ĐẠI HỌC QUỐC GIA HÀ NỘI
TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN
___________________
Hoàng Thị Ái Xuân
THỬ NGHIỆM LÂM SÀNG NHÃN MỞ, ĐƠN NHÓM,
ĐÁNH GIÁ TÍNH AN TOÀN VÀ HIỆU QUẢ CỦA LIỆU PHÁP ỨNG DỤNG TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ TỰ THÂN TỪ TỦY XƯƠNG TRONG ĐIỀU TRỊ ĐÁI THÁO ĐƯỜNG TÍP 2
LUẬN VĂN THẠC SỸ KHOA HỌC
Hà Nội -2019
ĐẠI HỌC QUỐC GIA HÀ NỘI
TRƯỜNG ĐẠI HỌC KHOA HỌC TỰ NHIÊN
____________________
Hoàng Thị Ái Xuân
THỬ NGHIỆM LÂM SÀNG NHÃN MỞ, ĐƠN NHÓM, ĐÁNH GIÁ TÍNH AN TOÀN VÀ HIỆU QUẢ CỦA LIỆU PHÁP ỨNG DỤNG TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ TỰ THÂN TỪ TỦY XƯƠNG TRONG ĐIỀU TRỊ ĐÁI THÁO ĐƯỜNG TÍP 2
Chuyên ngành : Sinh học thực nghiệm
Mã số
: 8420101.14
LUẬN VĂN THẠC SỸ KHOA HỌC
NGƯỜI HƯỚNG DẪN KHOA HỌC:
GS.TS. NGUYỄN THANH LIÊM
PGS.TS. HOÀNG THỊ MỸ NHUNG
Hà Nội - 2019
LỜI CẢM ƠN
Lời đầu tiên, tôi xin bày tỏ sự biết ơn chân thành và sâu sắc tới GS.TS.BS.
Nguyễn Thanh Liêm - Viện trưởng Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ Gen
Vinmec - Bệnh viện Đa khoa quốc tế Vinmec là người đã định hướng tôi trong
nghiên cứu này. Thầy đã tận tình hướng dẫn, dạy bảo cho tôi những hiểu biết trong
lĩnh vực nghiên cứu chuyên sâu về thử nghiệm lâm sàng, ứng dụng tế bào gốc trong
trị liệu và tạo những điều kiện thuận lợi để tôi hoàn thành nghiên cứu một cách tốt
nhất.
Tôi xin chân thành cảm ơn tới PGS.TS. Hoàng Thị Mỹ Nhung – Trưởng Bộ
môn Sinh học tế bào, Trường Đại học Khoa học Tự nhiên – Đại học Quốc gia Hà Nội
là giảng viên đồng hướng dẫn của tôi. Cô đã dạy dỗ, giúp đỡ, đưa ra những lời
khuyên và góp ý quan trọng cho tôi trong suốt quá trình học tập để tôi hoàn thành
luận văn này.
Tôi cũng xin chân thành cảm ơn đến TS. Hoàng Minh Đức, người đã hướng
dẫn tôi những ngày đầu tiên làm việc trên labo, dạy tôi những kiến thức cơ bản
về Tế bào học tại phòng thí nghiệm của Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ
Gen Vinmec, và đồng hành cùng tôi trong suốt quá trình thực hiện luận văn thạc
sỹ.
Để hoàn thành luận văn này, tôi xin gửi lời cảm ơn chân thành tới các anh
chị, bạn bè đồng nghiệp tại Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ Gen Vinmec
và Khoa Sinh, Đại học khoa học tự nhiên đã giúp đỡ, chỉ dẫn, khuyên bảo tôi
trong suốt quá trình học tập và nghiên cứu để tôi có thể hoàn thành luận văn một
cách thuận lợi nhất.
Cuối cùng tôi muốn gửi lời biết ơn sâu sắc của mình tới gia đình, anh chị,
bạn bè đã luôn sát cánh bên tôi, động viên tôi, tiếp thêm cho tôi sức mạnh trong
những lúc tôi gặp khó khăn trong cuộc sống cũng như trong học tập để tôi luôn
vững vàng bước trên con đường mình đã chọn.
Hà Nội, ngày 06 tháng 11 năm 2019
Người viết lời cảm ơn
Hoàng Thị Ái Xuân
MỤC LỤC
ĐẶT VẤN ĐỀ........................................................................................................................................... 1 Chương 1:TỔNG QUAN...................................................................................................................... 3 1.1. BỆNH ĐÁI THÁO ĐƯỜNG..................................................................................................3 1.1.1. Định nghĩa đái tháo đường......................................................................................3 1.1.2. Phân loại đái tháo đường.........................................................................................3 1.1.3. Dịch tễ học đái tháo đường......................................................................................3 1.1.4. Cơ chế bệnh sinh của đái tháo đường típ 2.......................................................4 1.1.5. Biến chứng của đái tháo đường típ 2..................................................................8 1.1.6. Điều trị đái tháo đường típ 2...................................................................................8 1.2. TẾ BÀO GỐC........................................................................................................................... 11 1.2.1. Định nghĩa tế bào gốc..............................................................................................11 1.2.2. Tế bào gốc trung mô................................................................................................. 12 1.2.3. Tế bào gốc trung mô từ tủy xương....................................................................14 1.3. ỨNG DỤNG CỦA TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ TRONG ĐIỀU TRỊ BỆNH ĐÁI THÁO ĐƯỜNG TÍP 2.......................................................................................................... 15 1.3.1. Cơ sở lý luận của phương pháp ghép tế bào gốc trên bệnh nhân đái tháo đường típ 2........................................................................................................ 15 1.3.2. Đặc điểm tế bào gốc trung mô trong bệnh lý đái tháo đường típ 2.....20 1.3.3. Ứng dụng của tế bào gốc trung mô trong điều trị đái tháo đường típ 221 1.3.4. Phản ứng phụ, tác dụng bất lợi của liệu pháp ghép tế bào gốc.............25 Chương 2: ĐỐI TƯỢNG VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU.............................................27 2.1. ĐỐI TƯỢNG NGHIÊN CỨU..............................................................................................27 2.1.1. Cỡ mẫu............................................................................................................................ 27 2.1.2. Tiêu chuẩn lựa chọn bệnh nhân..........................................................................27 2.2. PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU.......................................................................................28 2.2.1. Thiết kế nghiên cứu..................................................................................................28 2.2.2. Địa điểm và thời gian nghiên cứu......................................................................28
2.2.3. Quy trình nghiên cứu................................................................................................ 28 2.2.4. Chỉ số nghiên cứu....................................................................................................... 32 2.2.5. Thiết bị, hóa chất, vật tư tiêu hao.......................................................................34 2.2.6. Đạo đức trong nghiên cứu.....................................................................................36 2.2.7. Phân tích dữ liệu........................................................................................................ 36 Chương 3: KẾT QUẢ - BÀN LUẬN...............................................................................................37
3.1. ĐẶC ĐIỂM CHUNG CỦA BÊNH NHÂN THAM GIA NGHIÊN CỨU...............................37
3.2. ĐẶC ĐIỂM TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ TỪ TỦY XƯƠNG CỦA BỆNH
NHÂN ĐÁI THÁO ĐƯỜNG TÍP 2..............................................................................40
3.2.1. Kết quả phân lập và nuôi cấy tăng sinh tế bào gốc trung mô từ tủy
xương của bệnh nhân đái tháo đường típ 2...................................................40
3.2.2. Đánh giá chất lượng tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh
nhân đái tháo đường típ 2.....................................................................................41
3.3. KẾT QUẢ GHÉP TẾ BÀO GỐC..........................................................................................50
3.3.1. Đánh giá tính an toàn của việc áp dụng các quy trình ghép tế bào gốc
tủy xương tự thân điều trị đái tháo đường típ 2.........................................50
3.3.2. Đánh giá hiệu quả sau ghép tế bào gốc............................................................52
KẾT LUẬN............................................................................................................................................. 65
KHUYẾN NGHỊ.................................................................................................................................... 66
TÀI LIỆU THAM KHẢO
PHỤ LỤC
VIẾT TẮT
Tiếng Việt
Từ viết tắt 18F-FDG AD-MSC Tiếng Anh Fluorine 18-Fluorodeoxyglucose Adipose-Derived Mesenchymal Tế bào gốc trung mô từ mô mỡ
Stem Cells Body Mass Index Bone marrow –Derived Chỉ số khối cơ thể Tế bào gốc trung mô từ tủy BMI BM-MSC
Mesenchymal Stem Cells Diabetic Ketoacidosis
xương Hôn mê nhiễm toan ceton Bệnh Đái tháo đường Bệnh Đái tháo đường tuýp 1 Bệnh Đái tháo đường tuýp 2 Tế bào tiền thân nội mô Đường huyết tĩnh mạch lúc đói
Endothelial Progenitor Cell Fasting Plasma Glucose Hemoglobin A1C Hyperbaric Oxygen Hyperosmolar Hyperglycemic Hôn mê tăng áp lực thẩm thấu DKA ĐTĐ ĐTĐ T1 ĐTĐ T2 EPC FPG HbA1C HBO HHS
HIV/AIDS Syndrome Human immunodeficiency virus Virut gây suy giảm miễn dịch ở
infection / acquired người/ Hội chứng suy giảm
immunodeficiency syndrome Hyperbaric Oxygen therapy International Diabetes miễn dịch mắc phải ở người Liệu pháp oxy liều cao Liên đoàn đái tháo đường thế giới HOT IDF
Federation (Insulin-like Growth Factor -1), Yếu tố tăng trưởng giống IGF-1
IPTR International Pancreas insulin Cơ quan đăng ký cấy ghép tụy
Transplant Registry (IPTR) International System for Human quốc tế Hệ thống di truyền tế bào học ISCN
Cytogenetic Nomenclature International Society for Cellular người Hiệp hội quốc tế về liệu pháp tế ISCT
bào
Therapy Micro RNA Messenger RNA Mesenchymal stem cells Passage Positron Emission Tomography Mitotic phase ARN thông tin Tế bào gốc trung mô Lần cấy chuyển Ghi hình cắt lớp Positron Pha phân chia miRNA, mRNA MSC P PET Pha M
STEPwise Điều tra quốc gia yếu tố nguy cơ
VEGF vascular endothelial growth bệnh không lây nhiễm Yếu tố tăng trưởng nội mạc
β-FGF factor β-Fibroblast Growth Factor mạch máu Yếu tố tăng trưởng nguyên bào sợi
DANH MỤC BẢNG
Bảng 1.1. Cơ chế phân tử của kháng insulin.........................................................................5
Bảng 1.2. Một số các thử nghiệm lâm sàng ứng dụng tế bào gốc trung mô trong
điều trị đái tháo đường típ 2................................................................................23
Bảng 2.1. Hóa chất sử dụng trong nghiên cứu..................................................................34
Bảng 2.2. Thiết bị sử dụng trong nghiên cứu.....................................................................35
Bảng 2.3. Vật tư tiêu hao sử dụng trong nghiên cứu.....................................................35
Bảng 3.1. Đặc điểm chung của bệnh nhân tham gia nghiên cứu..............................37
Bảng 3.2. Kết quả tế bào thu được của quá trình thu thập, phân lập và nuôi cấy
tăng sinh tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh nhân đái tháo
đường típ 2................................................................................................................... 40
Bảng 3.3. Kết quả theo dõi bệnh nhân 72 giờ sau ghép trên hai nhóm bệnh nhân
truyền động mạch và tĩnh mạch.........................................................................50
Bảng 3.4. Đánh giá các chỉ số cận lâm sàng cơ bản sau 6 tháng..............................51
Bảng 3.5. Đánh giá số lượng bệnh nhân có đáp ứng điều trị theo mức giảm
HbA1C theo hai đường truyền tĩnh mạch và động mạch sau 6 tháng57
Bảng 3.6. Các chỉ số theo dõi sau ghép của bệnh nhân nam, 33 tuổi sau 6 tháng
ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương.........................................58
Bảng 3.7. Các chỉ số theo dõi sau ghép của bệnh nhân nam, 67 tuổi. sau 6 tháng
ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương.........................................60
Bảng 3.8. Các chỉ số theo dõi sau ghép của bệnh nhân nam, 37 tuổi sau 6 tháng
ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương.........................................61
Bảng 3.9. Các chỉ số theo dõi sau ghép của bệnh nhân nam, 33 tuổi sau 6 tháng
ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương.........................................62
DANH MỤC HÌNH
Hình 1.1. Mô hình tiếp nhân tín hiệu insulin trong giảm nồng độ glucose máu.....5
Hình 1.2. Hoạt động của các tế bào tại đảo tụy trong duy trì nồng độ glucose huyết....7
Hình 1.3. Sơ đồ lựa chọn thuốc và phương pháp điều trị đái tháo đường típ 2.. 10
Hình 1.4. Nguồn tế bào gốc trung mô trưởng thành và các loại tế bào mà chúng
có thể biệt hóa .............................................................................................................. 12
Hình 1.5. Tiềm năng biệt hóa của tế bào gốc trung mô..................................................13
Hình 1.6. Cơ sở lý luận của phương pháp ghép tế bào gốc trên bệnh nhân đái
tháo đường típ ............................................................................................................. 16
Hình 2.1. Sơ đồ nghiên cứu......................................................................................................... 28
Hình 3.1. Đặc điểm hình thái học của tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh
nhân đái tháo đường típ 2 khi nuôi cấy trong môi trường không chứa
huyết thanh (Serum-free) và không chứa các chất từ động vật (xeno-free)
............................................................................................................................................. 42
Hình 3.2. Thời gian nhân đôi của tế bào gốc trung mô từ tủy xương ở bệnh nhân
đái tháo đường típ 2..................................................................................................43
Hình 3.3. Đánh giá biểu hiện dấu ấn bề mặt tế bào gốc trung mô từ tủy xương
của bệnh nhân mắc đái tháo đường típ 2 tại thời điểm cấy chuyển số 3
và số 7 bằng phương pháp đếm tế bào theo dòng chảy.............................46
Hình 3.4. Khả năng biệt hóa đa dòng của tế bào gốc trung mô từ tủy xương của
bệnh nhân đái tháo đường típ 2 - nam, 37 tuổi tại giai đoạn cấy
chuyển số 3 thành tế bào mỡ, xương và sụn....................................................48
Hình 3.5. Hình ảnh bộ nhiễm sắc thể người 46, XY tại giai đoạn cấy chuyển số 3
trên tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh nhân đái tháo đường
típ 2 - nam, 33 tuổi bằng phương pháp nhuộm D-Band nhiễm sắc thể.
............................................................................................................................................. 48
Hình 3.6. Kết quả theo dõi nồng độ FPG của bệnh nhân sau 6 tháng.......................53
Hình 3.7. Độ giảm FPG tại các thời điểm theo dõi sau ghép tế bào gốc ở hai
nhóm tĩnh mạch và động mạch sau ghép 6 tháng........................................53
Hình 3.8. Kết quả theo dõi nồng độ HbA1C của bệnh nhân sau ghép 6 tháng......55
Hình 3.9. Độ giảm HbA1C tại các thời điểm theo dõi sau ghép tế bào gốc theo hai
đường truyền tĩnh mạch và động mạch............................................................56
ĐẶT VẤN ĐỀ
Bệnh đái tháo đường (ĐTĐ) là bệnh rối loạn chuyển hóa không đồng nhất,
có đặc điểm tăng glucose huyết do khiếm khuyết về insulin, về tác động của
insulin, hoặc cả hai. Tăng gluocose mạn tính trong thời gian dài gây nên những
rối loạn chuyển hóa đường, protit, lipit, gây tổn thương ở nhiều cơ quan khác
nhau, đặc biệt ở tim, mạch máu, thận, mắt, và thần kinh [3]. Trong khi ĐTĐ típ 1
(ĐTĐ T1) có nguyên nhân xuất phát từ sự phá hủy tế bào beta tụy do miễn dịch tự
miễn ảnh hưởng trực tiếp đến quá trình sản xuất insulin thì ĐTĐ típ 2 (ĐTĐ T2) lại
do sự giảm chức năng của tế bào beta tụy tiến triển trên nền tảng kháng insulin
(Insulin Resistance) mà có thể do rất nhiều nguyên nhân khác nhau [1]. Thực
trạng cho thấy trên thế giới tỷ lệ ĐTĐ T2 đang tăng nhanh ở hầu hết các nước, dự
kiến đến năm 2040 trên thế giới số người mắc ĐTĐ sẽ tăng từ 415 (2015) lên đến
642 triệu người [56]. Tại Việt Nam, theo kết quả điều tra STEPwise về các yếu tố
nguy cơ của bệnh không lây nhiễm do Bộ Y tế thực hiện năm 2015, ở nhóm tuổi từ
18 – 69, cho thấy tỷ lệ ĐTĐ toàn quốc là 4,1%, tiền ĐTĐ là 3,6% [112]. Các phương
pháp kết hợp thuốc và lối sống lành mạnh đã cho thấy những hiệu quả trong việc
kiểm soát đường huyết tĩnh mạch cho các bệnh nhân mắc ĐTĐ T2, tuy nhiên một
thực tế là các bệnh nhân đều phải điều trị kéo dài và đối mặt với các nguy cơ về
biến chứng mạch máu và thần kinh [18], [21], [35]. Chính vì vậy, việc ứng dụng y
học tái tạo với mục đích phục hồi và kích thích khả năng tái tạo khối tế bào tụy là
một hướng điều trị mới hứa hẹn sẽ mang lại hiệu quả duy trì đường huyết ổn định
cho các bệnh nhân mắc ĐTĐ T2 [89]. Trong khi việc ghép tụy còn nhiều hạn chế
với nguồn tụy khan hiếm và những đòi hỏi về mặt kĩ thuật cao thì một số nghiên
cứu thử nghiệm lâm sàng trên thế giới trong việc ứng dụng liệu pháp tế bào gốc để
điều trị cho các bệnh nhân ĐTĐ T2 đã mang lại những hiệu quả ban đầu, đặc biệt
trong việc kiểm soát đường huyết tĩnh mạch lúc đói (Fasting Plasma Glucose -
FPG), giảm nồng độ HbA1C (Hemoglobin A1C) và giảm đáng kể lượng thuốc phải
sử dụng cho bệnh nhân [10], [89], [100], [118]. Với những tiềm năng mà liệu pháp
1
tế bào này mang lại, chúng tôi đã tiến hành nghiên cứu đề tài: “Ứng dụng tế bào
gốc trung mô tự thân từ tủy xương trong điều trị bệnh đái tháo đường típ
2” với các mục tiêu sau:
1. Đánh giá một số đặc điểm tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương tự
thân của các bệnh nhân mắc đái tháo đường típ 2.
