in Shrimp Biotechnology, 13 – 15 november 1998. Chiengmai, Thailand.

Majumdar, S.B. and Sproul, O.J., 1974. Technical and economical aspects of wastewater and wastewater ozonation: a critical review. Water Research, 8: 253 – 260.

Martínez, S.B., Pérez-Parra, J. and Suay, R., 2011. Use of Ozone in Wastewater Treatment to Produce Water Suitable for Irrigation. Water Resour Manage, 25: 2109 – 2124.

Maclean, S.A., Longwell, A.C. and Blogoslawski, W.J., 1973. Effects of ozone-treated seawater, fertilized, meiotic, and cleaving eggs of the commercial American oyster. Mutation Research, 21: 283 – 285.

Matsuda, H. and Coauthors, F., 1992. Mutagenicity from ozonation of humic substances. Science of the Total Environment, 117: 521-529. Marhaba, T.F. and Bengraïne, K., 2003. Review of Strategies for Minimizing Bromate Formation Resulting from Drinking Water Ozonation. Clean Technology Environment Polocy, 5: 101–112.

McLoughlin, M.F., Nelson, R.T., Rowley, H.M., Cox, D.I. and Grant, A.N., 1996. Experimental pancreas disease in Atlantic salmon Salmo salar post-smolts induced by salmon pancreas disease virus (SPDV). Journal Deiseases of Aquatic Organisms, 26: 117– 124.

Meunpol, O., Lopinyosiri, K. and Menasveta, P., 2003. The effects of ozone and probiotics on the survival of black tiger shrimp (Penaeus monodon). Aquaculture, 220: 437 - 448.

Menasveta, P., 1980. Effect of Ozone Treatment on the Survival of Shrimp

129

Larvae Macrobrachium rosenbergii Reared in Closed Recirculating Water Systems. Journal of the World Aquaculture Society, 11: 73 – 78

Mezhoud, H., Chantziaras, I., Iguer-Ouada, M., Moula, N., Garmyn, A., Martel, A. and Boyen, F., 2016. Presence of antimicrobial resistance in coliform bacteria from hatching broiler eggs with emphasis on ESBL/AmpC producing bacteria. Avian Pathology, 45(4), 493–500 Mimura, G., Katayama, Y., Ji, X., Xie, J. and Namba, K., 1998. Acute Toxicity of Ozone-Exposed Seawater and Chlorinated Seawater for Japanese Flounder, Paralichthys olivaceus, Eggs, Larvae and Juveniles. Aquaculture science, 46: 569 - 578

term ammonia

toxicity

to

Miranda-Filho, K.C., Leaes Pinho, G.L., Wasielesy, W.J. and Bianchini, A., 2009. Long the pink-shrimp Farfantepeneaeus paulensis. Comparative Biochemistry and Physiology Part C ,150: 377-382.

Millamena, O.M. and Quinitio, E.T., 2000. The effects of diets on the reproductive performance of eyestalk ablated and intact mud crab Scylla serrata. Aquaculture, 181: 81-90.

Millamena, O.M. and Bangcaya, J.P., 2001. Reproductive Performance and Larval quality of pond raised Scylla serrata females fed various broodstock diets. Asian Fisheries Science, 14: 153 - 159. Middlemiss, K.L., Daniels, C.L., Urbina, M.A. and Wilson, R.W., 2015. Combined effects of UV irradiation, ozonation, and the probiotic Bacillus spp. on growth, survival, and general fitness in European lobster (Homarus gammarus). Aquaculture, 444: 99 – 107. Mirera, O.D., 2011. Trends in exploitation, development and management of artisanal mud crab (Scylla serrata Forsskal, 1775) fishery and small-scale culture in Kenya: An overview. Ocean and Coastal Management, 54: 844-855.

Moser, S.M., Macintosh, D.J., Prinpanapong, S. and Tongdee, M., 2002. Estimates of growth of the mud crab Scylla olivacea in the Ranong mangrove ecosystem, Thailand, based on a tagging and recapture study. Marine and Freshwater Research, 53: 1083 – 1089. Moksnes, P. O., Mirera, D.O., Emma Bjorkvik, E., Hamad, M.I., Mahudi, H.M., Nyqvist, D., Jiddawi, N. and Troell, M., 2014. Stepwise function of natural growth for Scylla serrata in East Africa: a valuable tool for assessing growth of mud crabs in aquaculture. Aquaculture Research, 46: 1-16.

Muñoz, F. and Von Sonntag, C., 2000. The reaction of ozone with tertiary

130

amines including the complexing agents nitrilo-triacetic acid (NTA) and ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) in aqueous solution. Journal of the Chemical Society, Perkin Trans, 2:2029–33. Muñoz, F., Mvula, E., Braslavsky, S.E. and Von Sonntag, C., 2001. Singlet dioxygen formation in ozone reactions in aqueous solution. Journal Chemical Society Perkin Trans, 2: 1109–1116.

Munro, P.D., Barbour, A. and Birkbeck, T.H., 1994. Comparison of the Gut Bacterial Flora of Starting Feeding Larval Turbot Reared under Different Conditions. Journal of Applied Bacteriology, 77 (5): 560 – 566.

Nakamura, K., Nakamura, M., Hatai, K. and Zafran, N., 1995. Lagenidium infection in eggs and larvae of mangrove crab (Scylla serrata) produced in Indonesia. Mycoscience, 36: 399 - 404.

Naylor, J.K., Taylor, E.W. and Bennett, D.B., 1999. Oxygen uptake of developing eggs of Cancer pagurus (Crustacea: Decapoda: Cancridae) and consequent behavior of the ovigerous females. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom, 79(2), pp. 305-315.

Nguyễn Lê Hoàng Yến, 2008. Nghiên cứu khả năng sử dụng ozon trong ương ấu trùng tôm sú (Penaeus monodon). Tạp chí khoa học, Trường Đại Học Cần Thơ: 133 – 142.

Nguyễn Cơ Thạch, 1998. Đặc điểm sinh học sinh sản và quy trình sản xuất cua giống loài Scylla paramamosain Estampardo 1949. Tuyển tập các công trình nghiên cứu khoa học công nghệ - trung tâm nghiên cứu thủy sản III: 227 – 266.

Nghia, T.T., Wille, M. and Sorgeloos, P., 2001a. Effects of light, eyestalk ablation and seasonal cycle on the reproductive performance of captive mud crab (Scylla paramamosain) Broodstock in the Mekong Delta, Vietnam. Pages 4-5 in Book of Abstracts: 2001 Workshop on Mud Crab Rearing, Ecology and Fisheries. Institute for Marine Aquaculture, Can Tho University, Vietnam, 8th - 10th January 2001. Nghia, T.T., Wille, M. and Sorgeloos, P., 2001b. Overview of larval rearing techniques for mud crab (Scylla paramamosain) with special attention to the nutritional aspects in the Mekong Delta, Vietnam. Page 13 in Book of Abstracts: 2001 Workshop on Mud Crab Rearing, Ecology and Fisheries. Institute for Marine Aquaculture, Can Tho University, Vietnam, 8th - 10th January 2001.

Nghia, T.T., Wille, M., Binh, T.C., Thanh, H.P., Danh, N.V. and Sorgeloos, P., 2007a. Improved techniques for rearing mud crab Scylla

131

paramamosain (Estampador 1949) larvae. Aquaculture Research, 38: 1539 – 1553

Nghia, T.T., Wille, M., Vandendriessche, S., Vinh, Q.T. and Sorgeloos, P., 2007b. Influence of highly unsaturated fatty acids in live food on larviculture of mud crab Scylla paramamosain (Estampador 1949). Aquaculture Research, 38: 1512 - 1528.

Nurdiani, R. and Zeng, C., 2007. Effects of temperature and salinity on the survival and development of mud crab, Scylla serrata (Forsskål), larvae. Aquaculture Research, 38: 1529 – 1538.

Nunes, A.J.P. and Martins, P.C., 2002. Avaliando o estado de Saúde de Camarões Marinhos na Engorda. Panorama da Aqüicultura, 12(72): 23-33.

Ong, K.S., 1966, Observation of the postlarval life history of Scylla serrata laboratory. Malaysian Agricultural

reared

the

in

Forskal Agricultural Journal, 45: 429 – 443.

Oakes, D., Cooley, P., Edwards, L.L., Hirsch, R.W. and Miller, V.G., 1979. Ozone disinfection of fish hatchery wastes: pilot plant results, prototype design and control considerations. Proceedings of the World Mariculture Society, 10: 854 - 870.

Otte, G. and Rosenthal, H., 1979. Management of a closed brackish water system for high density fish culture by biological and chemical treatment. Aquaculture, 18: 169 - 181.

Overton, J.L. and Macintosh, D.J., 1997. Mud crab culture: Prospects for the small-scale Asian farmer. Infofish International, 5: 26 – 28. Overstreet, R.M., 1973. Parasites of some penaeid shrimp with emphasis on

reared hosts. Aquaculture, 2: 105-140.

Ozawa, T., Yotsumoto, H., Sasaki, T. and Nakayama, S., 1991. Ozonation of seawater – Applicability of ozone for recycled hatchery cultivation. Ozone: Science and Engineering, 13: 697 - 710.

Park, J., Kim, P.K., Lim, T. and Daniels, H.V., 2013. Ozonation in seawater recirculating systems for black sea bream Acanthopagrus schlegelii (Bleeker): Effects on solids, bacteria, water clarity, and color. Aquacultural Engineering, 55: 1 – 8.