2. Đánh giá tính an toàn của liệu pháp ghép tế bào gốc trung mô tự thân
trong điều trị bệnh đái tháo đường típ 2 và sự thay đổi một số chỉ sổ cận
lâm sàng bao gồm: nồng độ đường huyết lúc đói (FPG) và HbA1C.
2
CHƯƠNG 1: TỔNG QUAN
1.1. BỆNH ĐÁI THÁO ĐƯỜNG
1.1.1. Định nghĩa đái tháo đường
ĐTĐ là bệnh rối loạn chuyển hóa không đồng nhất, có đặc điểm tăng glucose
huyết do khiếm khuyết về tiết insulin của tế bào bêta tụy, về tác động của insulin tại
các mô cơ quan, hoặc cả hai. Tăng glucose mạn tính trong thời gian dài gây nên
những rối loạn chuyển hóa đường, protit, lipit, gây tổn thương ở nhiều cơ quan
khác nhau, đặc biệt ở tim ,mạch máu, thận, mắt và thần kinh [3].
1.1.2. Phân loại đái tháo đường
Phân loại bệnh ĐTĐ bao gồm: ĐTĐ T1, ĐTĐ T2, ĐTĐ thai kì và một số típ khác.
Trong đó ĐTĐ T2 thường được gọi là ĐTĐ không phụ thuộc insulin, chiếm trên 90%
tổng số bệnh nhân ĐTĐ, đặc điểm chính là kháng insulin dẫn đến thiếu hụt insulin
tương đối và giảm sản xuất insulin [1].
1.1.3. Dịch tễ học đái tháo đường
Theo Liên đoàn Đái tháo đường Thế giới (International Diabetes Federation
IDF), năm 2015 toàn thế giới có 415 triệu người trong độ tuổi 20-79 bị bệnh (ĐTĐ),
ước tính đến năm 2040 con số này sẽ là 642 triệu. Bên cạnh đó, do chế độ dinh
dưỡng, lối sống không hợp lý nên bệnh ĐTĐ T2 đang có xu hướng tăng và trở thành
vấn đề sức khỏe cộng đồng nghiêm trọng [56].
Tại Việt Nam, năm 1990, tỷ lệ ĐTĐ ở Hà Nội là 1,1%, thành phố Hồ Chí Minh là
2,25%, Huế là 0,96%. Năm 2003, trên toàn quốc, tỷ lệ rối loạn dung nạp glucose là
7,3%, rối loạn đường huyết lúc đói là 1,9%. Nghiên cứu năm 2012 của Bệnh viện
Nội tiết Trung Ương cho thấy tỷ lệ hiện mắc ĐTĐ ở người trưởng thành là 5,42%,
chưa được chẩn đoán trong cộng đồng là 63,6% [63]. Theo kết quả điều tra
STEPwise về các yếu tố nguy cơ của bệnh không lây nhiễm do Bộ Y tế thực hiện năm
2015, ở nhóm tuổi từ 18-69, cho thấy tỷ lệ ĐTĐ toàn quốc là 4,1%, tiền ĐTĐ là 3,6 %
[112].
1.1.4. Cơ chế bệnh sinh của đái tháo đường típ 2
Kháng insulin (Insulin resistance)
Như đã trình bày ở phần 1.1.2, đặc điểm chính của ĐTĐ T2 là sự kháng
insulin dẫn đến thiếu hụt insulin tương đối và giảm sản xuất insulin. Insulin là một
hormone được tiết ra bởi các tế bào bêta của tuyến tụy giúp duy trì sự cân bằng
hàm lượng glucose trong máu. Thuật ngữ “kháng insulin” đề cập đến việc giảm
phản ứng trao đổi chất đáp ứng với insulin của tế bào đích, hoặc ở cấp độ toàn bộ
cơ thể, làm sự giảm tác dụng hạ đường huyết của insulin lưu thông hay được tiêm
vào. Sự truyền tín hiệu insulin rất phức tạp, liên quan đến nhiều enzyme và protein
điều hòa khác nhau, bất kỳ khiếm khuyết nào trong biểu hiện chức năng của các tác
nhân này có thể làm giảm tín hiệu insulin bình thường dẫn đến IR trong các mô
ngoại biên. Czech MP (2017) đã đề xuất một ô hình nghiên cứu về việc tiếp nhận các
tín hiệu insulin thông qua thụ thể insulin trên bề mặt tế bào cho phép dẫn đến hàng
loạt các tín hiệu nội bào nhằm kích hoạt sử dụng kênh GLUT 4 tại cơ xương và mô
mỡ đồng thời ức chế quá trình tạo mới glucoso (gluconeogenesis) tại gan giúp làm
giảm glucose huyết (Hình 1.1). Các yếu tố liên quan hoạt hóa (mũi tên màu đen)
hay ức chế (đường gạch đỏ) cho phép duy trì được khả năng điều hòa các tín hiệu
insulin [26].
Kháng insulin trong tế bào gan làm tăng mức glucose trong huyết tương do
giảm tổng hợp glycogen. Hiệu ứng này được kết hợp bởi sự giảm hấp thụ glucose của
cơ xương và tế bào mỡ. Mặc dù sinh lý bệnh chính xác của IR không rõ ràng, các
khiếm khuyết trong việc truyền tín hiệu insulin đóng vai trò nổi bật (Bảng 1.1) bao
gồm: (1) việc điều chỉnh Protein‐Tyrosine Phosphatase 1B (PTP1B), (2) các phản ứng
viêm và adipokine, (3) sự quá tải gốc tự do,( 4) các khiếm khuyết trong phosphoryl
hóa serine của IRS-1, (5) rối loạn chức năng ty thể, (6) giảm hoạt động của thụ thể
để liên kết với insulin, (7) đột biến của GLUT 4, (8) căng thẳng trong mạng lưới nội
chất (Endoplasmic Reticulum Stress) [117].
Hình 1.1. Mô hình tiếp nhân tín hiệu insulin trong giảm nồng độ glucose máu.
Sự liên kết của insulin với thụ thể của nó sẽ hoạt hóa phần nội bào có hoạt tính
enzyme tyrosine kinaza của thụ thể. Đây là vùng có chức năng photphoryl hóa các axit
amin tyrosine của protein IRS (protein cơ chất của thụ thể insulin – Insuline Receptor
Substrate Protein). Sau khi được photphoryl hóa, các tyrosin của IRS sẽ hoạt động như
các vị trí neo giữ các tiểu đơn vị điều hòa p85 của enzyme kinaza p85/p110 PI-3 tại
màng tế bào. Điều này dẫn đến sự hình thành phức hệ PtdIns3,4,5P3 (phospholipid
phosphatidyl 3,4,5 phosphate ) từ PtdIns 4,5 P2 trên màng tế bào, tạo điều kiện cho sự
gia nhập và tương tác giữa protein kinaza PDK1 và Akt, dẫn đến sự photphory hóa (và
hoạt hóa) tại vị trí threonine 308 trên phân tử Akt. Sự hoạt hóa hoàn toàn Akt còn phụ
thuộc vào sự photphoryl hóa tiếp theo bởi enzyme kinaza thứ hai là mTORC2. Sau khi
Akt được hoạt hóa hoàn toàn sẽ tham gia vào sự điều hóa cân bằng nội môi glucose
thông quan sự vận chuyển glucose đến tế bào mỡ và cơ xương, sự ức chế tái tạo mới
glucose tại gan, cũng như quá trình hoạt hóa sự sinh tổng hợp lipit tại gan [26]
Bảng 1.1. Cơ chế phân tử của kháng insulin [117]
Vai trò trong kháng insulin Đảo ngược quá trình phosphoryl hóa axit amin tyrosin trên
Cơ chế phân tử Tăng cường hoạt tính của enzyme PTP1B
(Protein‐Tyrosine Phosphatase 1B)
phân tử của IRS ‐ 1 (Insulin Receptor Subsrate-1) cảm ứng bởi sự liên kết với insulin và do đó làm suy yếu sự truyền tín hiệu insulin. Kích hoạt các con đường IKKβ / NF B và JNK, photphoryl
hóa IRS ‐ 1 tại vị trí serin 307, giảm biểu hiện GLUT ‐ 4,
Phản ứng viêm và adipokine
giảm biểu hiện IRS ‐ 1 qua ERK1 / 2, gây phân hủy IRS thông qua cơ chế phụ thuộc SOCS1 và SOCS3 Kích hoạt một số con đường thuộc nhóm kinaza serine threonine, ví dụ như IKKβ / NF B và JNK phân hủy IRS, ức chế biểu hiện và định vị trên màng tế bào của GLUT 4, làm Quá tải gốc tự do giảm sự dịch chuyển vị trí của IRS ‐ 1 và kinaza PIP ‐ kinase,
Khiếm khuyết trong photphoryl hóa serine
của IRS ‐ 1
Béo phì phosphoryl hóa serine tại vị trí serine 307 của IRS ‐ 1, kích hoạt các phản ứng viêm. Giảm photphoryl hóa thụ thể insulin, phosphoryl hóa serine tại vị trí 307, ngăn chặn tín hiệu insulin dẫn đến ngăn chặn tín hiệu insulin. Hoạt hóa các kinaza serine threonine,gây viêm và làm suy yếu tín hiệu insulin.
Giảm số lượng thụ thể insulin, giảm thụ thể chức năng do đột biến, tự miễn kháng thể chống thụ thể insulin. Rối loạn chức năng ty thể Thúc đẩy căng thẳng oxy hóa, làm suy yếu tín hiệu insulin. Giảm hoạt động khả năng liên kết của thụ thể với insulin
Đột biến của GLUT 4
Căng thẳng ER Đột biến điểm làm thay đổi sự biến đổi bình thường của GLUT 4, ức chế glucose đi vào các tế bào phụ thuộc và làm suy yếu các đường dẫn tín hiệu tiếp theo. Phá vỡ sự cuộn gấp thích hợp dẫn đến sự tích tụ của protein bị sai lệch.
Suy giảm chức năng tế bào beta của tụy
Hai dòng tế bào chính duy trì chức năng chính cho tuyến tụy là dòng tế bào
alpha và bêta. Các tác dụng đối kháng bởi insulin được tiết ra từ tế bào bêta và
glucagon được tiết ra từ tế bào alpha giúp duy trì lượng đường huyết ổn định trong
máu bằng việc kích hoạt các quá trình khác nhau của việc hấp thu glucose và phân
hủy glycogen (Hình 1.2) [99].
Hình 1.2. Hoạt động của các tế bào tại đảo tụy trong duy trì nồng độ glucose huyết.
Các đảo nhỏ tụy có chứa các tế bào alpha và tế bào bêta, tiết ra glucagon và
insulin tương ứng. Insulin và glucagon tác dụng đối kháng lên các cơ quan ngoại vi
để kiểm soát lượng đường trong máu. Insulin phát huy tác dụng hạ glucose của nó
bằng cách kích thích sự hấp thu glucose ở cơ xương, thông qua việc ức chế sản xuất
glucose ở gan và bằng cách làm tan mỡ. Ngược lại, glucagon làm tăng nồng độ
glucose tuần hoàn bằng cách tăng gluconeogenesis và lipolysis [99].
Cả hai loại ĐTĐ T1 và ĐTĐ T2 đều có đặc điểm bởi sự sụt giảm khối tế bào
bêta giữ chức năng sản xuất insulin để duy trì đường huyết. Các dấu hiệu chính của
ĐTĐ T1 và ĐTĐ T2 chỉ trở nên rõ rệt khi số tế bào bêta trong tụy bị thiếu hụt. Ở
bệnh nhân ĐTĐ T1 dấu hiệu khởi phát của bệnh xảy ra khi khối tế bào beta giảm
đến dưới mức 20%. ĐTĐ T1 lâm sàng (nghĩa là có triệu chứng) không xuất hiện cho
đến khi 80% - 90% đã bị phá hủy và có một khoảng cách rõ rệt giữa khởi phát tự
miễn dịch và khởi phát bệnh tiểu đường, các tế bào bị tiêu diệt bởi chính hệ miễn
dịch của bệnh nhân, trong khi ở bệnh nhân ĐTĐ T2, IR dẫn tới glucose trong máu
tăng cao, điều này thúc đẩy nhu cầu tổng hợp insulin của tụy tăng lên nhiều lần,
khối tế bào beta không đáp ứng đủ nhu cầu insulin tăng cao của cơ thể, cuối cùng
theo thời gian, khối tế bào bị tổn thương và chết theo lập trình – apotosis dẫn tới
sụt giảm 40-60% khối bêta [7]. Các biện pháp khắc phục khả năng kháng insulin
cũng như. Do vậy, những bệnh nhân này cần bù thêm insulin bằng đường uống
hoặc tiêm, tuy vậy cũng không thể thay thế chức năng bình thường của tế bào bêta,
hậu quả là bệnh tiến triển nặng hơn và dẫn tới những biến chứng mạn tính và tàn
tật.
1.1.5. Biến chứng của đái tháo đường típ 2
ĐTĐ là một bệnh tiến triển, nếu bệnh nhân không kiểm soát tốt lượng đường
huyết trong máu cũng như duy trì chế độ ăn và luyện tập thì sẽ mắc phải các biến
chứng không mong muốn do ĐTĐ gây ra. Các biến chứng cấp tính có thể ảnh hưởng
đến tính mạng của bệnh nhân bao gồm: Hôn mê nhiễm toan ceton (Diabetic
Ketoacidosis – DKA) và hôn mê tăng áp lực thẩm thấu (Hyperosmolar
hyperglycemic syndrome – HHS) [41] [58] [11] [86]. Các biến chứng mạn tính liên
quan đến bệnh lý về mạch máu nhỏ như biến chứng về bệnh lý võng mạc và đục
thủy tinh thể, microalbumin niệu; ĐTĐ làm tăng nguy cơ các bệnh về mạch vành,
động mạch ngoại biên [113].
Việc để lại các biến chứng trên sẽ ảnh hưởng đến chất lượng sống của bệnh
nhân, vì vậy với mỗi bệnh nhân mắc ĐTĐ T2 cần có những chiến lược điều trị phù
hợp là điều vô cùng quan trọng nhằm kiểm soát được nồng độ đường huyết trong
máu.
1.1.6. Điều trị đái tháo đường típ 2
1.1.6.1.Điều trị bằng thuốc
ĐTĐ T2 được đặc trưng bởi kháng Insulin giai đoạn đầu và khiếm khiết
Insulin giai đoạn sau. Cùng với đó sự tiến triển tự nhiên của ĐTĐ T2 dẫn đến sự phụ
thuộc Insulin
Các hướng tiếp cận điều trị ĐTĐ T2 được đưa ra đều dựa trên cơ chế bệnh sinh. Các
dòng thuốc khác nhau được xây dựng theo tiêu chuẩn của hiệp hội Đái tháo đường
Hoa Kỳ bao gồm:
- Nhóm 1: Nhóm thuốc cải thiện sự đề kháng insulin bao gồm Metformin và TZD
(Thiazoliglitazone) bao gồm: Pioglitazone và Rosiglitazone hiện nay đang được
khuyến cáo sử dụng.
- Nhóm 2: Nhóm thuốc làm tăng khả năng tiết insulin bào gồm nhóm SU
(Sulfunylurase) với các thuốc đang lưu hành: Gliburide, Glipizde, Gliclazide,
Glibenclamide). Tùy thuộc vào thời thời điểm bệnh của bệnh nhân mà có những
phối hợp thuốc hợp lý do các nhóm thuốc kích thích tăng tiết insulin ở tụy có thể
tăng hiệu quả kiểm soát đường huyết tuy nhiên lại làm quá trình tổn thương tủy
ngày càng tiến triển.
- Nhóm 3: Một số dòng thuốc khác cũng đòng vài trò quan trọng trọng việc kiểm
soát tăng tiết insulin và giảm tiết glucagon ở tụy dựa trên sự điều hòa của
incretin – một hocmon được tiết ra sau ăn ở ống tiêu hóa. Hai dòng thuốc chính
này là GLP-1 receptor agonist (thuốc đồng vận thụ thể GLP-1 – Glucagon like
peptide1) và DPP-4 inhibitor ( thuốc tức chế DPP-4 – Dipeptidyl – peptidase - 4).
Incretin đóng vai trò kiểm soát đên 70% lượng insulin tiết ra sau ăn, loại incretin
quan trọng nhất của ruột là GLP-1, chúng sẽ được thoái biến thành dạng bất
hoạt thông qua enzyme DPP-4. Vì vậy việc đồng vận GLP-1, hay bất hoạt DPP-4 sẽ
có tác dụng làm tăng khả năng hoạt động của GLP-1 đồng thời làm tăng tiết
insulin ở tụy.