Parado-Estepa, F.D. and Quinitio, E., 1998. Use of different water treatment schemes during larval rearing of Scylla serrata: effect of chlorination, aging and antibiotics. Page 62 in Extended Abstracts: International forum on the culture of Portunid crabs, Boracay, Philippines, 1-4 December 1998.

Parado-Estepa, F.D. and Quinitio, E.T., 1999. Larval survival and megalop

132

production of Scylla sp. at different salinities. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 174 - 177.

Parado-Estepa, D.F. and Millamena, M.O., 2001. Culture of Scylla serrata megalops in brackishwater ponds. Asian Fisheries Science, 14: 185– 189.

Parra, G. and Yu, M., 2002. Tolerance response to water pH in larvae of two marine fish species, gilthead seabream, Sparus aurata (L.) and Senegal sole, Solea senegalensis (Kaup), during development. Aquaculture, 747–752.

Paller, M.H. and Heidinger, R.C., 1979. The toxicity of ozone to the bluegill. Journal of Environmental Science and Health, 14: 169-193. Parkes, L., Quinitio, E.T. and Le Vay, L., 2011. Phenotypic differences between hatchery-reared and wild mudcrabs Scylla serrata and effects of conditioning. Aquaculture International, 19: 361-380.

during

to Antibiotics

Larval

the

Pates, Jr. G.S., Quinitio, E.T., Quinitio, G.F. and Parado-Estepa, F.D., 2016. Morphological Deformities in Mud Crab Scylla serrata Juveniles Stage. Exposed http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/are.13046/abstract Peñaflorida, V.D., 2004. Amino acid profiles in the midgut, ovary, developing eggs and zoea of the mud crab, Scylla serrata. The Israeli Journal of Aquaculture – Bamidgeh, 56: 111 - 123. Pinkernell, U. and Von Gunten, U., 2001. Bromate minimization during ozonation: Mechanistic considerations. Environmental Science and Technology, 35: 2525 - 2531.

Prasad, P.N. and Neelakantan, B., 1989. Fecundity of the mud crab, Scylla

serrata. Mahasagar, 22: 23 – 28.

Poovichiranon, S., 1992. Biological studies of the mud crab Scylla serrata (Forskal) of the mangrove ecosystem in the Andaman Sea. In: Angell, C.A (Editors), 1991. Report of the seminar on mud crab culture and trade held at Surat Thani, Thailand, November 5 - 8, 1991. Bay of Bengal Programme, Madras, India: 49 - 59.

in a

Powell, A., Chingombe, P., Lupatsch, I., Shields, R.J. and Lloyd, R., 2015. The effect of ozone on water quality and survival of turbot (Psetta recirculating aquaculture system. maxima) maintained Aquacultural Engineering, 64: 20– 24.

Phạm Thị Tuyết Ngân, Vũ Ngọc Út, Trương Trọng Nghĩa, Trần Thị Thanh

133

Hiền, Tô Công Tâm, Quách Thế Vinh và Phạm Trần Nguyên Thảo, 2005. Ảnh hưởng của chế độ dinh dưỡng lên chất lượng bố mẹ và ấu trùng cua biển (Scylla paramamosain). Đề tài cấp bộ (Mã số đề tài: B2003-31-52). Khoa Thủy sản. Đại học Cần Thơ.

Phạm Thị Tuyết Ngân, Tô Công Tâm và Phạm Trần Nguyên Thảo, 2006. Thay đổi mô học và thành phần chất béo, acid béo của buồng trứng cua biển (Scylla paramamosain). Tạp chí Khoa học Trường Đại học Cần Thơ, Số chuyên đề thủy sản, 200 – 208.

Phạm Văn Quyết và Trương Trọng Nghĩa, 2010. Đặc điểm sinh sản của cua biển Scylla paramamosain tự nhiên và nuôi trong ao. Tạp chí khoa học trường Đại học Cần Thơ, 16a: 90 – 96.

Quinn, N.J. and Kojis, B.L., 1987. Reproductive biology of Scylla sp. (Crustacea: Portunidae) from the Labu Estuary in Papua New Guinea. Bulletin of Marine Science, 41: 234 - 241.

Quinitio, E.T., Parado-Estepa, F.D., Millamena, O.M., Rodríguez, E. and Borlongan, E., 2001. Seed production of mud crab Scylla serrata juveniles. Asian Fisheries Science, 14: 161 - 174.

Quinitio, E.T., Parado-Estepa, F.D. and Alava, V., 1999. Development of hatchery techniques for the mud crab Scylla serrata (Forskål): Comparison of feeding schemes. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 125 - 130.

Quinitio, E.T., 2004. Mud crab hatchery and grow-out status in the Philippines. In: Allan, G. and D. Fielder (Editors), 2004. Mud Crab Aquaculture in Australia and Southeast Asia. Proceedings of the ACIAR Crab Aquaculture Scoping Study and Workshop 28–29 April 2003, Joondooburri Conference Centre, Bribie Island, Australia: 53 – 56.

Quinitio, E. T., Rodriguez, M.E.M. and Parado‐Estepa, F.D., 2009. Nursery and grow-out of mud crab. In: Publications Review Committee (Editors), 2009. Training Handbook on Rural Aquaculture Publications. Iloilo, Philippines: SEAFDEC/AQD: 86 – 95.

Qiao, Z., Wang, J., Yu, Z. and Ma, L., 2010. The novel hatchery facilities based on main effect factors of seedling rearing of mud crab (Scylla spp.) in China. J. Life Sci. 4:36–42.

134

Radjasa, O.K., Urakawa, H., Kita-Tsukamoto, K. and Ohwada, K., 2001. Characterization of psychrotrophic bacteria in the surface and deep- sea waters from the Northwestern Pacific Ocean based on 16S ribosomal DNA analysis. Marine Biotechnology, 3:454-462. Rabbani, A.G. and Zeng, C., 2005. Effects of tank colour on larval survival and development of mud crab Scylla serrata (Forskål). Aquaculture Research, 36: 1112-1119.

Ritola, O., Lyytikäinen, T., Pylkkö, P., Mölsä, H. and Lindström-Seppä, P., 2000. Glutathione dependant defence system and monooxygenase enzyme activities in Arctic charr Salvelinus alpinus exposed to ozone. Aquaculture, 185: 219 - 233.

Richardson, L.B., Burton, D.T., Block, R.M. and Stavola, A.M., 1983. Lethal and sublethal exposure and recovery effects of ozone- produced oxidants on adult white perch (Morone americana Gmelin). Water Research, 17: 205-213.

Richardson, L.B., Burton, D.T., Helz, G.R. and Roderick, J.C., 1981. Residual Oxidant Decay and Bromate Formation in Chlorinated and Ozonated Seawater. Water Research, 15: 1067–1074.

Ritar, A.J., Smith, G.G. and Thomas, C.W., 2006. Ozonation of Seawater Improves the Survival of Larval Southern Rock Lobster, Jasus edwardsii, in Culture from Egg to Juvenile. Aquaculture, 261: 1014–1025.

Reid, B. and Arnold, C.R., 1992. The intensive culture of the penaeid shrimp Litopenaeus vannamei Boone in a recirculating raceway system. Journal of the World Aquaculture Society, 23: 146 –153.

Reid, B. and Arnold, C.R., 1994. Use of ozone for water treatment in raceway systems. The Progressive Fish-

recirculating-water Culturist, 56: 47 - 50.

Reiser, S., Schroeder, J.P., Wuertz, S., Kloas, K. and Hanel, R., 2010. Histological and physiological alterations in juvenile turbot (Psetta maxima, L.) exposed to sublethal concentrations of ozone-produced oxidants in ozonated seawater. Aquaculture, 307: 157 – 164. Reuter, J. and Johnson, R., 1995. The use of ozone to improve solids removal during disinfection. Aquacultural Engineering, 14: 123 – 141.

Robertson, W.D., 1989. Factors affecting catches of the crab Scylla serrata (Foskal) (Decapoda: Portunidae) in Baited Traps: Soak time, time of day and accessibility of the bait. Estuarine, coastal and Shelf Science, 29: 161 - 170.

135

Robertson, W.D. and Kruger, A., 1994. Size at Maturity, Mating and Spawning in the Portunid Crab Scylla serrata (Forskål) in Natal. South Africa. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 39: 185 – 200. Rodrígez, E.M., Quinitio, F.D., Parado-Estepa, F.D. and Millamena, O.M., 1998. Culture of mud crab megalope in brackish water ponds. Pages 39-40 in Extended Abstracts. International Forum on the Culture of Portunid Crabs. Boracay, The Philippines December 1-4, 1998.

Rodríguez, E.M., Quinitio, F.D., Parado-Estepa, F.D. and Millamena, O.M., 2001. Culture of Scylla serrata megalops in Brackishwater ponds. Asian Fisheries Science, 14: 185 - 189.

Rodríguez, E.M., Triño, A. and Minagawa, M., 2003. Diet and harvesting regimen for the production of mud crab Scylla olivacea in brackish water ponds. Fisheries Science, 69: 37 - 42.

Rosenthal, H. and Otte, G., 1979. Ozonation in an intensive fish culture

recycling system. Ozone: Science and Engineering, 1: 319 - 327.

Rueter, J. and Johnson, R., 1995. The use of ozone to improve solids removal during disinfection . Aquacultural Engineering, 14: 123 - 141.

Ruscoe, I.M., Williams, G.R. and Shelley, C.C., 2004. Limiting the use of rotifers to the first zoeal stage in mud crab (Scylla serrata Forska ˚l) larval rearing. Aquaculture, 231: 517 – 527.