- Nhóm 4: Việc giảm hấp thu Glucose tại thận cũng làm giảm nồng độ Glucoso
máu và việc ức chế kênh đồng vận chuyện Sodium-Glucose cotranspoter cho phép
làm giảm sự hấp thu Glucose này. Nhóm thuốc dựa trên cơ chế này là Sodium-
Glucose cotransporter 2 insulin (SGCT2 inhibitor) bao gồm: Canagliflozin,
Dapagliflozin, Empagliflozin [3].
Việc sử dụng thuốc và duy trì chế độ luyện tập, dinh dưỡng theo khuyến cáo đã
được ban hành trong các văn bản hướng dẫn và điều trị ĐTĐ T2 [1]. Chỉ số HbA1C
được khuyến cáo sử dụng để đánh giá các hiệu quả can thiệp điều trị ở các bệnh
nhân ĐTĐ T2. HbA1c là một loại hemoglobin đặc biệt kết hợp giữa hemoglobin và
đường glucose, nó đại diện cho tình trạng gắn kết của đường trên Hb hồng cầu. Sự
hình thành HbA1c xảy ra chậm 0.05% trong ngày và tồn tại suốt trong đời sống của
hồng cầu 120 ngày. Bình thường HbA1c chiếm 4-6% trong toàn bộ hemoglobin. Chỉ
số HbA1c cao khi tăng trên bình thường 1% tương ứng với giá trị đường huyết
tăng lên 30mg/dl hay 1.7mmol/l. Khi HbA1c > 6.5% chứng tỏ việc kiểm soát đường
huyết kém. Khi HbA1c < 6.5% cho thấy kiểm soát đường huyết tốt [1]. Hình 1.3 cho
thấy được sự phối hợp thuốc trong điều trị cũng như đánh giá dựa trên nồng độ
HbA1C.
Hình 1.3. Sơ đồ lựa chọn thuốc và phương pháp điều trị đái tháo đường típ 2 [1].
ĐTĐ T2 là một bệnh tiến triển, theo thời gian, chức năng tụy tiếp tục suy giảm,
càng làm cho việc kiểm soát đường huyết bằng các loại thuốc uống gặp nhiều khó
khăn. Sau một thời gian điều trị, nhiều bệnh nhân ĐTĐ T2 cần phải tiêm insulin để
cân bằng được đường huyết. Việc kiểm soát đường huyết bằng thuốc chỉ duy trì một
thời gian nhất định và không làm thay đổi IR cũng như giảm sự tổn thương tế bào
beta tụy. Chính vì vậy, việc thay thế hoặc bù lại khối tế bào tụy cũng như ức chế sự
tổn thương và chết tế bào tụy là một hướng điều trị mới hứa hẹn mang lại hiệu quả
duy trì đường huyết cho bệnh nhân ĐTĐ T2.
1.1.6.2.Ghép tụy và tiểu đảo tụy
Năm 1966, trường hợp ghép tụy đầu tiên được thực hiện tại Đại học
Minnesota, từ đó đến nay trải qua gần 50 năm, đã có hơn 50000 bệnh nhân ĐTĐ
được ghép tụy tại hơn 200 cơ sở trên toàn thế giới [20]. Thống kê tại Mỹ, hơn 95%
bệnh nhân được ghép tụy sống sót sau năm đầu tiên sau ghép và 88% sống sót sau
năm thứ 5. Năm đầu tiên sau ghép, 84% tụy được ghép tồn tại và 60% tụy được
ghép tồn tại sau 5 năm [81].
Mặc dù chẩn đoán ĐTĐ T2 từng được coi là chống chỉ định ghép thận – tụy
[111]. Tuy nhiên, nhiều bằng chứng ngày càng cho thấy rằng có thể đạt được sự
ghép tương tự và sự sống sót của bệnh nhân khi so sánh với người nhận ĐTĐ T1.
Khi đánh giá trên 35000 ca ghép tụy được báo cáo cho Cơ quan đăng ký cấy ghép
tụy quốc tế (International Pancreas Transplant Registry - IPTR), Gruessner và cộng
sự đã tiết lộ một xu hướng tăng trong tỷ lệ ghép tụy được thực hiện trên các bệnh
nhân mắc ĐTĐ T2. Số đăng ký với tỷ lệ người nhận ĐTĐ T2 chung tăng từ 2 % năm
1995 lên 7 % năm 2010 ( p <0,0001) [15]. Mặc dù xu hướng tăng này, trên thực tế,
tỷ lệ ĐTĐ T2 có thể thấp hơn (hoặc cao hơn) do không có tiêu chí thống nhất và
được xác định theo đó các trung tâm cấy ghép để lựa chọn các bệnh nhân ĐTĐ T2.
Hiệu quả ghép tụy mang lại đã được chứng minh với khả năng tiết insulin tăng và
tác dụng phụ thấp [94]. Tuy nhiên, nguồn tụy hiếm là một vấn đề khó khăn, việc sử
dụng nguồn tụy này trong ĐTĐ T2 làm hạn chế số lượng người được ghép trong
nhóm ĐTĐ T1. Trong khi đó các cơ sở ghép tụy khá phức tạp cần các chuyên gia có
kinh nghiệm để đảm bảo được sự sống tối ưu cho bệnh nhân. Thời gian sau khi ghép
không sử dụng kháng sinh ở bệnh nhân ĐTĐ phụ thuộc rất nhiều vào phương pháp
ghép. Đồng thời bệnh nhân cần phải sử dụng các thuốc ức chế miễn dịch trong thời
gian dài [45].
Khắc phục các nhược điểm của các phương pháp điều trị ĐTĐ T2 trước đó cho
phép
1.2. TẾ BÀO GỐC
1.2.1. Định nghĩa tế bào gốc
Thuật ngữ “stem cell” (tế bào gốc) xuất hiện trên các tài liệu khoa học vào
khoảng năm 1868 trong các công trình nghiên cứu của nhà sinh vật học nổi tiếng
người Đức Ernst Haecker [95]. Tế bào gốc được định nghĩa là những tế bào chưa
chuyên hóa chức năng, có khả năng phân chia chủ động (Self-newal) và khả năng
biệt hóa (Differentiation) thành các tế bào chuyên hóa với các chức phận sinh lý cụ
thể [2]. Khi tế bào gốc phân chia, mỗi tế bào mới có khả năng duy trì tính gốc hoặc
trở thành một tế bào khác với chức năng chuyên biệt hơn. Ví dụ, các tế bào gốc tạo
máu trong tủy xương có thể biệt hóa thành các dòng tế bào máu như hồng cầu,
bạch cầu, tiểu cầu và một số dòng tế bào khác. Trong nhiều mô, tế bào gốc đóng vai
trò như hệ thống sửa chữa nội mô. Quá trình duy trì cân bằng nội mô của da là một
ví dụ điển hình của vai trò tế bào gốc. Phần mất đi thường xuyên của các tế bào
sừng ở lớp trên của biểu bì được thay thế từ sự tăng sinh của lớp đáy để duy trì
nguyên vẹn chức năng của hàng rào da được tạo ra từ biểu bì [68]. Một số dòng tế
bào được biết đến nhiều hơn cả các ứng dụng thực tế từ chúng, dòng tế bào được
biết đến nhiều nhất đó là dòng tế bào gốc trung mô.
1.2.2. Tế bào gốc trung mô
Tế bào gốc trung mô (Mesenchymal Stem Cell – MSC) thuộc nhóm tế bào gốc đa
năng (multipotent), có mặt hầu hết trong các mô như tủy xương, mô mỡ, dây
rốn, tủy răng sữa. [93]. Tương tự các kiểu tế bào gốc khác, MSC có khả năng tự
làm mới cao trong khi vẫn giữ được tính đa tiềm năng. Do đó, MSC đang được
ứng dụng ngày càng nhiều trong liệu pháp tế bào.
Hình 1.4. Nguồn tế bào gốc trung mô trưởng thành và các loại tế bào mà chúng có thể biệt
hóa [78].
Các mũi tên phía trên giới thiệu về nguồn gốc của các tế bào gốc trung mô bao gồm:
buồng trứng, nhau thai, màng ối, dây rốn, tủy xương, tủy răng sữa, hạ bì, sữa. Các mũi
tên phía dưới mô tả về khả năng biệt hóa đa dòng thành các dòng tế bào khác nhau của
MSC bao gồm: xương, mỡ, tế bào máu, nội mô, sụn, ống thận, tế bào thần kinh.
Kể từ khi được phát hiện bởi Friedenstein vào năm 1976 tế bào gốc trung mô
từ tủy xương (Bone marrow- Mesenchymal Stem Cell – BM-MSC), số lượng các
nghiên cứu liên quan đến MSC tăng lên rất nhanh nhờ những đặc tính ưu việt
của nó: khả năng tăng sinh mạnh, điều hòa miễn dịch, biệt hóa và chuyển biệt
hóa [16], [40], [79], [91]. MSC có thể biệt hóa in vitro hay in vivo thành nhiều
kiểu tế bào khác nhau bao gồm xương, sụn, cơ, chất nền tủy xương, gân, mỡ và
nhiều mô liên kết khác (Hình 1.5). Do đó, MSC là một mô hình hấp dẫn trong
biệt hóa tế bào gốc, mang lại nhiều đặc điểm phù hợp cho liệu pháp tế bào và
liệu pháp gen. Thậm chí các tế bào trung mô của nhiều mô có tính mềm dẻo
cao và có thể biệt hóa thành các tế bào của các dòng khác không thuộc trung
mô.
Hình 1.5. Tiềm năng biệt hóa của tế bào gốc trung mô (TRENDS in Molecular Medicine, 2001)
1.2.3. Tế bào gốc trung mô từ tủy xương
Từ những năm 1950, tủy xương trong y văn được miêu tả như một nguồn dồi
dào tế bào gốc tạo máu và hỗn hợp các tế bào hỗ trợ cho quá trình sản sinh các
thành phần tạo máu. Đến những thập niên 1960, hai nhà khoa học nổi tiếng là
Ernest A. McCulloch và James E. Till thực hiện thí nghiệm nuôi cấy dung dịch tủy
xương với kết quả cho thấy khả năng tạo cụm của các tế bào có trong tủy xương
[36]. Thí nghiệm này là nền tảng cho thí nghiệm kế tiếp thực hiện bởi Friedenstein
vào những năm đầu thập niên 70 chứng minh khả năng tăng sinh từ những cụm
sau khi nuôi cấy tế bào tủy xương bên ngoài cơ thể (ex vivo). Hàng loạt những thí
nghiệm được thực hiện và cho thấy khả năng tăng sinh của các tế bào tủy xương và
khả năng biệt hóa thành một số tế bào đặc hữu như tế bào xương, sụn, mỡ. Từ đó,
khái niệm tế bào gốc trung mô ra đời với tên gọi khoa học là Mesenchymal stem
cells (MSCs) [101].
Trong tủy xương, quần thể tế bào gốc trung mô rất nhỏ với tỉ trọng chiếm từ
0.001 đến 0.01% số lượng tế bào đơn nhân [84]. Mặc dù số lượng tế bào gốc trung
mô rất nhỏ, nhưng dưới điều kiện nuôi cấy thích hợp, dòng tế bào này vẫn có khả
năng tăng sinh vượt trội và khả năng biệt hóa tốt. Tế bào gốc trung mô từ tủy
xương đến thời điểm này đã được chứng minh là dòng tế bào gốc đa năng, với khả
năng biệt hóa giới hạn trong các dòng tế bào thuộc lớp trung mô như tế bào xương,
sụn, và mỡ. Tuy nhiên, một số thí nghiệm khác cũng cho thấy rằng dòng tế bào gốc
này cũng có khả năng biệt hóa thành tế bào gan, tế bào tim, tế bào thần kinh nhưng
quá trình biệt hóa rất nhiều giai đoạn và có tỉ lệ thành công thấp [92].
Để tăng khả năng phân lập tế bào gốc trung mô từ tủy xương, việc phân tách
các tế bào đơn nhân hiện hữu trong tủy xương là một trong những phương pháp
đơn giản, ít tốn kém, và không tốn nhiều thời gian. Trong số đó, phương pháp thu
thập tế bào đơn nhân bằng kỹ thuật ly tâm tỉ trọng Ficoll là phương pháp phổ biến
nhất. Nguyên lý cơ bản của kỹ thuật này nằm ở quá trình phân tách các loại tế bào
khác nhau bên trong tủy xương dựa vào tỉ trọng của chúng khi ly tâm với Ficoll.
Sau quá trình ly tâm, hồng cầu, tế bào bạch cầu trung tính, và các cặn xương sẽ
nằm ở lớp dưới cùng của ống ly tâm, lớp tế bào đơn nhân sẽ nằm ở lớp giữa Ficoll
và huyết tương, hay còn gọi là lớp Buffy coat. Tại thời điểm ban đầu của quá trình
nuôi cấy (Passage 0 – P0), tế bào gốc trung mô từ tủy xương có đặc điểm hình thái
tương tự như nguyên bào sợi với kích thước nhỏ, hai đầu tế bào phân cực kéo dài,
có khả năng tăng sinh và nhân đôi ở tốc độ chậm. Hình thái của các tế bào này
thường trở nên đồng nhất và tăng sinh nhanh hơn qua những lần cấy chuyển. Khi
dòng tế bào đã ổn định, tế bào gốc trung mô từ tủy xương có thể cấy chuyển từ 10
đến 20 lần tùy thuộc vào bản chất của tế bào thường liên quan trực tiếp đến thể
trạng người hiến như độ tuổi, bệnh lý và đăc điểm của mỗi bệnh nhân [92].
1.3. ỨNG DỤNG CỦA TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ TRONG ĐIỀU TRỊ BỆNH ĐÁI
THÁO ĐƯỜNG TÍP 2
1.3.1. Cơ sở lý luận của phương pháp ghép tế bào gốc trên bệnh nhân đái
tháo đường típ 2
Tế bào gốc đã được ứng dụng trong y học tái tạo, sử dụng để điều trị các bệnh
khác nhau cũng như trong điều trị ĐTĐ, xơ gan, tái tạo biểu mô, da và chấn thương
chỉnh hình như sửa chữa sai hỏng xương, sụn, dây chằng, gân. Đặc biệt vai trò của tế
bào gốc trong điều trị các bệnh tự miễn: viêm khớp tự miễn, bệnh Crohn đã được
chứng minh [50], [53], [73], [74], [87]. Trong các loại tế bào gốc, tế bào gốc trung mô
là loại tế bào có thuộc tính điều hòa miễn dịch mạnh mẽ nhất và đã được chứng minh
qua mô hình động vật thí nghiệm cũng như trên các thử nghiệm lâm sàng trên người.
Mặc dù vậy chúng có thể được nuôi cấy và tăng sinh rất tốt ở điều kiện phòng thí
nghiệm [59].
Cơ chế tác động của MSC được thể hiện trong Hình 1.6 với khả năng biệt hóa
thành tế bào tụy (IPC) làm tăng khả năng tiết insulin và cải thiện chức năng của tế bào
bêta tụy. Cùng với đó là sự thúc đẩy tái tạo các tế bào tuyến tụy thông qua việc tiết ra
các cytokine và các nhân tố tăng trưởng như VEGF, IGF0-1, PDGF-BB, angiopoietin-1
phục hồi tế bào bêta, thúc đẩy sự chuyển đổi tế bào alpha sang tế bào beta. Tiếp theo là
cải thiện sự kháng insulin sự hoạt hóa con đường tín hiệu IRS-1/PI3K, sự chuyển đổi
của đại thực báo gây viêm M1 thành các đại thực báo kháng viêm M2, ngoài ra cũng
giảm các cytokines và chemokines gây viêm. Với khả năng điều hòa miễn dịch, chống
oxyhoa và tắng sự tự thực bào, MSC giúp tăng cường bảo vệ các tế bào tụy nội sinh
[118].
Hình 1.6. Cơ sở lý luận của phương pháp ghép tế bào gốc trên bệnh nhân đái tháo đường típ [118]
Khả năng biệt hóa thành tế bào tụy (IPC)
Tiềm năng biệt hóa thành IPC được cho là cơ chế chính giúp MSC cải thiện
tình trạng tăng đường huyết trong ĐTĐ T2 [44]. Sự biệt hóa của MSC thành các
khoang nội tiết của tuyến tụy được kiểm soát bởi các yếu tố phiên mã quan trọng
như Pdx-1, Ngn-3, NeuroD1, Pax4, Pax6 [44]. Việc tạo lập chính xác con đường tín
hiệu này giúp MSC có thể biệt hóa thành IPC. Chen và cộng sự đã thu được IPC biệt
hóa không hoàn toàn có biểu hiện insulin và nestin bằng cách nuôi cấy BM-MSC
chuột trong môi trường không có huyết thanh với sự hiện diện của nồng độ Glucose
cao, novotinamide và mercaptoethanol [114]. Nhiều các nghiên cứu về sau đã được
sửa đổi với các tác nhân kích thích khác nhau đã được áp dụng để cải thiện sự biệt
hóa và hiệu quả. Mortiscot và cộng sự lần đầu tiên biệt hóa tế bào BM-MSC của con
người thành IPC bằng cách sử dụng các véc tơ adenovirus trên chuột Pdx-1 và Xie
đã tạo ra IPC theo một quy trình biệt hóa ba bước trong đó có sử dụng Activin A
như là một chất biệt hóa ở bước cuối cùng, kết quả thu được là IPC đã có thể giải
phóng insulin theo cách phụ thuộc glucose [82], [116]. Các nguồn tế bào gốc trung
mô cũng có thêm nhiều lựa chọn hơn, đặc biệt là tế bào gốc trung mô từ dây rốn
UC-MSC. Các tế bào gốc trung mô có nguồn gốc từ lớp Wharton Jelley (WJ-MSC) của
dây rốn có thể biệt hóa thành công thành IPC, tiềm năng biệt hóa của dòng tế bào
này nổi trội hơn rất nhiều so với BM-MSC. Chao và cộng sự, đã biệt hóa thành công
WJ-MSC bằng cách sử dụng môi trường điều hòa neuron trong in vitro và chứng
minh rằng các IPC đã thể hiện chức năng của các tế bào beta điển hình tronng in
vivo [23]. Tuy nhiên, thời gian tồn tại của các tế bào biệt hóa, kết quả từ việc sử
dụng các tác nhân kích thích và véc tơ adenovirus trong quá trình biệt hóa đã hạn
chế ứng dụng của việc thiết lập tái tạo đảo tủy trước khi ghép. Vì vậy, ghép trực tiếp
các MSC được cho là cách hiệu quả và an toàn nhất để tránh các hậu quả không
mong muốn này. Các nghiên cứu về khả năng tái tạo tiếp theo được nghiên cứu trên
chuột. MSC đã được truyền trực tiếp vào mô tụy bị tổn thương, tuy nhiên, chỉ một
phần nhỏ các tế bào dương tính với insulin được tìm thấy trong tuyến tụy, chúng
không thể hoàn toàn giải thích được cho sự đổi mới của các tế bào đảo tụy [51].
Ianus và cộng sự, 2003, đã quan sát sự tái sinh đáng kể của các tế bào beta trưởng
thành ở chuột mắc bệnh tiểu đường sau khi cấy BM – MSC, mặc dù chỉ có khoảng 3
% tế bào đảo tụy có nguồn gốc từ tủy xương. Lecher và cộng sự , 2003, không tìm
thấy sự biệt hóa đáng kể nào của BMMSC trong các tế bào beta khi nuôi cấy invivo
(chỉ có 2 tế bào trên tổng số 100.000 tế bào beta có nguồn gốc từ BM –MSC) [55].
Choi và cộng sự, 2003, đã báo cáo rằng các tế bào được dán nhãn GFP đã được tìm
thấy trong các đảo nhỏ sau khi ghép tủy xương, nhưng không có tế bào nào trong số
này biểu hiện insulin [25]. Từ các dữ liệu cho thấy được nguồn gốc của tụy được tái
tạo chưa thực sự rõ ràng và đó có phải là kết quả của sự biệt hóa từ MSC hay không
vẫn còn nhiều tranh cãi.
Điều hòa hệ thống miễn dịch trong cơ thể
Ngoài các đặc tính tái tạo, MSC cũng đã chứng minh khả năng điều hòa miễn
dịch. MSC còn được gọi là các tế bào đặc quyền miễn dịch vì biểu hiện phức hệ hoà
hợp miễn dịch (MHC) thấp và các phân tử đồng kích thích [67], [70]. Là tác nhân
chính của đáp ứng miễn dịch thích ứng, tế bào lympho T đóng vai trò nổi bật trong
bệnh tự miễn và thải ghép. Một số nghiên cứu đã chứng minh rằng các chất ức chế
sự tăng sinh của tế bào lympho T bằng cách ức chế sự chuyển hóa năng lượng của
quần thể tế bào T, thúc đẩy sự dung nạp tế bào T hoặc gây ra sự tăng sinh của quần
thể tế bào T điều tiết [48]. Hơn nữa, MSC cũng ức chế sự tăng sinh của các tế bào B
và ngăn chặn một loạt các chức năng tế bào miễn dịch, bao gồm bài tiết cytokine và
độc tế bào của tế bào T và tế bào giết người tự nhiên (NK), tế bào B trưởng thành
và bài tiết kháng thể [110]. Các tác dụng ức chế miễn dịch của MSC làm giảm các
quá trình tự miễn dịch có nguy cơ dẫn đến phá hủy các tế bào beta tuyến tụy.
Các nghiên cứu đã cho thấy MSC thúc đẩy sự sống sót của đảo nhỏ bằng việc
chống lại tình trạng thiếu oxy và stress oxy hóa [22]. Trong nghiên cứu của
Chdravanshi và cộng sự, 2017, sau 48 giờ nuôi cấy tiếp xúc trực tiếp với các MSC có
nguồn gốc từ thạch của Wharton, các tế bào đảo tụy thể hiện khả năng sống sót cao
hơn và giảm việc chết theo chu trình so với điều kiện của chúng mà không cần nuôi
cấy [22]. Ngoài sự tăng biểu hiện của các cytokine chống viêm như TGF-β và TNF-α
và giảm các cytokine gây viêm, các tế bào đảo đồng nuôi cấy cho thấy mức độ giảm
của các loại oxy phản ứng, oxit nitric cho thấy tác dụng bảo vệ của MSC trên các tế
bào đảo chống lại các tổn thương tế bào qua trung gian căng thẳng oxy hóa. Tổn
thương do stress oxy hóa gây ra do tăng đường huyết được công nhận là yếu tố căn
nguyên chính trong sự phát triển của bệnh tiểu đường, nghiên cứu thêm về khả
năng chống oxy hóa của các sản phẩm MSC để thúc đẩy sự sống sót của đảo nhỏ có
thể xác nhận tính hữu ích của việc ghép đồng với MSC [66].
Tự thực bào (autophagy) đóng một vai trò không thể thiếu trong một loạt
các bệnh, chẳng hạn như rối loạn thoái hóa thần kinh và bệnh tim mạch. Tự thực
bào cần thiết để duy trì kiến trúc và chức năng của các tế bào beta đảo tụy. Cả sự
thiếu hụt và tăng cường của tự thực bào đều đóng một vai trò trong cơ chế bệnh
sinh của ĐTĐ T2 [8], [31], [60], [98]. Trong một nghiên cứu gần đây, Zhao và cộng
sự, 2015, nhận thấy rằng việc nuôi cấy cùng với BM-MSC đã làm giảm đáng kể độc
tính của tình trang đường huyết tăng cao của các tế bào INS-1. Độc tính của glucose
trong các tế bào INS-1 được đặc trưng bởi giảm khả năng sống của tế bào, tăng
apoptosis của tế bào và suy giảm bài tiết insulin cơ bản và bài tiết insulin do glucose
kích thích. Một nghiên cứu sau đó cho thấy tác dụng bảo vệ của BM-MSC trên các tế
bào INS-1 được trung gian bằng cách thúc đẩy sự hình thành sự tự thực bào [123].
Tất cả những kết quả này cung cấp bằng chứng hỗ trợ cho việc tăng cường khả
năng tự trị của MSC như là một chiến lược lý tưởng để điều trị ĐTĐ T2.
Cải thiện tình trạng kháng insulin
Rối loạn chức năng của các tế bào beta đảo tụy sản xuất insulin và IR cùng tồn
tại trong T2DM. Do đó, cơ chế điều trị ĐTĐ T2 được mô tả ở trên không thể được
giải thích thỏa đáng chỉ bằng khả năng tiềm năng của MSC để thúc đẩy chức năng
tế bào beta đảo tụy. Si và cộng sự lần đầu tiên phát hiện ra rằng cấy ghép BM-MSC
làm giảm mức tăng đường huyết ở chuột với chế độ ăn nhiều chất béo gây ra bởi
STZ bằng cách kích hoạt đường dẫn tín hiệu của chất nền thụ thể insulin (IRS) -
1. Điều này dẫn đến tăng khả năng chuyển vị và biểu hiện của GLUT-4, cải thiện tình
trạng IR qua trung gian BM-MSC trong các mô đích của insulin ngoại biên [104].
Điều thú vị là, truyền MSC trong giai đoạn đầu (7 ngày) có thể khôi phục chức năng
tế bào, cải thiện sự phá hủy các đảo nhỏ tụy, thúc đẩy các tế bào đến các mô bị tổn
thương và giảm IR, trong khi truyền vào giai đoạn muộn (21 ngày) chỉ đơn thuần là
tình trạng IR được cải thiện, gợi ý một cửa sổ thời gian điều trị hợp lý trong giai
đoạn đầu của bệnh tiểu đường [46]. Sau phát hiện hấp dẫn này, Hughey và cộng sự
đã có một khám phá tình cờ rằng sự hấp thu glucose ở các mô ngoại biên, bao gồm
cả cơ xương và mô mỡ, đã tăng lên ở những con chuột được điều trị bằng MSC bị
nhồi máu cơ tim. Hơn nữa, sự hấp thu glucose tăng cường trong các mô này có liên
quan đến việc truyền tín hiệu insulin được cải thiện khi được đánh giá bởi sự
phosphoryl hóa Akt và biểu hiện của GLUT-4 [54]. Tuy nhiên, không thể hiểu hoàn
toàn cơ chế MSC cải thiện tình trạng IR.
Hiện nay tình trạng IR được coi là có liên quan chặt chẽ với viêm mạn tính
toàn thân. Cytokine và chemokine, chẳng hạn như yếu tố hoại tử khối u alpha (TNF-
α) và interleukin-1 beta (IL-1β) được tạo ra bởi các đại thực bào mô mỡ (ATM) ở
trạng thái viêm nhiễm M1 đã được xác định là tác nhân quan trọng trong khởi đầu
viêm và sự phát triển IR [88]. Tuy nhiên, còn có các thành phần chống viêm được
gọi là M2, hoặc các đại thực bào được kích hoạt xen kẽ, đã được chứng minh là có
vai trò trong việc ngăn ngừa IR [37]. MSC đã được chứng minh là có tác dụng chống
viêm bằng cách thúc đẩy M2 trong các vết thương ngoài da và tổn thương thận
trong cả in vitro và in vivo [39], [119]. Một nghiên cứu gần đây đã xác nhận rằng
UC-MSC làm giảm bớt tình trạng IR ở chuột T2DM bằng cách lập trình lại các đại
thực bào được kích hoạt cổ điển (M1, pro-viêm) thành một kiểu hình được kích hoạt
xen kẽ (M2, chống viêm). Phân tích sâu hơn cho thấy các UC-MSC được kích thích
bằng M1 tăng biểu hiện IL-6. IL-6 điều chỉnh tăng biểu hiện IL4R, thúc đẩy quá trình
phosphoryl hóa STAT6 trong các đại thực bào và cuối cùng được lập trình lại các
đại thực bào thành kiểu hình M2 [116]. Ngoài ra, môi trường được điều hòa từ các
MSC có nguồn gốc từ mô mỡ đã đảo ngược tình trạng kháng insulin trong các mô
hình tế bào IR, bằng chứng là insulin được phục hồi và kích thích sự hấp thu
glucose, thông qua việc tăng biểu hiện gen GLUT4 và giảm chất ức chế IL-6 và chất
ức chế plasminogen trong biểu hiện gen 1 (PAI-1) [103]. Các kết quả khác cho thấy
UC-MSC làm giảm bớt tình trạng IR ở chuột bị mắc bệnh T2DM bằng cách điều
chỉnh biểu hiện NLRP3 trong các mô mục tiêu insulin ngoại biên. Mặc dù nhiều câu
hỏi về MSC và tình trạng kháng insulin vẫn chưa được trả lời, nhưng những kết quả
này đã làm sáng tỏ những tác động mới của MSC với tình trạng IR liên quan đến
béo phì trong ĐTĐ T2.
1.3.2. Đặc điểm tế bào gốc trung mô trong bệnh lý đái tháo đường típ 2
Mặc dù việc ghép đồng loài với việc sử dụng các tế bào gốc trung mô từ dây
rốn đã được sử dụng trong nghiên cứu khác nhau tuy nhiên việc sử dụng tế bào của
người cho có hoàn toàn đảm bảo về mặt miễn dịch đối với người nhận hay không
thì đó là một vấn đề vẫn đang được tìm hiểu. Trong khi đó nguồn tế bào gốc tự thân
lại sẵn có và nguy cơ đào thải là không cao và đảm bảo tính an toàn cho người bệnh
[118]. Tối ưu hóa việc mở rộng in vitro và đặc tính của BM-MSCs đặc hiệu cho bệnh
sẽ cung cấp thông tin quan trọng để tối ưu hóa hiệu quả của liệu pháp truyền BM-
MSCs tự thân trong bệnh tiểu đường [83] Với các đặc tính tăng sinh ổn định, tế bào
gốc trung mô từ tủy xương được ứng dụng trên các bệnh khác nhau, tuy nhiên
chúng cũng đã được chứng minh là khác biệt trên các bệnh lý khác nhau. Các
nghiên cứu đã chỉ ra rằng BM-MSCs được phân lập từ bệnh nhân mắc bệnh
Parkinson, bệnh xơ cứng teo cơ một bên (ALS), bệnh bạch cầu lymphoblastic cấp
tính (ALL), bệnh Hodgkin (HD) và u lympho không Hodgkin (NHL), tương tự như
BM-MSC trưởng thành bình thường về hình thái, bề mặt epitopes, và khả năng biệt
hóa trong ống nghiệm [34], [85], [122]. Các nghiên cứu cũng không tìm thấy về các
bất thường ở các mẫu đánh giá dự ổn định của nhiễm sắc thể. Tuy nhiên, BM-MSC
được phân lập từ bệnh nhân mắc bệnh bạch cầu cấp tính (AML) suy thận mạn, hội
chứng rối loạn sinh tủy, đa u tủy xương và viêm khớp dạng thấp cho thấy các đặc
tính sinh học bất thường, với khả năng tăng sinh tế bào gốc còn nhiều hạn chế [30],
[34], [38], [76], [126].
Ở môi trường bên trong cơ thể trên các bệnh lý khác nhau thì các đặc điểm
của tế bào gốc cũng bị thay đổi. Môi trường tiểu đường dẫn đến những tổn thương
thực thể trên từng loại tế bào khác nhau đặc biết tế bào cơ, tế bào gan và phần nào
cũng ảnh hướng đến tế bào gốc. Các nghiên cứu về sự ảnh hưởng của vi môi trường
lên tế bào gốc từ tủy xương đã chỉ ra các đặc điểm về hình thái tế bào gốc không bị
thay đổi, chúng vẫn giữ được hình ảnh giống như các nguyên bào sơi, bào tương
rộng và biểu hiện đặc trưng bởi hình ảnh rõ ràng của nhân tế bào. Tế bào gốc trung
mô cũng được chứng minh giữ nguyên các mức biểu hiện các dấu ấn dương tính bề
mặt bao gồm CD29, CD44, CD 73 CD 90 CD105 và ít biểu hiện các dấu ấn âm tính
CD34, CD45, CD11b, CD14, CD19, CD79α và HLA-DR. Phân tích nhiễm sắc thể sau
các giai đoạn nuôi cấy cũng cho những đánh giá tích cực về việc duy trì ổn định bộ
nhiễm sắc thể người bình thường. Tuy nhiên nghiên cứu của Smruti M. Phadnis và
công sự trên 90 mẫu bệnh nhân bị tiểu đường chỉ ghi nhận nuôi cấy thành công
hơn nửa số mẫu, các mẫu còn lại tế bào tăng sinh không ổn định hoặc không thể
tăng sinh ở các bệnh nhân trên 50 tuổi. Các mẫu tế bào của bệnh nhân trẻ tuổi có
khả năng tăng sinh ổn định có thể duy trì đến lần cấy chuyển thứ 15. Tính chất
biệt hóa đa dòng thành tế bào xương, sụn, mỡ không có sự thay đổi trong vi môi
trường tiểu đường và chỉ được thực hiện định tính [90].
Các nghiên cứu về ảnh hưởng của môi trường tiểu đường cũng được thực
hiện trên các tế bào gốc mỡ. Tế bào gốc trung mô từ mô mỡ (Adipose-Derived
Mesenchymal Stem Cells – AD-MSCs) được coi là một chiến lược trị liệu rất hấp dẫn
cho các bệnh nhân mắc ĐTĐ T2. Tuy nhiên, các kết quả thu được đã xác nhận rằng
bệnh tiểu đường loại 2 làm suy yếu các chức năng quan trọng của ASC, như khả
năng sống sót, hoạt động tăng sinh, chức năng của ty thể, cơ chế bảo vệ chống lại
stress oxy hóa, cũng như khả năng bài tiết. Hơn nữa, các rối loạn chuyển hóa dẫn
đến suy yếu cân bằng nội môi glucose và nhạy cảm với insulin, thông qua việc điều
hòa một số mRNA và miRNA, có vai trò quan trọng trong chuyển hóa glucose và
lipid [4].
Như vậy, việc nghiên cứu và đánh giá các đặc tính tế bào của tế bào gốc tự
thân trên các đối tượng bệnh lý khác nhau là rất quan trọng. Việc làm này ảnh
hưởng trực tiếp đến hiệu quả điều trị trên bệnh nhân.