Samuel, N.J. and Soundarapandian, P., 2010. Embryology of commercially important portunid crab Scylla serrata (Forskal). Current Research Journal of Biological Sciences, 2(1), 35-37.

the anti-parasitic drug

Samuelesen, O.B., Lunestad, B.T., Farestveit, E., Grefsrud, E.S., Hannisdal, R., Holmelid, B., Tjensvoll, T. and Agnalt, A.L., 2014. Mortality and deformities in European lobster (Homarus gammarus) juveniles teflubenzuron. Aquatic to exposed Toxicology, 149: 8 – 15.

Scolding, J.W.S., Powell, A., Boothroyd, D.P. and Shields, R.J., 2012. The effect of ozonation on the survival, growth and microbiology of the European lobster (Homarus gammarus). Aquaculture, 364 – 365: 217- 223.

Subba, B.R., 2004. Anomalies in bighead carp Aristichthys nobilis and African catfish Clarias gariepinus in Biratnagar, Nepal. Our Nature, 64: 53-58.

Summerfelt, S.T., Hankins, J.A., Weber, A. and Durant, M.D., 1997. Ozonation of a recirculating rainbow trout culture system: II.

136

Effects on microscreen filtration and water quality. Aquaculture, 158: 57 – 67.

requirements

Summerfelt, S.T., Sharrer, M.J., Tsukuda, S.M. and Gearhart, M., 2009. full-flowdisinfection of for achieving Process recirculatingwater using ozonation and UV irradiation. Aquaculture Engineering. 40: 17 – 27.

Summerfelt, S.T., 2003. Ozonationand UV irradiation—anintroductionand examples of current applications. Aquacultural Engineering, 28: 21 – 36.

Summerfelt, S.T., Sharrer, M.J., Hollis, J., Gleasona, L.E. and Summerfelt, S.R., 2004. Dissolved ozone destruction using ultraviolet irradiation system. Aquacultural salmonid culture recirculating in a Engineering, 32: 209 – 223.

Summerfelt, S.T., Bebak-Williams, J., Fletcher, J., Carta, A. and Creaser, D., 2008. Description of the surfacewater filtration and ozone treatment systemat the Northeast Fishery Center. In: Amaral, S.V., D. Mathur. and E.P. Taft (Editors), Advances in Fisheries Bioengineering. American Fisheries Society, Symposium61, Bethesda,MD, pp. 97– 121.

Summerfelt, S.T. and Hochheimer, J.N., 1997. Review of ozone processes and applications as an oxidizing agent in aquaculture. Progressive Fish-Culturist, 59: 94 - 105.

from

Sugita, H., Asai, T., Hayashi, K., Mitsuya, T., Amanuma, K., Maruyama, C. and Deguchi, Y., 1992. Application of ozone disinfection to remove Enterococcus seriolicida, Pasteurella piscicida, and Vibrio and Environmental seawater. Applied anguillarum Microbiology, 58: 4072 -4075.

Sugita, H., Mita, J. and Deguchi, Y., 1995. Effect of ozone treatment on

amylases in seawater. Aquaculture, 141: 77 – 82.

Suantika, G., Dhert, P., Rombaut, G., Vandenberghe, J., De Wolf, T. and Sorgeloos, P., 2001. The use of ozone in a high density recirculation system for rotifers. Aquaculture, 201: 35–49.

Sun, Y.X., Wu, Q.Y., Hu, H.Y. and Tian, J., 2009. Effect of ammonia on the formation of THMs and HAAs in secondary effluent chlorination. Chemosphere, 76: 631 - 637.

Suantika, G., Dhert, P., Rombaut, G., Vandenberghe, J.,De Wolf, T. and Sorgeloos, P., 2001. The use of ozone in a high density recirculation system for rotifers. Aquaculture, 201: 35 – 49

Suwanto, A., Yuhana, M., Herawati, E. and Angka, S.L., 1998. Genetic

137

diversity of luminous Vibrio isolated from shrimp larvae. In: Flegel (Editors), 1998. Advances in Shrimp Biotechnology. National Center for Genetic Engineering and Biotechnology, Bangkok: 217- 224.

Sellars, M.J., Coman, G.J. and Morehead, D.T., 2005. Tolerance of Penaeus japonicus embryos to ozone disinfection. Aquaculture, 245: 111 – 119.

Schneider, K.R., Steslow, F.S., Sierra, F.S., Rodrick, G.E. and Noss, C.I., 1990. Ozone disinfection of Vibrio vulnificus in artifical seawater. Ozone: Science and Engineering, 12: 423 - 436.

Schroeder, J.P., Gärtner, A., Waller, U. and Hanel, R., 2010. The toxicity of ozone-produced oxidants to the Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei. Aquaculture, 305: 6 – 11.

Sharrer, M.J. and Summerfelt, S.T., 2007. Ozonation followed by ultraviolet irradiation provides effective bacteria inactivation in a freshwater recirculating system. Aquaculture Engineering, 37: 180 – 191.

Shelley, C. and Lovatell, A., 2011. Mud crab aquaculture. Fao fisheries and aquaculture technical paper 567. FAO Fisheries and Aquaculture Department Rome, Italy.

Staehelin, J. and Hoignè, J., 1985. Decomposition of ozone in water in the presence of organic solutes acting as promoters and inhibitors of radical chain reaction. Environmental Science and Technology, 19: 1206 - 1213.

Singer, P.C. and Zilli, W.B., 1975. Ozonation of ammonia in wastewater.

Water Research, 9: 127 - 134.

Schuur, A.M., 2003. Evaluation of Biosecurity Applications for Intensive

Shrimp Farming. Aquaculture Engineering, 28: 3 – 20.

Sengco, M., 2009. Mitigation of Effects of Harmful Algal Blooms. In: Shumway, S.E. and G.E. Rodrick (Editors). Shelfish Safety and Quality, Boca Raton, FL (USA): Woodhead Publishing Ltd. and CRC Press LLC, 175–199.

Schneider, K.R., Pierce, R.H. and Rodrick, G.E., 2003. The Degradation of Karenia brevis Toxins Utilizing Ozonated Seawater. Harmful Algae, 2: 101–107

Sohn, J., Amy, G., Cho, J., Lee, Y. and Yoon, Y., 2004. Disinfectant Decay and Disinfection By-Products Formation Model Development: Chlorination And Ozonation By-Products. Water Research, 38: 2461–2478.

Stewart, M.E., Blogoslawski, W.J., Hsu, R.Y. and Helz, G.R., 1979. By-

138

products of Oxidative Biocides: Toxicity to Oyster Larvae. Marine Pollution Bulletin, 10(6): 166–169.

Tanaka, J. and Matsumura, M., 2003. Application of ozone treatment for ammonia removal in spent brine. Advances in Environmental Research, 7: 835 – 845.

Tan, E.S.P., 1999. Malaysian Crab research. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 25 - 26.

Takeuchi, T., Kobayashi, T., Shimizu, T. and Sekiya, S., 2000. The necessity and suitable feeding schedule of Artemia nauplii for larval mud crab. Bulletin of the Japanese Society of Scientific Fisheries, 66: 984 - 992.

Tạ Văn Phương, 2006. Ứng dụng ozon xử lý nước và vi khuẩn Vibrio sp. trong bể ương ấu trùng tôm sú. Tạp chí khoa học. Trường Đại Học Cần Thơ. 25 – 33

Tango, M.S. and Gagnon, G.A., 2003. Impact of ozonation on water quality in marine recirculation systems. Aquacultural Engineering, 29: 125 – 137.

Thạch Thanh, Trương Trọng Nghĩa, Nguyễn Thanh Phương, 1999. Cải tiến và nâng cao hiệu quả sản xuất giống Tôm sú (Penaeus monodon) trong hệ thống lọc sinh học. Tuyển tập công trình nghiên cứu khoa học Nông nghiệp phần II, Đại Học Cần Thơ: 185 – 190.

Thomas, M., Ajmalkhan, S., Sriraman, K. and Damodaran, R., 1987. Age and growth of three estuarine portunid crabs Scylla serrata, S. serrata serrata and Thalamita crenata. Journal of the Marine Biological Association of India, 29 (1-2): 154-157.

Tipping, J.M., 1988. Ozone control of Ceratomyxosis: Survival and growth benefits to steelhead and cutthroat trout. The Progressive Fish- Culturist, 50: 202 - 210.

Toledo, J. D., Quinitio, E.T. and Pedajas, S.A., 1998. Feeding performance of early mud crab Scylla serrata larvae reared on mixed zooplankton. Page 61 in Extended Abstracts: International forum on the culture of portunid crabs, Boracay, The Philippines, 1-4 December 1998.

Tolomei, A., Burke, C., Crear, B. and Carson, J., 2004. Bacterial Decontamination of On-grown Artemia. Aquaculture, 232: 357– 371.

139

Triño, A.T., Millamena, O.M. and Keenan, C.P., 1999. Monosex culture of the mud crab Scylla serrata at three stocking densities with Gracilaria as crab shelter. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 61 - 65.

Triño, T.A. and Rodriguez, M.E., 2002. Pen culture of mud crab Scylla serrata in tidal flats reforested with mangrove trees. Aquaculture, 211: 125 - 134.

Trần Ngọc Hải, Anuar Hassan và Noor Azhar Shazili., 2002. Một số vấn đề trong nuôi vỗ và sinh sản cua biển (Scylla sp.). Tạp chí Khoa học Đại học Cần Thơ, 4: 236 – 241.

Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2004. Giáo trình kỹ thuật sản

xuất và nuôi giáp xác. Khoa Thủy sản. Đại Học Cần Thơ. 94 trang

Trần Ngọc Hải và Nguyễn Thanh Phương, 2009. Hiện trạng kỹ thuật và hiệu quả kinh tế của các trại sản xuất giống cua biển ở Đồng bằng sông Cữu long. Tạp chí khoa học Trường Đại học Cần Thơ, 12: 279 – 288.

Trần Ngọc Hải, 2017. Nguyên lý và kỹ thuật nuôi cua biển. Nhà xuất bản

Nông Nghiệp. 138 trang.

Trần Ngọc Hải và Lê Quốc Việt, 2017. Đánh giá khả năng thay thế Artemia bằng thức ăn nhân tạo trong ương ấu trùng cua biển (Scylla paramamosain). Tạp chí Khoa học Trường Đại học Cần Thơ, 49(B): 122 – 127.

Trần Minh Nhứt, Trần An Xuyên và Trần Ngọc Hải, 2010. Ương ấu trùng cua biển (Scylla paramamosain) theo hai giai đoạn Zoea1 –Zoea5 và Zoea5 – Cua1 với các mật độ và chế độ cho ăn khác nhau. Tạp chí khoa học Trường Đại Học Cần Thơ.

Trần Thị Kiều Trang, Trần Công Bình và Trương Quốc Phú, 2006. Xác định nồng độ Ozon thích hợp cho từng giai đoạn ấu trùng và hậu ấu trùng tôm sú (Penaeus monodon). Tạp chí khoa học. Trường Đại Học Cần Thơ. 241 – 249

Trần Thế Mưu và Vũ Văn Sáng, 2016. Nghiên cứu tác nhân gây bệnh phát sáng do vi khuẩn Vibrio harveyi trên ấu trùng và giống cua biển (Scylla serrata) trong trại sản xuất giống. Tạp chí khoa học và công nghệ biển, 16 (2): 214 – 219.

Ut, N.V., 2002. Assessment of the feasibility of stock enhancement of mud crabs, Scylla paramamosain, in the Mekong Delta, Vietnam. PhD

140

thesis, University of Wales, 288p.

Ut, N.V., Le Vay, L., Nghia, T.T. and Hanh, T.T.H., 2007. Development of nursery culture techniques for the mud crab Scylla paramamosain (Estampador). Aquaculture Research, 38: 1563–1568.

Unniyampurath, U. and Rajain, P., 2010. Dietary protein requirement of giant mud crab Scylla serrata juveniles fed isoenergetic for mulated diets having graded protein levels. Aquaculture Research, 41: 278 - 294.

Verhoef, G.D. and Austin, C.M., 1999. Combined effects of temperature and density on the growth and survival of juveniles of the Australian freshwater crayfish, Cherax destructor Clark, Part 1. Aquaculture, 170: 37–47.

Von Gunten, U., 2003. Ozonation of drinking water: Part I. Oxidation

kinetics and product formation. Water Research, 37: 1443 - 1467.

Von Gunten, U. and Hoigne, G., 1994. Bromate formation during ozonation of bromide-containing waters: Interaction of ozone and hydroxyl radical reactions. Environmental Science and Technology, 28: 1234 - 1242.

Von Gunten, U. and Zobrist, J., 1993. Biogeochemical changes in ground infiltration systems: column studies. Geochimica et

water Cosmochimica Acta, 57: 3895–3906.

Von Sonntag, C. and Schuchmann, H.P., 1991. The Elucidation of Peroxyl Radical Reactions in Aqueous Solution with the Help of Radiation- Chemical Methods. Angewandte Chemie International Edition in English, 30: 1229 – 1253.

Vũ Ngọc Út và Lê Văn Liêm, 2004. So sánh và đánh giá chất lượng cua nhân tạo với cua tự nhiên Scylla paramamosain. Tạp chí Khoa học, Đại học Cần Thơ

Warner, G.F., 1977. The Biology of Crab. Eleck Science, London. 202 p. Walton, M.E.M., Le Vay, L., Lebata, J.H. and Binas, J., 2006a. Seasonal abundance, distribution and recruitment of mud crabs (Scylla sp.) in replanted mangroves. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 66: 493 – 500.

Walton, M.E.M., Le Vay, L., Truong, L.M. and Ut, V.N., 2006b. Significance of mangrove-mudflat boundaries as nursery grounds for the mud crab, Scylla paramamosain. Marine Biology, 149: 1199 – 1207.

Wajon, J.E. and Morris, J.C., 1982. Rates of Formation of N-Bromoamines

in Aqueous Solution. Inorganic Chemistry, 21(12): 4258–4263.

141

Wedemeyer, G.A., 1996. Physiology of fish

in

intensive culture.

International Thompson Publishers, New York. 232 pp

Westerhoff, P., Nalinakumari, B. and Peng, P., 2006. Kinetics of MIB and geosmin oxidation during ozonation. Ozone: Science and Engineering, 28: 277 - 286.

Weinberg, H.S., Glaze, W.H., Krasner, S.W. and Sclimenti, M.J., 1993. Formation and Removal Aldehydes in Plants That Use Ozonation. Journal American Water Works Association. 85(5): 72-85 Wedemeyer, G.A., Nelson, N.C. and Yasutake, W.T., 1979. Physiological and biochemical aspects of ozone toxicity to rainbow trout (Salmo gairdneri). Journal of the Fisheries Research Board of Canada, 36: 605 - 614.

Wietz, M., Hall, M.R. and Høj, L., 2009. Effects of seawater ozonation on biofilm development in aquaculture tanks. Systematic and Applied Microbiology, 32: 266 – 277.

Williams, R.C., Hughes, S.G. and Rumsey, G.L., 1982. Use of ozone in a water reuse system for salmonids. The Progressive Fish-Culturist, 44: 102 - 105.

Williams, R.C., Hughes, S.G. and Rumsey, G.L., 1982. Use of ozone in a water reuse system for salmonids. Progressive Fish-Culturist, 44: 102 - 105.

megalope. Pages 31-32

Williams, G.R., Wood, J. and Dalliston, B., 1998. A reliable small scale culture method for the production of mud crab (Scylla serrata, Forskål) in Extended Abstracts: International forum on the culture of Portunid crabs, Boracay, The Philippines, 1-4 December 1998.

Williams, G.R., Wood, J., Dallison, B., Shelley, C.C. and Kuo, C.M., 1999. Mud crab (Scylla serrata) megalope larvae exhibit high survival rates on Artemia based diets. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 131 - 140.

Wilczak, A., Howe, E.W., Aieta, E.M. and Lee, R.G., 1992. How preoxidation affects particle removal during clarification and filtration. American Water Works Association Journal, 84: 85 - 94.

Wu, H.X. and Feng, M.G., 2004. Mass mortality of larval Eriocheir sinensis (Decapoda: Grapsidae) population bred under facility conditions: Possible role of Zoothamnium sp. (Peritrichida: Vorticellidae)

142

Epiphyte. Journal of invertebrate pathology, 86 (1-2): 59-60. Yang, M., Uesugi, K. and Myoga, H., 1999. Ammonia removal in bubble column by ozonation in the presence of bromide. Water Research, 33: 1911 – 1917.

Yoshimura, K., Kitajima, C., Miyamoto, Y. and Kishimoto, G., 1994. Factor Inhibiting Growth Of The Rotifer Brachionus Plicatilis in High Density Cultivation By Feeding Condensed Chlorella. Nippon Suisan Gakkaishi, 60: 207–213.

Yuan, Q., Wang, Q., Zhang, T., Li, Z. and Liu, J., 2017. Effects of water temperature on growth, feeding and molting of juvenile Chinese mitten crab Eriocheir sinensis. Aquaculture, 468: 169–174. Zeng, C. and Li, S., 1999. Effects of density and different combinations of diets on survival, development, dry weight and chemical composition of larvae of the mud crab Scylla paramamosain. In: Keenan, C.P. and A.W. Blackshaw (Editors), 1999. Mud crab Aquaculture and Biology. Proceedings of an International Scientific Forum held in Darwin, Australia, 21 - 24 April 1997. ACIAR proceedings No. 78. Watson Ferguson and Company, Brisbane, Australia: 159 - 166.

Zeng, C. and Li, S., 1992. Effects of temperature on survival and development

of the larvae of Scylla serrata. Shuichan Xuebao, 16: 213 – 221.

Ziskowski, J., Spallone, R., Karareiko, D., Robohm, R., Calabrese, A. and Pereira, J., 1996. Shell disease in American lobster (Homarus americanus) in the offshore, northwest-Atlantic region around 106- mile sewage-sludge disposal site. Journal of Marine Environmental Engineering, 3: 247-271

Zou, E. and Fingerman, M., 2000. External features of an intersex fiddler (Decapoda, Brachyura).

(Bosc, 1802)

crab, Uca pugilator Crustaceana, 73(4): 417-423.