1.3.3. Ứng dụng của tế bào gốc trung mô trong điều trị đái tháo đường típ 2
Trên mô hình động vật thực nghiệm, ghép MSCs đã mang lại những kết quả
hứa hẹn, những kết quả này được ứng dụng trên thử nghiệm lâm sàng. Có 96 thử
nghiệm lâm sàng được đăng ký pha I và pha II trên bệnh nhân ĐTĐ T2, được ghi
nhận trên http://www.clinicaltrials.gov/. Một số các nghiên cứu được tổng hợp
trong Bảng 1.2
Năm 2008, Estrada và cộng sự lần đầu tiên kết hợp ghép tế bào gốc trung mô
tủy xương kết hợp liệu pháp hyperbaric oxygen therapy (HOT), kết quả cho thấy chỉ
số HbA1C giảm có ý nghĩa cho tới một năm [33]. Mức giảm insulin có ý nghĩa thống
kê trong nghiên của Bhasali và cộng sự năm 2009 chỉ với một lần truyền BM-MSCs
duy nhất [6]. Các yếu tố tiết ra bởi MSCs như VEGF(Vascular Endothelial Growth
Factor), IGF-1(Insulin-like Growth Factor -1), và β-FGF (β-Fibroblast Growth
Factor) có thể điều hòa vi môi trường của mô bị tổn thương, ức chế sự chết lập
trình của tế bào, cải thiện hệ miễn dịch, thúc đẩy hình thành mạch máu mới và tái
tạo mô. Ghép MSCs theo đường tĩnh mạch được coi là phương pháp hiệu quả hơn so
với ghép tại mô, cơ quan vì MSCs chủ yếu tác động qua cơ chế tiết cytokines – hơn là
từ sự biệt hóa của MSCs [110]. Tuy nhiên đường truyền MSCs như thế nào vẫn còn
là vấn đề cần làm sáng tỏ. Một số nghiên cứu cho thấy truyền nhiều lần mang lại
hiệu quả kiểm soát đường huyết tốt hơn truyền một lần. Nhóm tác giả Bhansali đã
thử nghiệm truyền MSCs lần 2 sau lần thứ nhất 12 tuần, kết quả giảm liều Insulin
lâu dài hơn gợi ý rằng truyền nhiều lần có hiệu quả tốt hơn truyền một lần [6]. Tuy
nhiên cần có nhiều nghiên cứu hơn để khẳng định điều này. Liều truyền của MSCs
cũng là một yếu tố chưa xác định. Các thử nghiệm lâm sàng hiện tại cho thấy liều
trung bình MSCs là 1 × 106 tới 3 × 106/kg trọng lượng cơ thể. Liều truyền cao cho
thấy kết quả HbA1C giảm một cách đáng kể [105]. Tuy nhiên, cũng chưa có nhiều
nghiên cứu để khẳng định kết quả liều truyền tối ưu cũng như liều truyền liên quan
đến nguồn MSCs khác nhau. C-peptide là chỉ số gián tiếp đánh giá mức Insulin tổng
hợp được từ tế bào tụy, chỉ số này được định lượng ở 13 thử nghiệm lâm sàng
truyền MSCs trên bệnh nhân ĐTĐ T2 đã mang lại hiệu quả cải thiện chức năng tụy
rất đáng khích lệ [6], [52], [57], [69], [75], [94], [105], [106], [108], [108], [114],
[124]. C-Peptide tăng một cách có ý nghĩa thống kê trong nhóm truyền MSCs so với
nhóm chứng, tăng 43.8% so với trước truyền. Trong nghiên cứu của Liu và cộng sự,
C-peptide được tìm thấy tăng đỉnh điểm ở 6 tháng, giảm nhẹ ở 12 [6], [75], [115].
Bảng 1.2. Một số các thử nghiệm lâm sàng ứng dụng tế bào gốc trung mô trong điều trị đái tháo đường típ 2.
Số Đường Phương STT bệnh Loại tế bào Hiệu quả điều trị Tác giả truyền pháp nhân
MNC kết hợp Giảm glucoso lúc đói, HbA1C, Tăng C-peptide, Estrada và cs, 2008 25 1 Tinh mạch Tự thân HBO
giảm liều insuin. Giảm liều dùng insulin. Tăng C-peptide [33]. Bhansali và cs, 2009 10 2 BM-MSC N/A Tự thân
MSC từ nhau Giảm liều insulin. Tăng C-peptide [12]. Jiang và cs, 2011 10 3 Tĩnh mạch N/A thai [57].
Chức năng gan, thận được cải thiện BN bị tắc nghẽn mạch máu chi nghiêm trọng và BM-MSC loét bàn chân : Tình trạng đau đớn giảm. Chỉ số 4 41 hoặc BM- Tiêm cơ N/A Lu và cs, 2011 [77]. bệnh được cải thiện hơn ở nhóm điều trị bằng MNC
Động mạch BM-MSC Giảm FPG, Giảm HbA1C, Tăng C-peptide. Wang và cs, 2011 6 31 BM-MNCs Tự thân tụy [109].
BM-MSC và Điều trị loét bàn chân và tắt nghẽn mạch máu
TB sửa chữa Ghép tự chi nghiệm trọng do ĐTĐ 18/22 bệnh nhân Kirana và cs, 2012 30 7 Tiêm cơ mô (Tế bào thân được điều trị lành vết thương sau 45 tuần sau [64].
CD90+)
Ghép tự ghép tế bào. HbA1C và C-peptide được cải thiện đáng kể 118 8 BM-MSC Tiêm tụy Hu và cs, 2012 [52]. thân
36 9 CB-SC Tĩnh mạch Giảm nồng độ HbA1C, giảm IR, giảm liều insulin. Zhao và cs, 2012
[124].
BM ĐTĐ bị tắt nghẽn mạch máu chi nghiêm MSC máu Mohammadzadeh Ghép tự 10 7 N/A trọng sau điều trị: Tình trạng đau đớn giảm. ngoại vi và cs, 2013 [50]. thân
Làm chậm tiến trình tháo khớp Giảm nhu cầu insulin (66,7%), tăng C-peptide Bhansali và cs, 2014 Ghép tự 11 21 BM-MSC Tĩnh mạch [6]. thân
sau 12 tháng điều trị. Cải thiện nồng độ C-peptide và chức năng tế bào Ghép tự 12 12 UC-MSC Tĩnh mạch beta, và giảm các dấu hiệu viêm hệ thống và số Liu và cs, 2014 [74]. thân
lượng tế bào lympho T. Tăng nống độ C-peptide, giảm liều insulin. Wu và cs, 2014 Ghéo tự BM-MNC kết 13 80 Tĩnh mạch [114]. thân hợp HOT
Đáp ứng mạnh mẽ với biểu hiện của FDG khi Sood và cs,2015 Tĩnh mạch/ Ghép tự truyền theo đường động mạch và các đạp ứng 14 - MNC [106]. Động mạch thân
tại phổi khi truyền theo đường tĩnh mạch. Giảm liều thuốc, tăng C-peptide. Skyler và cs,2015 Ghép tự 15 61 BM-MSCs Tĩnh mạch [107].
Giảm hiệu quả đường huyết thân Ghép
đồng 16 18 UC-MSC Tĩnh mạch Tăng sản xuất C-peptide và các tế bào Treg Cai và cs, 2016 [19].
BM-MSC và loại Ghép tự nhưng không có ý nghĩa thống kê (p>0,05) Giảm liều insulin, giảm HbA1C ở cả 2 nhóm BM- Bhansali và cs, 2017 17 30 Tĩnh mạch BM-MNC thân MSC và BM-MNC so với nhóm chứng. [13].
Tại Việt Nam, hiện nay, các nghiên cứu về tế bào gốc đã có nhiều bước tiến
quan trọng. Cụ thể, trong những năm gần đây, nghiên cứu về tế bào gốc đã gặt hái
được nhiều thành tựu ở nhiều đơn vị như Phòng thí nghiệm Nghiên cứu và Ứng
dụng Tế bào gốc, Đại học Y – Dược TP HCM, Đại học Y Phạm Ngọc Thạch, Bệnh viện
108, Bệnh viện Bạch Mai. Một số nghiên cứu cũng được đánh giá rất cao. Bên cạnh
đó, từ năm 1997 đến nay, việc ứng dụng liệu pháp tế bào gốc cũng mang lại các kết
quả quan trọng trong điều trị một số bệnh như: ghép tế bào gốc điều trị ung thư
máu (Bệnh viện Truyền máu- Huyết học, 2004), ghép thành công tế bào gốc tự thân
điều trị bệnh xương (Bệnh viện 108, 2010), ghép tế bào gốc điều trị bệnh động mạch
vành (Viện tim mạch, 2011), ghép tế bào gốc điều trị bệnh nhồi máu cơ tim, hỗ trợ
điều trị ung thư và điều trị các bệnh thị giác (Đại học Y Hà Nội, 2007), ghép tế bào
gốc điều trị bệnh khớp và loét bàn chân do ĐTĐ [2].
Nghiên cứu và ứng dụng tế bào gốc trong điều trị bệnh ĐTĐ được xem như là
một bước đột phá lớn và mở ra niềm hi vọng cho bệnh nhân bị bệnh ĐTĐ trên thế
giới nói chung và Việt Nam nói riêng. Theo các công bố trong nước tính đến thời
điểm này, việc nghiên cứu thử nghiệm điều trị ĐTĐ bằng công nghệ tế bào gốc đã
đạt được một số kết quả nhất định. Khai thác các nguồn tế bào khác nhau để điều
trị, một số nhóm nghiên cứu cũng đạt được bước đầu về việc sử dụng tế bào gốc hay
tế bào tiết insulin được biệt hóa thành tế bào gốc trong điều trị thử nghiệm mô hình
chuột ĐTĐ. Trên các ứng dụng trên người , Phạm Văn Phúc và cộng sự đã bước đầu
điều trị đái tháo đường bằng tế bào gốc trung mô tự thân phân lập từ mô mỡ được
áp dụng, 3 bệnh nhân ĐTĐ T2 phân lập, nuôi cấy MSCs từ mô mỡ tự thân, kết quả
cho thấy giảm mức glucose máu ở tất cả 3 bệnh nhân vào thời điểm 3 tháng sau
truyền [70]. Một số các ca lâm sàng cũng được báo cáo từ các trung tâm tế bào gốc
khác nhau, có thấy hiệu quả thực sự của tế bào gốc trung mô trong điều trị ĐTĐ T2
[2].
1.3.4. Phản ứng phụ, tác dụng bất lợi của liệu pháp ghép tế bào gốc.
Sự an toàn của bệnh nhân và cân nhắc giữa nguy cơ và lợi ích mà liệu pháp
mang lại luôn là điều quan trọng nhất trong thử nghiệm lâm sàng. Vì vậy, các tác
dụng phụ, biến cố bất lợi luôn được theo dõi chặt chẽ trong tất cả các thử nghiệm
lâm sàng đánh giá hiệu quả của MSCs trên bệnh nhân ĐTĐ T2. Không có phản ứng
miễn dịch hay dị ứng cấp tính nào được ghi nhận trong tất cả 13 thử nghiệm trên
người [117]. Sự hình thành mô không mong muốn cũng không được tìm thấy trong
các thử nghiệm, một tỷ lệ nhỏ chảy máu, đau tại vị trí truyền và đặt catheter động
mạch tụy sau ghép MSCs được báo cáo bởi Wu, Liu, Bhansali và cộng sự [6], [75],
[115]. 13 bệnh nhân tương đương 22.2% có triệu chứng sốt nhẹ đến trung bình
[68], [121]. Một số triệu chứng như buồn nôn, nôn, đau đầu, đau bụng dưới, và hiếm
nhiễm trùng hô hấp trên [53], [73], [92]. Các bằng chứng thử nghiệm lâm sàng trên
đã chứng minh sử dụng tế bào gốc nói chung và tế bào gốc trung mô nói riêng trong
điều trị ĐTĐ là một liệu pháp an toàn và hiệu quả.
CHƯƠNG 2: ĐỐI TƯỢNG VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
2.1. ĐỐI TƯỢNG NGHIÊN CỨU
2.1.1. Cỡ mẫu
30 bệnh nhân được lựa chọn để tham gia nghiên cứu.
2.1.2. Tiêu chuẩn lựa chọn bệnh nhân
Bệnh nhân tham gia nghiên cứu được lựa chọn thông qua việc khám sàng lọc
tại bệnh viện Đa khoa quốc tế Vinmec và đáp ứng được các tiêu chuẩn lựa chọn và
tiêu chuẩn loại trừ như sau:
2.1.2.1.Tiêu chuẩn lựa chọn
- Tiêu chuẩn lựa chọn nhận vào giai đoạn chuẩn bị (10 tuần trước khi
lấy tủy xương):
+Tuổi từ 18 trở lên
+Bệnh nhân cả nam và nữ được chẩn đoán xác định là ĐTĐ T2 theo “Hướng
dẫn chẩn đoán và điều trị đái tháo đường típ 2” của Bộ Y tế ban hành 2017.
+Bệnh nhân đang sử dụng các thuốc điều trị đái tháo đường (thuốc uống,
thuốc tiêm và/hoặc Insulin) với liều lượng ổn định trong 10 tuần.
+Tại thời điểm sàng lọc HbA1C ≥ 7,5% và ≤ 9% và FPG < 10 mmol/L.
+Bệnh nhân không có các bệnh cấp tính nặng nào khác cần được điều trị.
+Bệnh nhân đồng ý sử dụng dịch vụ ghép tế bào gốc để điều trị sau khi đã
được các bác sỹ giải thích về lợi ích, các nguy cơ, rủi ro có thể xảy ra.
- Tiêu chuẩn nhận vào truyền tế bào gốc sau giai đoạn chuẩn bị (Tuần
0):
+ Bệnh nhân tuân thủ điều trị sử dụng thuốc trong 10 tuần chuẩn bị với tỷ lệ
tuân thủ điều trị từ 80%.
+ HbA1C tại Tuần 0 ≥ 7,5% và ≤ 9%.
2.1.2.2.Tiêu chuẩn loại trừ
- Bệnh nhân có một trong các tiêu chuẩn dưới đây sẽ bị loại khỏi
nghiên cứu tại Tuần -10 và Tuần 0:
+ Bệnh nhân đang nhiễm trùng cấp tính, ung thư, bệnh tim, phổi, suy thận, suy
gan nặng.
+ Bệnh nhân mắc các bệnh khác, hoặc có các điều kiện, hoàn cảnh khác, theo
đánh giá nghiên cứu viên là khó đảm bảo tuân thủ điều trị nghiên cứu.
+ Các bệnh nhân có rối loạn đông máu có ý nghĩa lâm sàng.
+ Tiền sử dị ứng với thuốc gây mê, gây tê, kháng sinh.
2.2. PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU
2.2.1. Thiết kế nghiên cứu
- Nghiên cứu thử nghiệm lâm sàng, nhãn mở, đơn nhóm, so sánh trước và sau
điều trị.
2.2.2. Địa điểm và thời gian nghiên cứu
- Địa điểm: Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ Gen Vinmec
- Thời gian: Từ tháng 11/2017 đến tháng 03/2020
2.2.3. Quy trình nghiên cứu
Hình 2.1. Sơ đồ nghiên cứu
Bước 1: Thu tuyển bệnh nhân (theo quy trình lựa chọn đối tượng nghiên cứu
tại mục 2.1.2) thực hiện bởi các bác sỹ điều trị.
Bước 2: Thu thập mẫu tủy xương
Bênh nhân sau khi đủ tiêu chuẩn để tham gia nghiên cứu, sẽ được lấy tủy
xương từ gai chậu trước trên. Mỗi bệnh nhân sẽ được gây mê qua mask thanh quản
và gây tê tại chỗ, sau đó phẫu thuật viên sẽ hút khoảng 30-35 ml tủy xương từ gai
chậu trước trên và được đựng trong ống chuyên dụng có hòa lẫn Heparin với tỷ lệ
(1:1).
Bước 3: Phân lập tế bào gốc trung mô từ tủy xương để thu toàn bộ các tế bào
đơn nhân và nuôi cấy.
Khối tế bào đơn nhân được tách ra nhờ phương pháp ly tâm tỷ trọng sử dụng
dung dịch Ficoll Hypaque. Theo đó, lớp huyết tương ở phía trên cùng của ống
Falcon, lớp hồng cầu có tỷ trọng lớn nhất sẽ lắng xuống dưới đáy, lớp phân cách
màu trắng ngay dưới huyết tương sẽ được hút nhẹ nhàng bằng pipet nhựa vô
trùng, sản phẩm thu được là khối tế bào đơn nhân sẽ được dùng để nuôi cấy.
Thực hiện tại Phòng Tế bào gốc, Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ Gen
Vinmec bởi các chuyên viên và kỹ thuật viên trong đề tài nghiên cứu.
Bước 4: Đánh giá chất lượng tế bào trong quá trình nuôi cấy
- Đánh giá khả năng tăng sinh
Tế bào sau khi được phân lập sẽ được đưa vào nuôi cấy để đảm bảo đủ số
lượng truyền cho bệnh nhân với liều 1x106 TB/kg cân nặng
Để đánh giá chính xác khả năng tăng sinh của BMMSCs thì một phần tế bào
được cũng được nuôi cấy riêng rẽ và đánh giá thông qua chỉ số “ Thời gian nhân đôi
tế bào” (population doubling time - PDT). Tế bào được nuôi cấy ổn định từ passage
3 (P3) đến passage 7 (P7) với mật độ 5000 tế bào/cm2 trong các chai T25. Lặp lại 3
lần ở mỗi mẫu trong điều kiện nuôi cấy 5% O2 và 37°C. Khi mật độ nuôi cấy đạt
80% độ che phủ thì thu lấy tế bào, xác định tỷ lệ sống chết và đếm số lượng tế bào.
log 10(tổng số tế bào thuhoạch/ số tế bào gieo cấy) log 10(2)
Số lần nhân đôi tế bào =
Thời gian nuôi cấy Số lần nhân đôi
x 100( %)
PDT =
số lượngtế bào sống Tổng số tế bào
Tỷ lệ tế bào sống =
- Định danh tế bào gốc trung mô từ tủy xương bằng phương pháp đếm
tế bào qua dòng chảy
Tế bào gốc trung mô từ tủy xương sau khi được nuôi cấy sẽ tiến hành định
danh MSC tại P3 bằng phương pháp đếm tế bào theo dòng chảy sử dụng máy
Navios Flow Cytometer của Beckman Coulter. Tối thiểu 106 tế bào được nhuộm với
các kháng thể bao gồm CD73, CD90, CD105 và các kháng thể âm tính (CD34, CD45,
CD11b, CD14, CD19, CD79α và HLA-DR (Human MSC Analysis Kit, BD Biosciences).