143

PHỤ LỤC B: Thí nghiệm ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian xử lý đến tỷ lệ sống trứng cua biển Scylla paramamosain B1. Độ dày vỏ trứng ảnh hưởng bởi các nồng độ khác nhau trong cùng một khoảng thời gian

Tests of Between-Subjects Effects

Dependent Variable: VAR00003

Type III Sum of Squares Source Corrected Model df 72.698a 17 Mean Square 4,276 F 40,037 Partial Eta Square d 0,950

Intercept 664,443 0,994 1

VAR00002 4,768 664,44 3 2,384 6220,73 2 22,318 0,554 2

VAR00001 65,951 13,190 123,491 0,945 5

0,198 1,853 1,979 10 0,340 Sig. 0,00 0 0,00 0 0,00 0 0,00 0 0,08 6 0,107

3,845 36 740,987 54 76,543 53

VAR00002 * VAR00001 Error Total Corrected Total a. R Squared = .950 (Adjusted R Squared = .926)

Estimated Marginal Means

1. VAR00001

VAR00003 Dependent Variable:

95% Confidence Interval

Upper Bound Mean Std. Error

4,901 4,536 3,914 3,418 2,591 1,687 0,109 0,109 0,109 0,109 0,109 0,109 Lower Bound 4,680 4,315 3,694 3,197 2,370 1,466 5,122 4,756 4,135 3,639 2,812 1,908 VAR00001 .00 .10 .20 .30 .40 .50

2. VAR00002 * VAR00001

VAR00003 Dependent Variable:

95% Confidence Interval

Mean Std. Error Lower Upper VAR00002

144

Bound Bound

30.00

60.00

120.00

.00 .10 .20 .30 .40 .50 .00 .10 .20 .30 .40 .50 .00 .10 .20 .30 .40 .50 4,773 4,843 4,350 3,773 2,967 2,370 5,307 4,537 3,863 3,320 2,577 1,723 4,623 4,227 3,530 3,160 2,230 0,967 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 0,189 5,156 5,226 4,733 4,156 3,349 2,753 5,689 4,919 4,246 3,703 2,959 2,106 5,006 4,609 3,913 3,543 2,613 1,349 4,391 4,461 3,967 3,391 2,584 1,987 4,924 4,154 3,481 2,937 2,194 1,341 4,241 3,844 3,147 2,777 1,847 0,584

Post Hoc Tests

VAR00002

Multiple Comparisons

VAR00003 Dependent Variable:

95% Confidence Interval

Upper Bound (I) VAR00002 LSD 30.00 60.00 Std. Error Sig. 0,10894 0,011 Lower Bound 0,0707 0,5126

120.00 0,10894 0,000 0,5024 0,9443

60.00 30.00 0,10894 0,011 -0,5126 -0,0707

120.00 0,10894 0,000 0,2107 0,6526

120.00 30.00 0,10894 0,000 -0,9443 -0,5024

Mean Difference (I-J) .2917* .7233* -.2917* .4317* -.7233* -.4317* 60.00 0,10894 0,000 -0,6526 -0,2107

Based on observed means. The error term is Mean Square(Error) = .107. *. The mean difference is significant at the .05 level.

Homogeneous Subsets

145

VAR00003

N 1 Subset 2 3

18 3,1228 18 18 3,5544

1,000 1,000 3,8461 1,000 VAR00002 Duncana,b 120.00 60.00 30.00 Sig.

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Based on observed means. The error term is Mean Square(Error) = .107. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 18.000. b. Alpha = .05.

VAR00001

Multiple Comparisons

VAR00003 Dependent Variable:

95% Confidence Interval

Lower Bound (I) VAR00001 LSD .00 .10 Std. Error 0,15406 Sig. 0,023 0,0531 Upper Bound 0,6780

.20 0,15406 0,000 0,6742 1,2991

.30 0,15406 0,000 1,1709 1,7958

.40 0,15406 0,000 1,9975 2,6225

.50 0,15406 0,000 2,9020 3,5269

.10 .00 0,15406 0,023 -0,6780 -0,0531

.20 0,15406 0,000 0,3087 0,9336

.30 0,15406 0,000 0,8053 1,4302

.40 0,15406 0,000 1,6320 2,2569

.50 0,15406 0,000 2,5364 3,1613

.20 .00 0,15406 0,000 -1,2991 -0,6742

.10 0,15406 0,000 -0,9336 -0,3087

.30 0,15406 0,003 0,1842 0,8091

.40 0,15406 0,000 1,0109 1,6358

.50 0,15406 0,000 1,9153 2,5402

.30 .00 0,15406 0,000 -1,7958 -1,1709

.10 0,15406 0,000 -1,4302 -0,8053

.20 0,15406 0,003 -0,8091 -0,1842

Mean Differen ce (I-J) .3656* .9867* 1.4833* 2.3100* 3.2144* -.3656* .6211* 1.1178* 1.9444* 2.8489* -.9867* -.6211* .4967* 1.3233* 2.2278* -1.4833* -1.1178* -.4967* .8267* .40 0,15406 0,000 0,5142 1,1391

146

.50 0,15406 0,000 1,4187 2,0436

.40 .00 0,15406 0,000 -2,6225 -1,9975

.10 0,15406 0,000 -2,2569 -1,6320

.20 0,15406 0,000 -1,6358 -1,0109

.30 0,15406 0,000 -1,1391 -0,5142

.50 0,15406 0,000 0,5920 1,2169

.50 .00 0,15406 0,000 -3,5269 -2,9020

.10 0,15406 0,000 -3,1613 -2,5364

.20 0,15406 0,000 -2,5402 -1,9153

.30 0,15406 0,000 -2,0436 -1,4187

.40 1.7311* -2.3100* -1.9444* -1.3233* -.8267* .9044* -3.2144* -2.8489* -2.2278* -1.7311* -.9044* 0,15406 0,000 -1,2169 -0,5920

Based on observed means. The error term is Mean Square(Error) = .107. *. The mean difference is significant at the .05 level.

Homogeneous Subsets

VAR00003

N 1 2 Subset 4 3 5 6 VAR00001 Duncana,b

9 1,6867 9 9 9 9 9 2,5911 3,4178 3,9144 4,5356

4,9011 1,000 1,000 1,000 1,000 1,000 1,000 .50 .40 .30 .20 .10 .00 Sig.

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Based on observed means. The error term is Mean Square(Error) = .107. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 9.000. b. Alpha = .05.

B2. Ảnh hưởng của thời gian và nồng độ đến tỷ lệ sống của trứng cua biển Descriptive Statistics Tests of Between-Subjects Effects

1. VAR00001

VAR00003 Dependent Variable:

VAR00001 Mean Std. Error 95% Confidence Interval Lower Bound Upper Bound

147

100,000 97,911 89,489 78,944 59,133 15,844 1,080 1,080 1,080 1,080 1,080 1,080 97,810 95,721 87,299 76,755 56,944 13,655 102,190 100,101 91,679 81,134 61,323 18,034

.00 .10 .20 .30 .40 .50

2. VAR00002

VAR00003 Dependent Variable:

Mean Std. Error

VAR00002 30.00 60.00 120.00 95% Confidence Interval Lower Bound Upper Bound 84,765 75,115 65,426 81,668 72,018 62,329 83,217 73,567 63,878

0,763 0,763 0,763 3. VAR00001 * VAR00002

VAR00003 Dependent Variable:

VAR00001 .00

.10

.20

.30

.40

.50

30.00 60.00 120.00 30.00 60.00 120.00 30.00 60.00 120.00 30.00 60.00 120.00 30.00 60.00 120.00 30.00 60.00 120.00 95% Confidence Interval Lower Bound Upper Bound 103,793 103,793 103,793 103,793 103,793 97,526 98,126 95,659 86,059 94,959 83,059 70,193 82,593 61,526 44,659 38,793 16,326 3,793 96,207 96,207 96,207 96,207 96,207 89,941 90,541 88,074 78,474 87,374 75,474 62,607 75,007 53,941 37,074 31,207 8,741 -3,793

Std. Error Mean 1,870 100,000 1,870 100,000 1,870 100,000 1,870 100,000 1,870 100,000 1,870 93,733 1,870 94,333 1,870 91,867 1,870 82,267 1,870 91,167 1,870 79,267 1,870 66,400 1,870 78,800 1,870 57,733 1,870 40,867 1,870 35,000 1,870 12,533 1,870 1,510E-14 Multiple Comparisons

Dependent VAR000

148

Variable: 03

95% Confidence Interval

Lower Bound

(I) VAR00001 Duncan .00

.10 .20 -2,5050 5,9173 Upper Bound 6,6827 15,1050

.30 16,4617 25,6494

.40 36,2728 45,4605

.50 79,5617 88,7494

.10

.00 .20 -6,6827 3,8284 2,5050 13,0161

.30 14,3728 23,5605

.40 34,1839 43,3716

.50 77,4728 86,6605

.20 .00 -15,1050 -5,9173

.10 -13,0161 -3,8284

.30 5,9506 15,1383

.40 25,7617 34,9494

.50 69,0506 78,2383

.30 .00 -25,6494 -16,4617

.10 -23,5605 -14,3728

.20 -15,1383 -5,9506

.40 15,2173 24,4050

.50 58,5062 67,6938

.40 .00 -45,4605 -36,2728

.10 -43,3716 -34,1839

.20 -34,9494 -25,7617

.30 -24,4050 -15,2173

.50 38,6950 47,8827

.50 .00 -88,7494 -79,5617

.10 -86,6605 -77,4728

.20 -78,2383 -69,0506

.30 -67,6938 -58,5062

.40 -47,8827 -38,6950

LSD .00

.10 .20 -1,0078 7,4144 5,1856 13,6078

Mean Std. Difference (I-J) Sig. Error 2,0889 1,52692 0,745 10.5111* 1,52692 0,000 21.0556* 1,52692 0,000 40.8667* 1,52692 0,000 84.1556* 1,52692 0,000 -2,0889 1,52692 0,745 8.4222* 1,52692 0,000 18.9667* 1,52692 0,000 38.7778* 1,52692 0,000 82.0667* 1,52692 0,000 -10.5111* 1,52692 0,000 -8.4222* 1,52692 0,000 10.5444* 1,52692 0,000 30.3556* 1,52692 0,000 73.6444* 1,52692 0,000 -21.0556* 1,52692 0,000 -18.9667* 1,52692 0,000 -10.5444* 1,52692 0,000 19.8111* 1,52692 0,000 63.1000* 1,52692 0,000 -40.8667* 1,52692 0,000 -38.7778* 1,52692 0,000 -30.3556* 1,52692 0,000 -19.8111* 1,52692 0,000 43.2889* 1,52692 0,000 -84.1556* 1,52692 0,000 -82.0667* 1,52692 0,000 -73.6444* 1,52692 0,000 -63.1000* 1,52692 0,000 -43.2889* 1,52692 0,000 2,0889 1,52692 0,180 10.5111* 1,52692 0,000 21.0556* 1,52692 0,000 .30 17,9588 24,1523

149

.40 37,7699 43,9634

.50 81,0588 87,2523

.10

.00 .20 -5,1856 5,3255 1,0078 11,5190

.30 15,8699 22,0634

.40 35,6810 41,8745

.50 78,9699 85,1634

.20 .00 -13,6078 -7,4144

.10 -11,5190 -5,3255

.30 7,4477 13,6412

.40 27,2588 33,4523

.50 70,5477 76,7412

.30 .00 -24,1523 -17,9588

.10 -22,0634 -15,8699

.20 -13,6412 -7,4477

.40 16,7144 22,9078

.50 60,0033 66,1967

.40 .00 -43,9634 -37,7699

.10 -41,8745 -35,6810

.20 -33,4523 -27,2588

.30 -22,9078 -16,7144

.50 40,1922 46,3856

.50 .00 -87,2523 -81,0588

.10 -85,1634 -78,9699

.20 -76,7412 -70,5477

.30 -66,1967 -60,0033

.40 40.8667* 1,52692 0,000 84.1556* 1,52692 0,000 -2,0889 1,52692 0,180 8.4222* 1,52692 0,000 18.9667* 1,52692 0,000 38.7778* 1,52692 0,000 82.0667* 1,52692 0,000 -10.5111* 1,52692 0,000 -8.4222* 1,52692 0,000 10.5444* 1,52692 0,000 30.3556* 1,52692 0,000 73.6444* 1,52692 0,000 -21.0556* 1,52692 0,000 -18.9667* 1,52692 0,000 -10.5444* 1,52692 0,000 19.8111* 1,52692 0,000 63.1000* 1,52692 0,000 -40.8667* 1,52692 0,000 -38.7778* 1,52692 0,000 -30.3556* 1,52692 0,000 -19.8111* 1,52692 0,000 43.2889* 1,52692 0,000 -84.1556* 1,52692 0,000 -82.0667* 1,52692 0,000 -73.6444* 1,52692 0,000 -63.1000* 1,52692 0,000 -43.2889* 1,52692 0,000 -46,3856 -40,1922

Based on observed means. The error term is Mean Square(Error) = 10.492. *. The mean difference is significant at the .05 level. Homogeneous subsets

VAR00003

1 2 Subset 3 4 5

VAR00001 Duncana,b

N 9 15,8444 9 9 9 59,1333 .50 .40 .30 .20 78,9444 89,4889

150

.10 .00 Sig. 9 9 97,9111 100,0000 0,745 1,000 1,000 1,000

1,000 Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Based on observed means. The error term is Mean Square(Error) = 10.492. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 9.000. b. Alpha = .05.

VAR00002

Multiple Comparisons

Dependent Variable: VAR0 0003

95% Confidence Interval

Lower Bound 7,0109 Upper Bound 12,2891 (I) VAR00002 Duncan 30.00 60.00 Std. Error 1,07969 Sig. 0,000

1,07969 0,000 16,6998 21,9780 120.00

60.00 30.00 1,07969 0,000 -12,2891 -7,0109

1,07969 0,000 7,0498 12,3280 120.00

120.00 30.00 1,07969 0,000 -21,9780 -16,6998

1,07969 0,000 -12,3280 -7,0498 60.00

LSD 30.00 60.00 1,07969 0,000 7,4603 11,8397

1,07969 0,000 17,1492 21,5286 120.00

60.00 30.00 1,07969 0,000 -11,8397 -7,4603

1,07969 0,000 7,4992 11,8786 120.00

120.00 30.00 1,07969 0,000 -21,5286 -17,1492

1,07969 0,000 -11,8786 -7,4992 Mean Difference (I-J) 9.6500* 19.3389* -9.6500* 9.6889* -19.3389* -9.6889* 9.6500* 19.3389* -9.6500* 9.6889* -19.3389* -9.6889* 60.00

Based on observed means. The error term is Mean Square(Error) = 10.492. *. The mean difference is significant at the .05 level. Homogeneous subsets

VAR00003

Subset 2 3

VAR00002 Duncana,b 1 63,8778

120.00 60.00 N 18 18 73,5667

151

18

83,2167 1,000 30.00 Sig. 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. Based on observed means. The error term is Mean Square(Error) = 10.492. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 18.000. b. Alpha = .05. C. Ảnh hưởng chu kỳ xử lý ozon đến chất lượng trứng cua biển Scylla paramamosain C1. Sức sinh sản tương đối, tỷ lệ trứng thải tổng số lượng zoea Homogeneous Subsets

Sức sinh sản tương đối

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 1 3 7620,3333

3 8230,3333 3

3 9533,6667 0

3 10504,6667 2

Sig. ,133

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Tỷ lệ trứng thải

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 0 21,5667 3

3 26,0333 26,0333 1

3 27,4067 27,4067 2

3 31,6833 3

Sig. ,086 ,095

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

152

Tổng số lượng zoea

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 3 1,1963E3

3,4437E3 2 3

4,2457E3 1 3

5,5150E3 0 3

Sig. 1,000 ,076

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

C2. Tỷ lệ nở Homogeneous Subsets

Tỷ lệ nở

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

3 Duncana 4 15,5100

3 3 32,1833

2 3 57,4067

1 3 62,3333

Sig. ,070 ,554

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

C3. Tỷ lệ nhiễm nấm và ký sinh trùng trên trứng cua biển Homogeneous Subsets

Ký sinh trùng

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 2 8,4467

1 3 9,0533

3 3 15,1367

4 3 16,4167

Sig. ,272 1,000 1,000

153

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Nấm

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 2 2,6300

3 2,7967 1

3 5,0667 3

3 6,6633 4

Sig. ,557 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Ký sinh trùng và nấm

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

3 Duncana 1 1,4133

3 1,7267 2

3 3,4533 3

3 3,7000 4

Sig. ,452 ,551

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

C.4. Mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio Homogeneous Subsets

Vi khuẩn tổng trước khi xử lý ozon

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 2 3 4,9673E3

3 5,4710E3 3

3 7,2720E3 4

3 1,3514E4 1

154

Sig. ,253 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Vi khuẩn tổng sau xử lý ozon

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 2 3 1,2153E3

3 2,6080E3 2,6080E3 3

3 4,7607E3 1

3 4,8540E3 4

Sig. ,195 ,060

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Vibrio sp trước xử lý ozon

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 2 3 4,0533E2

3 4,6533E2 3

3 8,9933E2 4

3 1,4243E3 1

Sig. ,715 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Vibrio sp sau xử lý ozon

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 2 93,33 3

230,00 3 3

3 572,33 1

155

4 3 599,33

Sig. ,160 ,768

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

C.5. Chất lượng ấu trùng Homogeneous Subsets

FORMOL

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 4 46,9667 3

3 60,5000 3

3 66,1667 2

3 68,3333 1

Sig. 1,000 ,155

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Độ mặn

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

3 Duncana 4 72,3333

3 1 73,5333 73,5333

3 3 77,1000 77,1000

3 2 82,4667

Sig. ,262 ,053

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D. Xác định nồng độ ozon thích hợp cho từng giai đoạn ấu trùng cua biển Scylla paramamosain D1. Tỷ lệ sống các giai đoạn ấu trùng sau 1 giờ thí nghiệm Homogeneous Subsets

Zoea1

156

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 4 92,2333 3

93,3333 3 3

94,4667 3 5

96,6667 3 2

100,0000 3 1

Sig. ,061

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Zoea2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 5 93,3333 3

94,4667 3 4

95,5667 3 2

96,6667 3 3

100,0000 3 1

Sig. ,217

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Zoea3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 5 94,4333 3

95,5333 3 4

95,5667 3 3

157

2 3 96,7000

1 3 100,0000

Sig. ,063

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Zoea4

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 5 3 93,3667

4 3 94,4333

1 3 96,6667

3 3 96,6667

2 3 98,9000

Sig. ,315

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Zoea5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

3 92,2333 Duncana 4

5 3 95,5667

3 3 96,6667

1 3 98,9000

2 3 98,9000

Sig. ,131

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

158

Megalop

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 4 3 98,0000

3 98,6667 2

3 98,6667 5

3 100,0000 1

3 100,0000 3

Sig. ,217

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Cua1

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 5 3 97,33

3 98,00 3

3 98,67 2

3 98,67 4

3 99,33 1

Sig. ,299

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D2. Tỷ lệ sống các giai đoạn ấu trùng sau 24 giờ thí nghiệm