Kết quả định danh MSC với tỷ lệ CD73, CD90, CD 105 lớn hơn 95% và các giá trị của
các dấu ấn âm tính nhỏ hơn 2%.
Thực hiện tại phòng QC, Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ Gen Vinmec
- Đánh giá khả năng biệt hóa đa dòng thành tế bào sụn, xương và mỡ
Đánh giá khả năng biệt hóa của tế bào tại lần cấy chuyển số 4. Tế bào được
nuôi cấy tăng sinh trong đĩa 12 giếng. Bổ sung môi trường biệt hóa của Miltenyi
Biotec cho các dòng biệt hóa xương, sụn , mỡ khi mức độ cho phủ bề mặt của đĩa
đạt 80%. Theo dõi các mẫu tế bào biệt hóa hàng ngày, nhuộm tế bào theo các
khoảng thời gian như sau:
Tế bào xương: Sau 7-10 ngày, sử dụng thuốc nhuộm Alizarin Red S gắn
kết chọn lọc với canxium phosphate của thành phần nên tạo ra từ các tế
bào xương được biệt hóa
Tế bào sụn: sau 15- 20 ngày, sử dụng thuốc nhuộm Acian blue 8GX nhạy
cảm với proteoglycan và glycosaminoglycan sulface trong mẫu mô sụn
tạo thành
Tế bào mỡ: sau khoảng 10 - 13 ngày, sử dụng thuốc nhuộm Oil red O có
thể hòa màng thẩm thấu vào bên trong các không bào có chứa các giọt
mỡ đã được biệt hóa.
- Đánh giá mức độ bất thường nhiễm sắc thể bằng việc xây dựng nhiễm
sắc thể đồ (Karyotyping).
Để phân tích bộ nhiễm sắc thể cho bệnh nhân, ít nhất 2x10 6 tế bào BM-MSCs
được ủ với Colcemid (Karyomax) nhằm giữ các tế bào ở nguyên trạng thái đang
phân bào, tế bào sau đó được thu thập bằng cách sử dụng enzyme phân tách, sau đó
li tâm thu cặn tế bào. Cố định tế bào bằng dung dịch Carnoy (3 methanol : 1 acetic
acid), sau đó được nhuộm nhiễm sắc thể D-Band và lập công thức NST. NST sau khi
xử lý với các phương pháp khác nhau như dùng trypsin, dung dịch kiềm, nhiệt độ
cao, muối thì vùng dị nhiễm sắc và nhiễm sắc thực sẽ bắt màu khác nhau (vùng dị
nhiễm sắc bắt màu đậm, vùng nhiễm sắc thực bắt màu nhạt) tạo nên các vùng băng
(band) sáng, tối đặc trưng cho từng NST. Dựa vào hình thái, kích thước và vùng
băng đặc hiệu của nhiễm sắc thể, lập công thức NST theo khuyến cáo của Hệ thống
di truyền tế bào học người (International System for Human Cytogenetic
Nomenclature - ISCN) để phát hiện bất thường số lượng, cấu trúc NST.
Thực hiện tại phòng Gen, Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ Gen Vinmec.
Bước 5: Kiểm định tính an toàn của tế bào trước truyền cho bệnh nhân.
Xét nghiệm Mycoplama
Xét nghiệm Mycoplasma được thực hiện bằng Kit MycoAlertTM để phát hiện
Mycoplasma có trong mẫu nuôi cấy tế bào, quy trình thực hiện theo khuyến cáo của
nhà sản xuất (Lonza, Mỹ). Enzyme tạo ra do quá trình dung giải Mycoplasma sẽ xúc
tác cho phản ứng chuyển hóa ADP thành ATP khi có mặt cơ chất thích hợp. Sau đó
nhờ enzyme luciferase ATP được chuyển thành tín hiệu ánh sáng. Bằng cách đo
mức độ ATP trước và sau khi bổ sung cơ chất thích hợp sẽ cho phép phát hiện có
hay không sự có mặt của Mycoplasma.). Sử dụng Kit MycoAlertTM cho phép xác
định độ phát quang sinh học của mẫu tế bào trước (giá trị A) và sau (giá trị B) khi
thêm cơ chất phản ứng để suy ra giá trị X = B/A. Sử dụng ngưỡng [0,9 – 1,2] để
nhận định kết quả, với X < 0,9 → Âm tính, với 0,9 < X < 1,2 → Nghi ngờ và X > 1,2 →
Dương tính.
Thực hiện tại phòng QC, Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ Gen Vinmec
Xét nghiệm nội độc tố Endotoxin
Dựa vào phản ứng tạo màu của Limulus Amebocyte Lysate (LAL) và phương
pháp đo quang phổ để xác định nồng độ nội độc tố- endotoxin có trong mẫu. Sử
dụng kit phát hiện nội độc tố trên hệ thống máy kiểm tra nội độc tố của hãng
Charlie River (Endosafe- PTS 100). Quy trình thực hiện theo hướng dẫn của nhà sản
xuất kit. Giá trị đo được của mẫu là chỉ số EU (endotoxin unit) trong mẫu đã nhân
với độ pha loãng. Hàm lượng nội độc tố trong sản phẩm tế bào không được lớn hơn
5 EU/kg cân nặng khi truyền qua đường tĩnh mạch ngoại vi và động mạch tụy.
Thực hiện tại phòng QC, Viện nghiên cứu Tế bào gốc và Công nghệ Gen Vinmec.
Xét nghiệm cấy khuẩn cấy nấm
Các mẫu cấy khuẩn, cấy nấm được chuyển tới Khoa xét nghiệm, bệnh viện Đa
khoa quốc tế Vinmec để tiến hành và trả kết quả sau từ 3 đến 5 ngày.
Tóm lại, các sản phẩm tế bào gốc trung mô từ tủy xương của các bệnh nhân
đái tháo đường típ 2 trước khi truyền phải đảm bảo các tiêu chuẩn:
- Đạt đủ liều truyền 1x106 tế bào/kg cân nặng với thể tích truyền là 20 ml
với đường truyền là tĩnh mạch ngoại vi và 10 ml khi truyền vào động
mạch tụy.
- Tỉ lệ tế bào sống trên 70% (đánh giá bằng phương pháp nhuộm Trypan
Blue).
- Không nhiễm vi khuẩn, vi nấm, và mycoplasma.
- Có đánh giá các biểu hiện bề mặt đạt tiêu chuẩn của tổ chức ISCT.
- Có nồng độ nội độc tố nằm trong giới hạn cho phép truyền cho bệnh
nhân (hàm lượng nội độc tố không được lớn hơn 5 EU/kg cân nặng).
- Đảm bảo sự ổn định về số lượng và cấu trúc nhiễm sắc thể theo khuyến
cáo của ISCN
Bước 6: Truyền tế bào cho bệnh nhân.
Tế bào truyền cho bệnh nhân theo 2 đường là tĩnh mạch ngoại vi và động
mạch tụy. Đường truyền tĩnh mạch ngoại vi xuất phát từ tĩnh mạch cánh tay.
Đường truyền động mạch tụy xuất phát từ động mạch đùi.
Bước 7: Theo dõi sau ghép 1 tháng, 3 tháng, và 6 tháng.
Các bệnh nhân sau ghép ổn định được xuất viện sau 72 giờ theo dõi, tái khám
định kì tại thời điểm 1 tháng, 3 tháng và 6 tháng sau ghép và được đánh giá các chỉ
số lâm sàng và cận lâm sàng (FPG và HbA1C).
2.2.4. Chỉ số nghiên cứu
2.2.4.1.Thông tin bệnh nhân:
- Tuổi (năm)
- Giới (nam/nữ)
Cânnặng (chiều cao)2
- BMI = (trong đó: câng nặng: kg, chiều cao: m)
- Thời gian mắc bệnh (năm)
- Tiền sử mắc các bệnh kèm theo (có/ không)
- Chỉ số Glucoso tĩnh mạch lúc đói trước ghép (FPG-mmol/L) và HbA1C (%)
2.2.4.2.Quá trình thu thập tủy xương
x 100 (%)
Tế bào đơnnhân sau phân lập Tế bào đơn nhântrước phân lập
- Hiệu suất thu thập (%) =
- Số lượng tế bào đơn nhân (Mononuclear cell) (tế bào)
2.2.4.3.Quá trình nuôi cấy tế bào truyền cho bệnh nhân
- Tổng số lượng tế bào thu được cho mỗi bệnh nhân (tế bào)
- Số ngày nuôi cấy (ngày)
- Thời điểm truyền theo giai đoạn cấy chuyển.
- Tỷ lệ tế bào sống (%)
2.2.4.4.Đánh giá các đặc điểm của tế bào gốc trung mô từ tủy xương của các
bệnh nhân Đái tháo đường TÍP 2
- Thời gian nhân đôi tế bào (giờ)
- Mức độ biểu hiện các dấu ấn bề mặt CD73, CD90, CD105 và các dấu ấn âm tính (%).
- Khả năng biệt hóa của tế bào trung mô ở các bệnh nhân đái tháo đường TÍP
2 (có/không)
- Tính ổn định của nhiễm sắc thể đồ (ổn định/không ổn định).
2.2.4.5.Chỉ số đánh giá tính an toàn của mẫu
- Mycoplama (âm tính/ nghi ngờ/ dương tính)
- Endotoxin (âm tính: <0,05 EU/L/ dương tính >0,05 EU/L)
- Cấy khuẩn cấy nấm (âm tính/ dương tính)
- Các triệu chúng lâm sang (cơ năng, thực thể).
- Các chỉ số lâm sàng cơ bản (công thức máu, chức năng gan, chức năng thận,
đông máu cơ bản, siêm âm tim, siêu âm ổ bụng, X-quang tim-phổi).
- Các chỉ số lâm sàng khác với các bệnh nhân xuất hiện các biến cố bất lợi
trong suốt thời gian ghép.
2.2.4.6.Đánh giá tính hiệu quả sau ghép
- Nồng độ đường huyết tĩnh mạch lúc đói (mmol/L): Được đo vào thời điểm buổi
sáng khi bệnh nhân đến khám, yêu cầu bệnh nhân nhịn ăn trước 8 giờ khi làm xét
nghiệm.
- Nồng độ HbA1C (%): Nồng độ HbA1C được đặc trưng bởi khả năng gắn
Glucose lên Hemoglobin của hồng cầu, bình thường chỉ số phần trăm này 4-6%. Các
trị số ngoài khoảng này đều cho phép đánh giá khả năng kiểm soát đường huyết
của bệnh nhân.
Hai nồng độ này được theo dõi tại thời điểm 72 giờ, 1 tháng, 3 tháng, 6 tháng
sau ghép.
Tất cả các chỉ số cận lâm sàng đều được thực hiện tại Khoa xét nghiệm của
Bệnh viện đa khoa quốc tế Vinmec.
2.2.4.7.Đánh giá tính an toàn của liệu pháp
- Tác dụng phụ trước ghép, trong ghép và sau ghép
2.2.5. Thiết bị, hóa chất, vật tư tiêu hao
2.2.5.1.Hóa chất
Bảng 2.3. Hóa chất sử dụng trong nghiên cứu
STT Tên hóa chất Hãng sản xuất Quốc gia
Môi trường nuôi cấy MSCs 1 StemCELL Canada
Môi trường biệt hóa 2 Israel Biological Industries
Trypan Blue solution 4% 3 Thermo Fisher Mỹ
CTS™ Fibronectin™ Substrate 4 Thermo Fisher Mỹ
5 CTS™ GlutaMAX™-I Supplement (10X) Thermo Fisher Mỹ
6 PBS 1X Thermo Fisher Mỹ
7 CTS™ TrypLE™ Select Enzyme (1X) Thermo Fisher Mỹ
8 KaryoMAX® Colcemid™ Solution in PBS Thermo Fisher Mỹ
9 Methanol Sigma-Sldrich Đức
10 Acetic acid 100% Sigma-Sldrich Đức
11 FBS Sigma-Sldrich Đức
12 Kit định danh human MSCs BD Biosciences Mỹ
13 Mycoplasma Abcam Anh
14 Endotoxin Lozan Mỹ
15 Cồn 70̊ Việt Nam
2.2.5.2.Thiết bị
Bảng 2.4. Thiết bị sử dụng trong nghiên cứu
STT Tên dụng cụ Hãng sản xuất Quốc gia
1 Aspiration Integra Canada
2 Kính hiển vi soi ngược có camera Olumpus Mỹ
3 Máy ly tâm Eppendorf Đức
4 Pipet acid Eppendorf Đức
5 Pipet đơn kênh Eppendorf Đức
6 Tủ an toàn sinh học cấp 2 Thermo Fisher Mỹ
7 Tủ nuôi cấy tế bào
8 Gallios Flow Cytometer Mỹ Thermo Fisher Mỹ Beckman Coulter
2.2.5.3.Vật tư tiêu hao
Bảng 2.5. Vật tư tiêu hao sử dụng trong nghiên cứu
STT Tên vật tư Hãng sản xuất Quốc gia
1 Chai nuôi cấy Nunc T75 Thermo Fisher Mỹ
2 Chai nuôi cấy Nunc T25 Thermo Fisher Mỹ
3 Đĩa nuôi cấy tế bào 24 giếng Thermo Fisher Mỹ
4 Serological pipette 5 ml Thermo Fisher Mỹ
5 Serological pipette 10 ml Thermo Fisher Mỹ
6 Serological pipette 25 ml Thermo Fisher Mỹ
7 Buồng đếm tế bào Incyto Hàn
8 Ống ly tâm 15 ml Corning Mỹ
9 Ống ly tâm 50 ml Corning Mỹ
10 Đầu Tips Pippette 10 µl Greiner bio-one Áo
11 Đầu Tips Pippette 100 - 200 µl Thermo Fisher Mỹ
12 Đầu Tips Pippette 1000 µl Thermo Fisher Mỹ
13 Gạc sạch Việt Nam
14 Gạc vô khuẩn Việt Nam
15 Gẵng tay phẫu thuật Indonesia
2.2.6. Đạo đức trong nghiên cứu.
Nghiên cứu: “Thử nghiệm lâm sàng nhãn mở đơn nhóm đánh giá tính an toàn
và hiệu quả của liệu pháp ứng dụng tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương
trong điều trị đái tháo đường típ 2” đã được thông qua bởi Hội đồng đạo đức trong
nghiên cứu y sinh học cấp quốc gia theo quyết định số 5393/QD BYT ngày
30/11/2017 do Bộ trưởng Bộ Y tế phê duyệt.
2.2.7. Phân tích dữ liệu
- Kết quả nghiên cứu được phân tích trên phần mềm Stata 12.0 và
GraphPad Prism 7.04. Các biến số định lượng có hàm phân chuẩn được
biểu diễn dưới dạng Mean ± SD và các biến số định lượng không có hàm
phân phối chuẩn được biểu diễn dưới dạng Median (range).
- Sử dụng kiểm định t-test ghép cặp (hàm phân phối chuẩn) / Wilcoxon test
(hàm phân phối không chuẩn) để đánh giá hiệu quả trước sau.
- Sử dụng kiểm định Mann-whitney test (hàm phân phối không chuẩn cho 2
nhóm độc lập)/ Kruskal-Wallis (hàm phân phối không chuẩn trên 2 nhóm)
đối với biến định lượng.
- Sử dụng kiểm định Fisher’s exact test đối với biến định tính.
CHƯƠNG 3: KẾT QUẢ - BÀN LUẬN
3.1. ĐẶC ĐIỂM CHUNG CỦA BÊNH NHÂN THAM GIA NGHIÊN CỨU
Phân tích kết quả trên 22 bệnh nhân đã hoàn thành thời gian theo dõi 6 tháng
tại thời điểm báo cáo nghiên cứu. Kết quả điều trị của các bệnh nhân được trình
bày theo 2 đường truyền là tĩnh mạch (TM) và động mạch (ĐM).
Bảng 3.6. Đặc điểm chung của bệnh nhân tham gia nghiên cứu.
Tất cả bệnh nhân (N=22) 57,32 ± 10,2 3 (13,6) 19 (86,6)
14 (63,6) 8 (35,4) 23,0 ± 2,7 11,3 (2-25)
22 (100) 0 (0)
21 (95,5) 1 (4,5)
15 (68,2) 7 (32,8)
3 (13,6) 19 (86,4)
Tuổi, Mean±SD, năm >50 tuổi <50 tuổi Giới,N(%) Nam Nữ BMI, Mean±SD Thời gian mắc bệnh Tiến sử sử dụng thuốc lá, n (%) Không Có Tiền sử dụng rượu bia, n (%) Không Có Tiền sử tăng huyết áp, n (%) Không Có Tiền sử rối loạn lipid máu, n (%) Không Có Chỉ số cận lâm sàng trước ghép, n (%) Nộng độ đường huyết TM lúc đói (mmol/L) HbA1C (%)
7,9 ± 1,9 8.,4 ± 0,6
Đánh giá đặc điểm bệnh nhân tham gia nghiên cứu trên cả 2 nhóm TM và ĐM
cho thấy: Phần lớn bệnh nhân tham gia nghiên cứu là nam giới với tỷ lệ là 63,6%.
Độ tuổi trung bình là 57,3 ± 10,3 (n=22) tuổi. Tuy nhiên, phần lớn các bệnh
nhân tham gia nghiên cứu đều đạt độ tuổi trên 50 tuổi, chỉ có 3 bệnh nhân dưới 50
tuổi. Độ tuổi phân bố không đều theo tiêu chí của đề tài đã chọn cũng có thể ảnh
hưởng việc đánh hiệu quả điều trị theo tiêu chí này bởi một đặc điểm quan trong
của việc tăng sinh tế bào gốc trung mô liên quan mật thiết đến tuổi của bệnh nhân
[2]. Theo thời gian số lượng tế bào gốc ở mỗi cá thể có nguy cơ giảm dần và việc
nuôi cấy chúng ngày càng trở lên khó khăn. Thậm chí ở một số nghiên cứu có
những mẫu tế bào gốc của một số bệnh nhân tiểu đường không thể tăng sinh được
[89]. Tuy nhiên, chúng tôi vẫn lựa chọn để phân tích với mong muốn đánh giá bước
đầu với những bệnh nhân trẻ tuổi để có những định hướng cho các nghiên cứu tiếp
theo. Độ tuổi của đối tượng tham gia nghiên cứu của cao hơn với các nghiên cứu
tương tự trước đó như: nghiên cứu của Bhasali và cộng sự, 2014 có độ tuổi trung
bình thấp hơn với 51 tuổi (46,5 – 5,6). Nghiên cứu của Liu và cộng sự, 2014, có độ
tuổi là 52,9 ± 10,5 năm. Wu và cộng sư, 2014, là 56,9 ± 5,9 [6], [75], [115].
Thời gian mắc bệnh trung bình là 11,3 năm, tuy nhiên, sự chênh lệch số năm
mắc giữa các bệnh nhân là rất lớn, trong khi có bệnh nhân chỉ có thời gian mắc là 2
năm thì cũng có bệnh nhân có thời gian mắc lên đến 25 năm. không phải tất cả các
nghiên cứu đều tối ưu hóa được khoảng thời gian mắc bệnh để đánh giá được hiệu
quả điều trị một cách chính xác và giảm các yếu tố nhiễu, một số nghiên cứu chỉ đưa
ra lựa chọn giành riêng cho các bệnh nhân có thời gian mắc trên 10 năm nhưng
cũng có một số nghiên cứu vẫn lựa chọn khoảng thời gian mắc từ 2 năm đến hơn 20
năm [6], [115]. Trong nghiên cứu của chúng tôi, số năm mắc của bệnh nhân không
được quy định rõ ràng, vì vậy đó cũng là lý do việc đánh giá hiệu quả điều trị của
bệnh nhân chưa thể khách quan vì thời gian ảnh hưởng của môi trường tiểu đường
có thực sự ảnh hưởng đến chất lượng tế bào BM-MSCs vẫn chưa được nghiên cứu rõ
ràng trong các nghiên cứu trước đó.
Chỉ số khối cơ thể (Body Mass Index) chỉ số BMI trung bình chung ở cả 2
nhóm là 23,0 ± 2,7. Không có sự khác biệt giữa hai nhóm TM và ĐM
Tất cả các bệnh nhân qua khai thác tiền sử đều không sử dụng thuốc lá, chỉ
có một bệnh nhân thuộc nhóm truyền tĩnh mạch có sử dụng rượu bia. Gần một phần
ba số lượng bệnh nhân có tiền sử tăng huyết áp (32,8 %) và 84,6% số lượng bệnh
nhân có ghi nhận rối loạn lipid máu. Tỷ lệ rối loạn lipid máu cao ở cả 2 nhóm. Chỉ số
BMI kết hợp với tiền sử rối loạn lipid máu là một chỉ số vô cùng quan trọng trong
việc đánh giá hiệu quả điều trị của các bệnh nhân ĐTĐ T2 bởi việc thừa cân béo phì,
kèm theo rối loạn chuyển hóa lipid sẽ là yếu tố làm nặng thêm tiến triển của bệnh
[42]. Bằng chứng đã chỉ ra rằng nồng độ chất chuyển hóa lipid nội bào tăng có liên
quan đến giảm sự nhạy cảm với insulin ở cả gan và cơ xương. Cơ chế phân tử cụ
thể của kháng insulin do lipid đã được xem xét kỹ lưỡng trong các nghiên cứu
trước [96], [24]. Sự tích lũy quá mức các chất chuyển hóa lipid độc hại, chẳng hạn
như diacylglycerol (DAG) và các loại ceramide, cung cấp một mối liên hệ nhân quả
giả định giữa tăng lipid mô và kháng insulin gan thông qua điều chỉnh tín hiệu
insulin [24], [102]. Trong nghiên cứu này, phần lớn các bệnh nhân có rối loạn lipid
nhẹ, điều này cũng ảnh hưởng đến việc đánh giá kết quả điều trị.
Các bệnh nhân được lựa chọn có nồng độ đường huyết tĩnh mạch lúc đói trung
bình là 8,1 ± 1,8 mmol/L. Nồng độ HbA1C là 8,2 ± 0,5 (%). Các bệnh nhân đều đảm
bảo được các tiêu chuẩn lựa chọn đề ra. Chúng tôi kì vọng các tất cả các bệnh nhân
có thể giảm được mức HbA1C xuống dưới 7,5%. Kết quả lựa chọn chỉ số HbA1C ban
đầu của các bệnh nhân trong các nghiên cứu trước ở mức cao ví dụ như nghiên cứu
của Etada (2008) Skyler (2015) Hu (2012) và công sự lần lượt là 8,8± 0,2%, 8,6 ±
0,11%;7,9 ± 0,64% [33], [105], [52].
3.2. ĐẶC ĐIỂM TẾ BÀO GỐC TRUNG MÔ TỪ TỦY XƯƠNG CỦA BỆNH NHÂN ĐÁI THÁO ĐƯỜNG TÍP 2
3.2.1. Kết quả phân lập và nuôi cấy tăng sinh tế bào gốc trung mô từ tủy
xương của bệnh nhân đái tháo đường típ 2.
Bảng 3.7. Kết quả tế bào thu được của quá trình thu thập, phân lập và nuôi cấy tăng sinh tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh nhân đái tháo đường típ 2
Tất cả mẫu bệnh nhân STT Đặc điểm (N=22)
Số lượng tế bào đơn nhân trước phân 133 1
lập (106 tế bào) Số lượng tế bào đơn nhân sau phân lập (35 - 231) 87,3 2
(106 tế bào) Hiệu suất phân lập % (2,4 - 168) 67 3 (6.9 - 133)
5
(Mean ± SD) Thời điểm truyền cho bệnh nhân (n, %) P3 – lần cấy chuyển số 3 P4 – lần cấy chuyển số 4 P5 – lần cấy chuyển số 5 Tỷ lệ tế bào sống (%) Số ngày nuôi cấy Số lượng tế bào truyền cho bênh nhân 6 7 4 15 (68,2) 6 (27,3) 1 (4,5) 97,9 ± 1,4 24 ± 6,4 59,4 ± 12,2
Các bệnh nhân đủ tiêu chuẩn tham gia nghiên cứu được tiến hành lấy tủy
xương để thu thập tế bào gốc và sau đó một lượng lớn tế bào sẽ được tăng sinh
nhằm đảm bảo đủ số lượng tế bào truyền cho bệnh nhân. Bảng 3.2 cho thấy:
Thu thập tế bào gốc trung mô từ tủy xương
Tế bào đơn nhân thu thập từ tủy xương của bệnh nhân có sự khác nhau, số
lượng tế bào này có thể phụ thuộc vào tuổi của bệnh nhân, vào thời gian mắc bệnh
tiểu đường, nhưng không loại trừ các yếu tố về mặt kĩ thuật của phẫu thuật viên
hoặc có thể do vùng chọc tủy không chính xác. Hiệu suất phân lập tương đối đồng
đều giữa các mẫu và đạt ngưỡng trung bình là 68,2 ± 8,4. tế bào đơn nhân trước khi
phân lập đạt khoảng 133 triệu tế bào, trong khi con số này chỉ đạt 87,3 triệu sau
phân lập bằng phương pháp thủ công sử dụng Ficoll khi ly tâm gradient tỷ trọng.
Tuy nhiên số lượng tế bào đơn nhân sau khi phân lập lại rất quan trọng, điều này
được dẫn chứng bởi tình trạng số lượng thu thập quá ít có thể cần phải kéo dài thời
gian nuôi cấy trước khi truyền cho bệnh nhân. Điều này có thể ảnh hưởng đến chất
lượng tế bào và hiệu quả điều trị.
Đánh giá khối tế bào truyền cho bệnh nhân
Các tế bào đơn nhân sau khi phân lập được nuôi cấy tăng sinh để đảm bảo
số lượng truyền theo liều 1x106 tế bào/kg cân nặng cho mỗi bệnh nhân. Hầu hết các
bệnh nhân đều có đủ số lượng tế bào cần. Tuy nhiên, có một bệnh nhân tế bào tăng
sinh chậm và không đủ số lượng truyền. (Bệnh nhân nam, 67 tuổi, tiền sử mắc ĐTĐ
T2 5 năm có số lượng tế bào thu được sau thời gian nuôi cấy 31 ngày tại lần cấy
chuyển thứ 4 với 32 triệu tế bào trong khi lượng tế bào cần cho bệnh nhân là 79
triệu tế bào).
Hầu hết các bệnh nhân đều được ghép tế bào gốc tại lần P3 (68,2%), chỉ có
một bệnh nhân phải ghép tại P5. Mặc dù việc truyền tế bào ở các giai đoạn khác
nhau không nằm trong yêu cầu chuẩn bị tế bào BM-MSC trước ghép cho bệnh nhân,
tuy nhiên việc kéo dài thời gian tăng sinh và tăng số lần cấy chuyển cũng ảnh
hưởng đến chất lượng truyền vào cho bệnh nhân.
Tỷ lệ tế bào sống của tế bào gốc sau khi tăng sinh là rất cao với giá trị trung
bình là 97,9 ± 1,4.
3.2.2. Đánh giá chất lượng tế bào gốc trung mô từ tủy xương
3.2.2.1.Hình thái tế bào gốc trung mô từ tủy xương
Trong khi nuôi cấy bằng môi trường không chứa huyết thanh (Serum-free) và
không chứa các chất có nguồn gốc từ động vật (Xeno-free), dòng tế bào gốc trung
mô phân lập từ tủy xương của các bệnh nhân mắc ĐTĐ T2 có biểu hiện các đặc
điểm hình thái học cơ bản của tế bào gốc bao gồm: khả năng bám dính trên bề mặt
chai nuôi cấy bằng nhựa, có hình dạng giống nguyên bào sợi, tế bào thuôn dài, nhân
to, dễ quan sát. Hình thái của tế bào không thay đổi trong suốt thời gian nuôi cấy
khi quan sát từ lần cấy chuyển thứ 3 (P3) đến lần cấy chuyển thứ 7 (P7) và tương
tự nhau ở các mẫu (Hình 3.1).
Hình 3.1. Đặc điểm hình thái học của tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh
nhân đái tháo đường típ 2 khi nuôi cấy trong môi trường không chứa huyết
thanh (Serum-free) và không chứa các chất từ động vật (xeno-free). Hình đại diện
của dòng tế bào gốc BM-MSCs được nuôi cấy ở P3 và P7 cho thấy sự đồng nhất về hình
thái khi nuôi cấy trong môi trường phòng thí nghiệm. Thanh tỉ lệ: 100 µm
3.2.2.2.Thời gian tăng sinh tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh nhân
đái tháo đường típ 2
Khả năng tăng sinh của tế bào gốc trung mô từ tủy xương của các bệnh nhân
ĐTĐ T2 được đánh giá thông qua chỉ số “Thời gian nhân đôi” (Population Doubling
Time - PDT). Phân tích PDT của tế bào trên 16 bệnh nhân ở cả hai nhóm cho thấy giá
trị trung vị của thời gian nhân đôi là 59,29 giờ. Tuy nhiên, khi phân tích khả năng tăng
sinh của tế bào theo số năm mắc ĐTĐ T2 cho thấy có sự khác biệt về thời gian nhân đôi
của tế bào gốc trung mô từ tủy xương của các nhóm bệnh nhân. Thời gian nhân đối tế
bào của nhóm có thời gian mắc từ 5-15 năm là cao nhất với trung vị là 81,76 (61,52-
100,36). Có sự khác biệt có ý nghĩa thống kê ở nhóm có thời gian mắc nhỏ hơn 5 năm
và nhóm bệnh nhân có thời gian mắc dưới 5 năm với khi sử dụng kiểm định Kruskal
Wallis test (p < 0,05) (Hình 3.2).
Hình 3.2. Thời gian nhân đôi của tế bào gốc trung mô từ tủy xương ở bệnh nhân đái tháo đường típ 2.
Thời gian tăng sinh tế bào gốc trung mô từ tủy xương của các bệnh nhân mắc ĐTĐ T2
theo số năm mắc (G1: Thời gian mắc <5 năm,n= 5, G2: Thời gian mắc bệnh 5-15
nămn,n= 9 G3: Thời gian mắc bệnh >15 năm, n=5) Thời gian nhân đối tế bào của
nhóm có thời gian mắc từ 5-15 năm là cao nhất với trung vị là 81,76 (61,52-
100,36). Có sự khác biệt có ý nghĩa thống kê ở nhóm có thời gian mắc nhỏ hơn 5
năm và nhóm bệnh nhân có thời gian mắc dưới 5 năm với khi sử dụng kiểm định
Kruskal Wallis test (p < 0,05).
Những bệnh nhân mắc trên 5 năm thì nguy cơ biến chứng của tiểu đường tăng
cao, điều này gợi ý rằng, việc xuất hiện các biến chứng sau mắc sẽ ảnh hưởng đến
chất lượng tế bào gốc của các bệnh nhân mắc ĐTĐ T2 mà nguyên nhân sâu xa có
thể do ảnh hưởng từ môi trường tiểu đường trong cơ thể ở các bệnh nhân này. Một
số nghiên cứu về ảnh hưởng của tiểu đường lên tốc độ tăng sinh cho thấy thời gian
mắc bệnh càng lâu thì tốc độ tăng sinh tế bào có xu hướng giảm [62]. Các bệnh
nhân có thời gian mắc dưới 5 năm có PDT là 57,81 giờ (42,47- 59,09, n=5) điều này
được giải thích bởi các bệnh nhân này có tuổi khá trẻ, 2/5 bệnh nhân thuộc nhóm
này có tuổi dưới 50 chiếm toàn bộ số lượng bệnh nhân trẻ của đối tượng tham gia
nghiên cứu. Tuy nhiên vẫn có 2/5 bệnh nhân trên 50 tuổi nên không thể khẳng
hoàn toàn rằng yếu tố tuổi quyết định đến thời gian tăng sinh tế bào mà cần có kết
hợp với diễn biến bệnh. Đây cũng là một trong những điều đáng lưu ý từ tế bào của
các bệnh nhân ĐTĐ T2. Tuổi cao kèm theo bệnh lý mạn tính với thời gian mắc bệnh
kéo dài có thể ảnh hưởng đến các đặc tính của tế bào gốc. So sánh với PDT của các
dòng tế bào gốc trung mô khác nhau trong nghiên cứu của June và cộng sự, 2016,
cho thấy rằng các dòng tế bào khỏe mạnh trong nghiên cứu của họ có thời gian cao
hơn với nghiên cứu của chúng tôi là 52 giờ, tuy nhiên nhóm bệnh nhân có thời gian
mắc dưới 5 năm thì có PDT tương đương và nhóm có thời gian mắc từ 5 đến 15
năm lại có PDT cao hơn. Trong khi đó, PDT của tế bào gốc tử dây rốn, nhau thai ,
mô mỡ lại thấp hơn với giá trị tương ứng là 43, 37, 40 giờ [98]. Một nghiên cứu
khác của của Michalina Alika và cộng sự (năm 2019) nghiên cứu các đặc điểm tăng
sinh của tế bào gốc trung mô từ mô mỡ cũng cho thấy thời gian nhân đôi tế bào của
nhóm bệnh nhân tiểu đường là 47 giờ tương đồng với nhóm có thời gian mắc <5
năm của chúng tôi [4]. Từ đó rút ra giả thiết rằng thời gian nhân đối của tế bào gốc
có liên quan đến số năm mắc bệnh ĐTĐ T2 và diễn biến theo thời gian của các bệnh
nhân ĐTĐ T2.
Các nghiên cứu về ảnh hưởng của môi trường tiểu đường lên đặc điểm tăng
sinh của tế bào gốc trung mô đã được thực hiện trên các loại tế bào khác nhau.