Homogeneous Subsets

Z1

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3 4

Duncana 5 25,5533

4 3 3 41,1100

159

3 66,6667

1 84,4433

2 3 3 3 91,1100

Sig. 1,000 1,000

1,000 ,150 Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z2

Subset for alpha = 0.05

NT N 2 3 4

Duncana 5 1 43,33

4 54,44

3 65,56

1 77,78

2 3 3 3 3 3 86,66

Sig. 1,000 1,000

1,000 ,080 Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z3

Subset for alpha = 0.05

NT N 2 3

Duncana 5 1 50,00

4 62,22

3 83,34

1 88,89

2 3 3 3 3 3 90,00

Sig. 1,000 1,000 ,123

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z4

NT N Subset for alpha = 0.05

160

2 3

Duncana 5 1 45,56

4 67,78

3 76,67 76,67

1 82,22

2 3 3 3 3 3 82,22

Sig. 1,000 ,119 ,333

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z5

Subset for alpha = 0.05

NT N 2 3

1 43,33 Duncana 5

4 68,89

3 74,44 74,44

1 75,56 75,56

2 3 3 3 3 3 81,11

Sig. 1,000 ,211 ,211

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

ME

Subset for alpha = 0.05

NT N 2 3

1 67,33 Duncana 5

4 78,00

3 88,00 88,00

1 94,67

2 3 3 3 3 3 96,67

Sig. 1,000 ,058 ,107

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

161

CUA1

Subset for alpha = 0.05

NT N 2 3

1 81,33 Duncana 5 3

87,33 87,33 4

94,67 94,67 3

97,33 1

98,00 3 3 3 3 2

Sig. ,127 ,069 ,398

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000. D3. Chỉ số biến thái sau 24h thí nghiệm Homogeneous Subsets

Z1denZ2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 4 1,8700 3

1,9233 3 0

1,9300 3 2

1,9333 3 3

1,9533 3 1

Sig. 1,000 ,162 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z2denZ3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 0 2,6033 3

2,6133 3 4

2,8067 3 3

2,9267 3 1

2,9367 3 2

162

Sig. ,706 1,000 ,706

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z3denZ4

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3 4

Duncana 4 3,2767 3

3,4233 3 0

3,5667 3 3

3,8300 3 2

3,9333 3 1

Sig. 1,000 1,000 1,000 ,091

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z4denZ5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3 4

Duncana 0 4,7767 3

4,8333 3 4

4,9033 3 3

4,9567 3 2

4,9733 3 1

Sig. 1,000 1,000 1,000 ,261

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z5denMe

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 4 3 5,8200

0 3 5,8433

163

3 3 5,8767

2 3 5,9500

1 3 5,9567

Sig. ,083 1,000 ,594

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E. Ảnh hưởng của tần suất sử dụng ozon đến tỷ lệ sống và biến thái của ấu trùng cua biển Scylla paramamosain E1. Biến động DO, TAN và NO2 Homogeneous Subsets

NO2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

.1467 3

Duncana 1 2 .1867 3

3 .1867 3

0 .2467 3

Sig. 1.000 1.000 1.000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

TAN

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3 4

3 .7500

Duncana 1 2 .9600 3

3 1.2633 3

0 1.9833 3

Sig. 1.000 1.000 1.000 1.000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

O2 chiều

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3 4

Duncana 0 3 6.0400

164

3 6.1200 3

2 6.1600 3

1 6.2367 3

Sig. 1.000 1.000 1.000 1.000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

O2 Sáng

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

5.3167 3

Duncana 0 3 5.3767 3

2 5.3933 3

1 5.4400 3

Sig. 1.000 .253 1.000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000. E2. Biến động mật độ vi khuẩn tổng, vi khuẩn Vibrio và hiệu quả diệt vi khuẩn trong nước Homogeneous Subsets

VK tổng trước khi xử lý ozon

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 3 3 1,1217E4

2 3 1,1565E4

4 3 2,1442E4

1 3 4,6686E4

Sig. ,925 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

VK tổng sau khi xử lý ozon

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

165

Duncana 2 3 2,7827E3

3 3 5,8517E3

4 3 1,4792E4

1 3 4,6686E4

Sig. ,403 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Hiệu quả diệt VK tổng

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 3 ,0000

3 3 74,8133

4 3 75,3209

2 3 75,9667

Sig. 1,000 ,259

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

VK tổng Vibrio trước khi xử lý ozon

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 2 3 8,7800E2

3 3 1,0780E3

4 3 1,8207E3

1 3 4,9563E3

Sig. ,424 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

VK tổng Vibrio sau khi xử lý ozon

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

166

Duncana 2 3 2,0300E2

3 3 5,3633E2

4 3 1,2140E3

1 3 4,9563E3

Sig. ,172 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Hiệu quả diệt VK Vibrio

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 3 ,0000

2 76,9000 3

3 77,0433 3

4 78,3582 3

Sig. 1,000 ,152

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E3. Tỷ lệ nhiễm Protozoa Homogeneous Subsets

kysinhtrung

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 1 4,8567

2 3 5,3567

3 2 7,5000

0 3 16,4033

Sig. ,595 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 2,667.

E4. Tỷ lệ dị hình Homogeneous Subsets

Gai lưng

167

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 2,0433 3

4,6300 3 4

4,6700 3 3

4,9600 3 2

Sig. 1,000 ,677

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Gai hàm trên

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 1,0433 3

4,1700 3 2

4,4167 3 4

4,5867 3 3

Sig. 1,000 ,165

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Gai ngạnh

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 3 ,9167

2,6700 3 4

3,3800 3 2

3,4600 3 3

Sig. 1,000 ,233

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

168

E5. Chỉ số biến thái ấu trùng cua biển Homogeneous Subsets

Ngày 3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana .00 1.0467 3

1.00 3 1.2600

3.00 3 1.2767

2.00 3 1.3533

Sig. 1.000 .055

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana .00 3 1.7567

1.00 3 1.8367 1.8367

3.00 3 1.9000

2.00 3 1.9667

Sig. .178 .050

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 7

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana .00 2.4667 3

1.00 2.4967 3

3.00 2.6967 3

2.00 3 2.8467

Sig. .513 1.000 1.000

169

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 9

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana .00 2.9333 3

1.00 2.9533 3

2.00 2.9833 3

3.00 2.9867 3

Sig. .176

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 11

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana .00 3.5333 3

1.00 3.8200 3

3.00 3.8600 3

2.00 3.9467 3

Sig. 1.000 .274 1.000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 13

Subset for alpha = 0.05

N 1 2 3

4.3200 3

4.5333 NT Duncana 1.00 .00 3

4.5967 3.00 3

4.8267 2.00 3

1.000 .115 1.000 Sig.

170

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 15

Subset for alpha = 0.05

N 1

4.9167 3

4.9333 NT Duncana 1.00 .00 3

4.9400 3.00 3

4.9733 2.00 3

.122 Sig.

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 17

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana .00 5.1333 3

1.00 5.3467 3

3.00 5.7400 3

2.00 5.7900 3

Sig. 1.000 1.000 .237

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 19

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana .00 5.7667 3

1.00 5.9067 3

3.00 5.9533 3

2.00 6.0000 3

Sig. 1.000 .053

171

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 23

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana .00 6.0667 3

1.00 3 6.2200

3.00 3 6.2400

2.00 3 6.2800

Sig. 1.000 .178

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000.

Ngày 25

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana .00 6.6700 3

1.00 6.7233 3

3.00 6.7233 3

2.00 3 6.8700

Sig. 1.000 .356

Means for groups in homogeneous subsets are displayed. a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3.000. E6. Tăng trưởng của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn Homogeneous Subsets

ZOEA2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 2 3 2,1700

172

2,1723 3 1

2,1743 3 3

2,1743 3 4

Sig. ,704

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

ZOEA3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 4 2,6807 3

2,6900 3 1

2,7060 3 3

2,7097 3 2

Sig. ,107 ,496

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

ZOEA4

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 3,6273 3

3 2 3,6983

3 3 3,7027

3 4 3,7143

Sig. 1,000 ,336

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

ZOEA5

NT N Subset for alpha = 0.05

173

1 2

Duncana 1 4,4773 3

4,5357 2 3

4,5377 4 3

4,5473 3 3

Sig. 1,000 ,590

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

MEGALOP

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 4,1280 3

4,2300 4 3

4,2407 3 3

4,2433 2 3

Sig. 1,000 ,727

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

CUA1

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 3,1833 3

3,2367 2 3

3,2400 3 3

3,2467 4 3

Sig. 1,000 ,430

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E7. Tỷ lệ sống ấu trùng cua biển

174

Homogeneous Subsets

Zoea2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 1 62,9333 3

2 3 76,4333

4 3 79,0000

3 3 85,3667

Sig. 1,000 ,287 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Zoea3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 1 36,9000

2 3 51,3000

4 3 63,3333

3 3 65,3000

Sig. 1,000 1,000 ,337

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Zoea4

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 1 27,3667

2 3 36,3000

4 3 46,7000

3 3 50,6667

Sig. 1,000 1,000 ,055

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

175

Zoea5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3 4

3 Duncana 1 22,3333

2 3 33,4667

4 3 43,7333

3 3 47,0667

Sig. 1,000 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Megalop

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 1 11,4200

2 3 30,3333

4 3 33,8667

3 3 40,4333

1,000 Sig. 1,000 ,098

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Cua1

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 1 1,8700

2 3 3,3767

4 3 6,5700

3 3 10,4867

Sig. ,082 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

176

D. Đánh giá quy trình sử dụng ozon trong thực tế sản xuất giống cua biển Scylla paramamosain D1. Biến động hàm lượng COD, TAN và NO2 Homogeneous Subsets

TAN

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 2 1,4600 3

1,9333 3 3

2,1100 3 1

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

NO2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 2 3 ,2200

,2667 3 3

,4167 3 1

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

COD

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 2 12,3900 3

13,4633 3 3

14,3800 3 1

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D2. Biến động mật độ vi khuẩn tổng và vi khuẩn Vibrio sp Homogeneous Subsets

177

VK tổng

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 2 3 8,6117E3

3 3 1,3879E4

1 3 1,8976E4

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

VK Vibrio

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 2 3 1,5627E3

3 3 2,1533E3 2,1533E3

1 3 2,8840E3

Sig. ,111 ,060

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D3. Tỷ lệ nhiễm protozoa Homogeneous Subsets

Ký sinh trùng

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 2 6,4033 3

3 3 10,0267

1 3 14,9500

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D4. Tỷ lệ dị hình trên ấu trùng Homogeneous Subsets

Gailung

178

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 1 3 1,2667

3 3 1,6000

2 3 2,0000

Sig. ,246

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Hamtren

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 3 ,7333

3 3 1,4667 1,4667

2 3 2,1333

Sig. ,083 ,108

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Gainganh

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 1 3 ,6667

3 3 1,2667

2 3 1,6667

Sig. ,152

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D5. Chất lượng ấu trùng sốc formol Homogeneous Subsets

179

Z5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

3 Duncana 1 77,6667

2 3 87,3333

3 3 87,3333

Sig. 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

ME

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 90,6667 3

3 91,3333 3

2 3 95,3333

1,000 Sig. ,697

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D6. Chất lượng ấu trùng sốc độ mặn Homogeneous Subsets

Z5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 1 3 91,3333

2 3 91,6667

3 3 93,3333

Sig. ,086

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D7. Chỉ số biến thái của ấu trùng cua biển

180

Homogeneous Subsets

NGAY3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 1,1233 3

1,2500 3 3

1,3000 2 3

Sig. 1,000 ,207

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

NGAY5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 1,7633 3

1,9200 3 3

1,9400 2 3

Sig. 1,000 ,647

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

NGAY7

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 2,4833 3

2,7233 3 3

2,7867 2 3

Sig. 1,000 ,299

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

181

NGAY9

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 2 2,9967 3

3,0000 3 1

3,0033 3 3

Sig. ,869

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

NGAY11

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 3,7467 3

3,8700 3 2

3,8833 3 3

Sig. 1,000 ,799

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

NGAY13

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 4,5900 3

4,6333 3 1

4,7700 3 2

1,000 Sig. ,361

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

182

NGAY15

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 3 4,9300 3

4,9500 3 1

4,9567 3 2

Sig. ,237

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

NGAY17

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 5,1900 3

5,6800 3 3

5,7233 3 2

Sig. 1,000 ,585

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

NGAY23

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 6,1633 3

6,2400 6,2400 3 3

6,2800 3 2

Sig. ,116 ,375

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

183

NGAY25

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 6,6367 3

6,6667 3 1

3 6,8367 2

1,000 Sig. ,587

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D8. Tăng trưởng của ấu trùng cua biển qua các giai đoạn Homogeneous Subsets

Z2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 1 2,1567 3

2,1667 3 3

2,1800 2 3

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 2,6533 3

2,6800 2 3

2,6800 3 3

Sig. 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z4

184

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 1 3,6133

3 3 3,6333

2 3 3,7067

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

3 Duncana 1 4,4800

3 3 4,5167

2 3 4,5500

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

ME

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

3 Duncana 1 4,1967

3 3 4,2400

2 3 4,2567

Sig. 1,000 ,220

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

D9. Tỷ lệ sống Homogeneous Subsets

Z2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

185

Duncana 1 73,8333 3

86,1000 3 3

87,2000 2 3

Sig. 1,000 ,741

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 40,0667 3

66,9000 3 3

69,0000 2 3

Sig. 1,000 ,567

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z4

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 1 34,6667 3

57,1333 3 3

61,4333 2 3

Sig. 1,000 ,115

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Z5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 1 3 25,8667

186

3 3 35,0667

2 3 43,7000

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

ME

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

3 Duncana 1 19,8000

3 3 26,6333

2 3 30,6333

Sig. 1,000 ,124

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

CUA1

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

3 Duncana 1 2,2867

3 3 7,2333

2 3 8,8133

Sig. 1,000 ,129

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E. Đánh giá chất lượng cua giống E1. Chiều rộng mai cua biển Homogeneous Subsets

CW1

Subset for alpha = 0.05

NT N 1

Duncana 3 3 4,2500

187

2 3 4,3800

1 3 4,3933

Sig. ,182

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

CW2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 3 5,1767 3

2 5,6100 3

1 5,8733 3

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

CW3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 3 6,6033 3

2 6,8233 3

1 7,4467 3

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

CW4

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 3 7,9433 3

2 3 8,0967

1 3 9,1667

Sig. 1,000 1,000 1,000

188

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

CW5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 3 9,7200 3

10,6433 3 2

11,8700 3 1

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E2. Tốc độ tăng trưởng tương đối về chiều rộng mai Homogeneous Subsets

SGRCW1

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 13,8667 3

15,0000 3 2

3 17,5667 1

1,000 Sig. ,073

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

SGRCW2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 3 4,4667 3

3 5,9667 2

3 8,0267 1

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

189

SGRCW3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 2 3,9067 3

4,1000 4,1000 3 3

4,6633 3 1

Sig. ,465 ,063

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

SGRCW4

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 2,6233 3

2,7233 3 2

3,2767 3 1

1,000 Sig. ,336

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

SGRCW5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 2,2733 3

3 1 3,0400

3 2 3,1267

Sig. 1,000 ,717

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E3. Tăng trưởng khối lượng cua giống Homogeneous Subsets

190

W1

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 3 ,02400

1 3 ,02600 ,02600

2 3 ,02667

Sig. ,059 ,468

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

W2

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 3 ,05100

2 3 ,05767

1 3 ,06100

Sig. 1,000 ,131

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

W3

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2 3

Duncana 3 3 ,09700

2 3 ,14133

1 3 ,16233

Sig. 1,000 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

W4

NT N Subset for alpha = 0.05

191

1 2

Duncana 3 3 ,19333

2 3 ,30967

1 3 ,31800

Sig. 1,000 ,326

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

W5

Subset for alpha = 0.05

NT N 1 2

Duncana 3 3 ,41400

2 3 ,71100

1 3 ,77333

Sig. 1,000 ,075

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E4. Tốc độ tăng trưởng tương đối về khối lượng Homogeneous Subsets

SGRW1

Subset for alpha = 0.05

nt N 1 2

Duncana 3 20,7667 3

2 3 30,6667 30,6667

1 3 35,0667

Sig. ,068 ,360

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

SGRW2

nt N Subset for alpha = 0.05

192

1 2

Duncana 3 16,7667 3

2 17,9667 3

1 3 23,0333

1,000 Sig. ,418

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

SGRW3

Subset for alpha = 0.05

nt N 1 2

Duncana 3 11,7000 3

2 3 17,9333

1 3 19,3667

Sig. 1,000 ,083

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

SGRW4

Subset for alpha = 0.05

nt N 1 2

10,2667 3 Duncana 3

1 10,6000 3

2 3 12,5333

1,000 Sig. ,586

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

SGRW5

Subset for alpha = 0.05

nt N 1 2

193

Duncana 3 8,6000 3

9,5333 9,5333 3 2

10,4667 3 1

Sig. ,147 ,147

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E5. Thời gian lột xác Homogeneous Subsets

Lan1

Subset for alpha = 0.05

N 1 2 nt

Duncana 1 1,9100 3

2,1367 3 2

2,2200 3 3

Sig. 1,000 ,136

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Lan2

Subset for alpha = 0.05

N 1 2 nt

Duncana 1 3,6933 3

4,2000 3 2

4,3200 3 3

Sig. 1,000 ,102

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Lan3

Subset for alpha = 0.05

nt N 1

194

Duncana 2 3 5,0600

1 3 5,1467

3 3 5,3700

Sig. ,200

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Lan4

Subset for alpha = 0.05

nt N 1

Duncana 2 3 6,3000

1 3 6,3833

3 3 6,6567

Sig. ,063

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

Lan5

Subset for alpha = 0.05

nt N 1 2

Duncana 1 8,5233 3

2 8,7167 8,7167 3

3 8,9000 3

Sig. ,151 ,169

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

E6. Tỷ lệ sống Post Hoc Tests Homogeneous Subsets

TLS

NT N Subset for alpha = 0.05

195

1 2

Duncana 3 87,9667 3

2 92,7667 3

1 92,7667 3

Sig. 1,000 1,000

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 3,000.

F. Một số hình ảnh trong bố trí thí nghiệm F1. Hệ thống bể nuôi cua mẹ

F2: Bình nhựa (carboy) dùng để nuôi tảo Chlorella và tảo Nannochloropsis

F3: Bể nuôi luân trùng Brachionus plicatilis

196

Bể nuôi luân trùng Brachionus plicatilis F4: Thí nghiệm khảo sát ảnh hưởng của nồng độ ozon và thời gian đến tỷ lệ sống của phôi trứng cua biển

F5: Thí nghiệm xử lý cua trứng với các tần suất xử lý ozon khác nhau

F6: Thí nghiệm nồng độ ozon thích hợp cho từng giai đoạn ấu trùng cua biển

197

F7: Thí nghiệm ương ấu trùng cua biển với các tần suất xử lý ozon khác nhau

F8:Đánh giá quy trình sử dụng ozon trong sản xuất giống cua biển

F9: Bể nuôi tăng trưởng cua giống

198

199