Trong nghiên cứu của Phadnis và công sự, 2009, trên 90 bệnh nhân mắc ĐTĐ T2
cho thấy chỉ có 57% số tế bào của bệnh nhân có thể tăng sinh được, với nhiều mẫu
tế bào của các bệnh nhân trên 50 tuổi không thể tăng sinh và các bệnh nhân trẻ có
thể tăng sinh lên đến lần cấy chuyển thứ 15 [90]. Tuy nhiên, trong nghiên cứu của
chúng tôi hầu hết các mẫu tế bào của bệnh nhân trên 50 tuổi đều tăng sinh ổn định,
ngoài ra tế bào của các bệnh nhân trẻ tuổi cho thấy khả năng tăng sinh vượt trội
hơn tương đồng với kết quả nghiên cứu trên dòng tế bào gốc thương mại cho thấy
khả năng tăng sinh đến lần cấy chuyển thứ 23 và sau đó chúng dường như bước
vào giai đoạn lão hóa [120]. Đánh giá ảnh hưởng của môi trường bệnh tiểu đường
lên tế bào gốc mô mỡ trong nghiên cứu của Michalina Alika và cộng sự không chỉ
dừng lại ở việc tính toán thời gian nhân đôi của tế bào mà nghiên cứu còn chỉ ra
mức độ biểu hiện của protein Ki-67- một protein hạt nhân có vai trò quan trọng
trong sự tăng sinh tế bào và được biểu hiện trong giai đoạn chu kỳ tế bào G1,S,G2,M
và không có trong pha G0 bằng phương pháp nhuộm miễn dịch huỳnh quang. Điểm
phần trăm Ki-67 được tính là số ô vuông có bắt màu dương tính, trong khi ở nhóm
chứng điểm phần trăm này là 60% thì ở nhóm bệnh nhân tiểu đường là 40%. Hơn
nữa, các nghiên cứu trước đã chứng minh rằng hoạt động tăng sinh giảm có liên
quan mật thiết đến việc rút ngắn thời gian telomere ở những bệnh nhân mắc các
bệnh liên quan đến tuổi và bệnh ĐTĐ T2 [28] [97].
3.2.2.3.Đánh giá biểu hiện các dấu ấn bề mặt của tế bào gốc trung mô từ tủy
xương của bệnh nhân đái tháo đường típ 2
Định danh tế bào gốc theo phương pháp đếm tế bào qua dòng chảy cho thấy
tất cả các mẫu tế bào đều cho biểu hiện các dấu ấn dương tính CD73, CD90, CD105
trên 95% và biểu hiện rất ít các dấu ấn âm tính bao gồm CD34, CD45, CD11b, CD14,
CD19, CD79α và HLA-DR (<2%) theo tiêu chuẩn của Hiệp hội Quốc tế về Liệu pháp
tế bào ISCT 2006 (International Society for Cell and Gene Therapy 2006) cả P3 và
P7 (Hình 3.3) cho thấy khi các bệnh nhân truyền ở các giai đoạn cao hơn thì các tế
bào này vẫn đảm bảo được các đặc trưng của tế bào gốc. Việc các bệnh nhân truyền
tế bào tại P5 thì theo tiêu chuẩn này vẫn đảm bảo về chất lượng tế bào. Tuy nhiên,
một thực tế là tiêu chuẩn của ISCT trong việc xác định kiểu hình của MSC thì với các
dấu ấn bề mặt này vẫn chưa thể phân biệt được MSC với các nguyên bào sợi, hay
một số dòng tế bào khác. Điều này được thể hiện ở việc các MSC được nuôi cấy có
tính đồng nhất và mạnh mẽ đối với CD105, CD90 và CD73, bất kể trong thời gian
nuôi cấy lâu dài. Tuy nhiên, CD105 và CD73 cũng được thể hiện trên các nguyên bào
sợi da – một loại tế bào có khả năng tăng sinh và biệt hóa thấp hơn nhiều so với
BM-MSC. Hơn nữa, một loại tế bào có khả năng bám dính tương tự MSC có khả
năng nhân lên trong tế bào nội mô tĩnh mạch, tế bào tĩnh mạch chủ cũng là biểu
hiện CD105 và CD73 dương tính. Điều này ngụ ý rằng việc chứng minh duy nhất
biểu hiện CD105 và CD73 và CD90 trên các tế bào nuôi cấy là không đủ để chứng
minh danh tính MSC của chúng. Sẽ là thuận lợi nếu có thể tìm thấy một dấu phân tử
của các MSC, theo cách của oct-4 cho các tế bào gốc phôi nhằm giúp xác định các
MSC trong các mô và cơ quan khác. Một số gợi ý rằng việc sử dụng Stro-1 kết hợp
với CD106 trong hệ thống dấu ấn dương tính nhằm tăng khả năng lựa chọn tối ưu
dòng MSC, tuy nhiên các dấu ấn này lại lại biểu hiện tốt trong các tế bào MSC gốc
mà giảm biểu hiện ở các dòng MSC đã tăng sinh và biệt hóa thành các dòng khác
[43]. Ngoài ra, sự biểu hiện đồng thời của các yếu tố phiên mã (TF) kích hoạt một số
dòng trung mô (bao gồm mỡ, sụn xương và các dòng tế bào khác) đã được báo cáo
trong các BM-MSCs gốc hoặc thế hệ các dòng tế bào được tăng sinh từ chúng . Gần
đây, một số nghiên cứu đã tìm thấy sự biểu hiện mạnh mẽ của các gen hỗ trợ
pericytic và hematopoiesis trong CD271 + của BM MSC gốc hay đã tăng sinh với
các phát hiện trước đó thu được bằng cách sử dụng lựa chọn MSC dựa trên Stro-1
[17]. Tuy nhiên, tất cả các giả thiết này vẫn chưa đủ mạnh để có thể đưa ra được
các căn cứ về việc tìm ra các dấu ấn đặc trung hơn cho các dòng MSC nói chung và
BM-MSC nói riêng.
A
B
Lần cấy chuyển
(n=22)
Dấu ấn bề mặt CD73 (%) Mean,SD CD90 (%) Mean, SD CD105 (%) Mean, SD CD45, CD34, CD11b, CD19, HLA-DR (%) P3 98,8 ± 0,5 98,6 ± 1,2 98,5 ± 1,2 0,005 P7 97,8 ± 0,9 98,9 ± 1,2 99,6 ± 0,7 0,077
Hình 3.3. Đánh giá biểu hiện dấu ấn bề mặt tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh nhân mắc đái tháo đường típ 2 tại thời điểm cấy chuyển số 3 và số 7 bằng phương pháp đếm tế bào theo dòng chảy. A - Hình ảnh biểu hiện các dấu ấn tế bào tại P3 của bệnh nhân nam, 57 tuổi với mức độ biểu hiện các dấu ấn dương tính với CD 73 là 96,9%, CD90 là 99,5%, CD105 là 99,5% và các dấu ấn âm tính (CD45, CD34, CD11b, CD19, HLA-DR) là 0,077%. 3.2.2.4.Đánh giá khả năng biệt hóa của tế bào gốc trung mô từ tủy xương của
bệnh nhân đái tháo đường típ 2
Đánh giá khả năng biệt hóa tế bào của tất cả các mẫu bệnh nhân cho
thấy tất cả các mẫu tế bào BM-MSC của các bệnh nhân ĐTĐ T2 đều có khả
năng biệt hóa thành các tế bào mỡ, xương và sụn. Nhuộm các tế bào mỡ với
thuốc nhuộm Oil red O sẽ thấy rõ các không bào chứa các giọt lipid bắt màu
vàng cam do thuốc nhuộm này có khả năng thẩm thấu qua màng phospholipid
kép của tế bào, sau đó đi vào không bào và giúp các giọt lipid bắt màu một
cách rõ ràng (Hình 3.4A). Các tế bào sau khi được biệt hóa thành xương thể
hiện màu đỏ khi nhuộm với thuốc nhuộm Alizarin Red S bởi sự gắn kết chọn
lọc với canxium phosphate của thành phần nên tạo ra từ các tế bào xương
được biệt hóa (Hình 3.4B). Các tế bào sụn được nhuộm bởi Acian blue 8GX
chất nhuộm đặc hiệu của proteoglycan và glycosaminoglycan trên bề mặt tế
bào trong mẫu mô sụn tạo thành (Hình 3.4C).
Khả năng biệt hóa thành tế bào xương và mỡ cho thấy sự ổn định hơn tế bào
sụn. Có sự khác biệt về mức độ biệt hóa giữa các mẫu bệnh nhân tuy nhiên chúng
tôi vẫn chưa có đủ công cụ để có thể định lượng sự khác biệt này. Đánh giá khả
năng biệt hóa theo tiêu chuẩn của ISCT 2006 mang tính chất định tính cho các mẫu
tế bào để xác định rằng quần thể tế bào gốc còn khả năng biệt hóa hay không sau
khi nhuộm với các thuốc nhuộm đặc hiệu, tuy nhiên lại không thể đánh giá sự khác
biệt của các nhóm bệnh nhân [29]. Khi nghiên cứu về khả năng biệt hóa của nhóm
tế bào gốc trong liệu pháp tế bào để điều ĐTĐ T2 nghiên cứu của Phadnis và cộng
sự cho thấy môi trường tiểu đường không ảnh hưởng nhiều đến khả năng biệt hóa
của tế bào gốc trung mô từ tủy xương, tuy nhiên nghiên cứu này cũng không làm rõ
được mức độ biệt hóa để so sánh giữa các nhóm [90]. Một nghiên cứu khác của
nhóm tác giả về việc so sánh khả năng biệt hóa của các dòng tế bào khác nhau: tủy
xương, mô mỡ, dây rốn và nguyên bào sợi của tế bào gốc trung mô từ mô mỡ cho
kết quả các gen biểu hiện sau khi biệt hóa tạo xương (DLX5 RUNX2, SPP1), tạo
mỡ (PPARG, C / EBPA và LPL) và các gen liên quan đến tạo sụn (BMP7, SOX9 và
COL2A1) đã được thử nghiệm [123] [54]. Việc sự dụng mức độ biểu hiện gen là cần
thiết đề đánh giá sự biệt hóa khác nhau giữa các bệnh nhân, từ đó đánh giá được
mức độ biệt hóa tối ưu có thể áp dụng trong điều trị cá thể định hướng các phương
pháp điều trị hiệu quả hơn.
Hình 3.4. Khả năng biệt hóa đa dòng của tế bào gốc trung mô từ tủy xương của
bệnh nhân đái tháo đường típ 2 - nam, 37 tuổi tại giai đoạn cấy chuyển số 3
thành tế bào mỡ, xương và sụn . A - Tế bào trước biệt hóa, B - Tế bào mỡ sau khi
nhuộn với thuốc nhuộm Oil red O xuất hiện các giọt lipid bắt màu vàng cam (vị trí mũi
tên chỉ), C-Tế bào xương sau khi nhuộm với Alizarin Red S bắt màu đỏ, D - Tế bào sụn
sau khi nhuộm với thuốc nhuộm Acian blue 8GX bắt màu xanh lam. Thanh tỷ lệ: 50µm.
3.2.2.5.Phân tích bộ nhiễm sắc thể người sau thời gian nuôi cấy của tế bào
gốc trung mô từ tủy xương của bệnh nhân đái tháo đường típ 2
Hình 3.5. Hình ảnh bộ nhiễm sắc thể người 46, XY tại giai đoạn cấy chuyển số 3
trên tế bào gốc trung mô từ tủy xương của bệnh nhân đái tháo đường típ 2 - nam,
33 tuổi bằng phương pháp nhuộm D-Band nhiễm sắc thể.
Đánh giá kết quả phân tích nhiễm sắc thể của 22 mẫu bệnh nhân tại P3, tất cả
các mẫu đều cho ra kết quả bình thường hình thái nhiễm sắc thể và đủ tiêu chuẩn
để truyền cho bệnh nhân (Hình 3.5). Việc tăng sinh tế bào gốc qua những lần cấy
chuyển khác nhau chứa ẩn các nguy cơ thay đổi về số lượng cũng như cấu trúc
nhiễm sắc thể. Để kiểm tra được tính an toàn cũng ổn định về mặt nhiễm sắc thể, tất
cả các mẫu truyền cho bệnh nhân đều được đánh giá kiểu hình nhiễm sắc thể. Theo
khuyến cáo của Hệ thống di truyền tế bào học người (International System for
Human Cytogenetic Nomenclature - ISCN) thì việc phân tích một bộ nhiễm sắc thế
cần đến 20 tế bào đang trong chu kì phân bào tại pha phân bào (Metaphase) [62].
Tuy nhiên, không phải lúc nào số lượng metaphase cũng đủ cho một lần phân tích.
Trong nghiên cứu của chúng tôi việc phân tích bộ nhiễm sắc thể người sau thời gian
nuôi cấy tại giai đoạn P3 cho thấy hầu hết các mẫu tế bào bệnh nhân đều cho kết
quả bình thường của hình thái nhiễm sắc thể. Rối loạn số lượng không lặp lại xảy ra
ở một số mẫu với tỷ lệ thấp điều này được giải thích bởi kỹ thuật phân tích G-
banding luôn có các sai số liên quan đến số lượng. Trong một nghiên cứu tổng quan
hệ thống về các bất thường nhiễm sắc thể đã chỉ ra trong 15 bài báo đạt tiêu chuẩn
phân tích thì có 8 bài viết báo cáo bất thường về nhiễm sắc thể của BM-MSC hay
AD-MSC trong đó đột biến về số lượng không lặp lại được phát hiện thường xuyên
hơn so với những thay đổi về cấu trúc [62].
3.2.2.6.Kết quả quả cấy khuẩn cấy nấm, mycoplasma, endotoxin của mẫu tế
bào gốc trước khi ghép cho bệnh nhân.
Ngoài việc đảm bảo được chất lượng tế bào trước khi truyền cho bệnh nhân
chúng tôi cũng tiến hành các xét nghiệm cấy khuẩn, cấy nấm, Mycoplasma và
Endotoxin nhằm đảm bảo tính an toàn trước truyền cho bệnh nhân. Các mẫu tế bào
trước ghép cho thấy đều không bị nhiễm khuẩn, nhiễm nấm. Kết quả Mycoplasma
âm tính và yếu tố độc tế bào (Endotoxin) nằm trong giới hạn cho phép (<0,05EU/L).
3.3. KẾT QUẢ GHÉP TẾ BÀO GỐC
3.3.1. Đánh giá tính an toàn của việc áp dụng các quy trình ghép tế bào gốc
tủy xương tự thân điều trị đái tháo đường típ 2
3.3.1.1.An toàn trong qui trình lấy tủy xương
Tất cả các bệnh nhân đều được lấy tủy xương theo quy trình chuẩn, trong
quá trình lấy tủy không xảy ra bất kì các tai biến nào.
Theo dõi 24h sau lấy tủy xương ghi nhận các tai biến sau:
- 1/22 bệnh nhân có biểu hiện đau tại vùng chọc tủy (Vas 3 điểm),
- 1/22 bệnh nhân có biểu hiện chóng mặt, buồn nôn.
Cả 2 bệnh nhân đều được xử lý bằng việc nghỉ ngơi và hồi phục hoàn toàn sau
24 giờ.
3.3.1.2.An toàn trong qui trình truyền tế bào gốc
Qui trình đã được thực hiện trên 22 bệnh nhân với 11 lượt truyền vào TM
cánh tay và 11 lượt truyền vào ĐM tụy (đường can thiệp xuất phát từ ĐM đùi).
Ghi nhận các tác dụng ngoài ý muốn sau ghép tế bào gốc bao gồm:
3.3.1.3.Biến chứng theo dõi sau ghép 72 giờ
Bảng 3.8. Kết quả theo dõi bệnh nhân 72 giờ sau ghép trên hai nhóm bệnh
nhân truyền động mạch và tĩnh mạch
Tình tràng bênh nhân sau Động mạch, n (%) Tĩnh mạch, n (%)
truyền Ổn định Biến chứng Đau tại vị trí can thiệp Cháy máu Chóng mặt Buồn nôn/Nôn Tăng FPG sau ăn Bí tiểu (cầu bàng quang) Biến chứng khác (ghi rõ) 8 (72,3) 3 (27,7) 1 (9) 1 (9) 1 (9) 1 (9) 1 (9) 1 (9) 0 (0) 10 (91) 1 (9) - - - - 1(9) - 0(0)
Biến chứng theo dõi sau ghép 72 giờ của các bệnh nhân truyền đường ĐM
nhiều hơn TM với tỷ lệ tương ứng là 27,5% và 9%. Ở cả hai nhóm đều ghi nhân
một bệnh nhân bị tăng đường huyết tĩnh mạch sau ăn > 20mmol/L, các bệnh
nhân này đều được điều chỉnh liều Insulin phù hợp và đưa về ngưỡng kiểm
soát. Ở nhóm truyền TM một bệnh nhân bị đau và tê bì tại vùng can thiệp mạch
(động mạch đùi P). Xuất hiện một trường hợp chóng mặt, tăng huyết áp, nôn
nhiều, bí tiểu sau can thiệp cũng trong nhóm này, bệnh nhân được xử trí bằng
dùng thuốc hạ áp, nghỉ ngơi, chườm ấm, bệnh nhân hồi phục sau 24 giờ theo
dõi (Bảng 3.3).
3.3.1.4.Biến chứng sau ghép 1 tháng, 3 tháng, 6 tháng
- Ghi nhận hai trường hợp bệnh nhân truyền ĐM sau ghép lần 1 xuất hiện mệt
mỏi nhiều, hồi phục sau lần tái khám vào 3 tháng.
- Một bệnh nhân xuất hiện các cơn hạ đường huyết về trưa, được điều chỉnh
chế độ ăn phù hợp và ổn định sau lần tái khám vào tháng thứ 3.
3.3.1.5.Đánh giá các chỉ số cận lâm sàng cơ bản sau ghép 6 tháng
Bảng 3.9. Đánh giá các chỉ số cận lâm sàng cơ bản sau 6 tháng. (Các chỉ số công chức máu, chức năng gan, thận nằm trong giới hạn bình thường).
Chỉ số
Tất cả mẫu (n=22)
Tĩnh mạch (N=11)
Động mạch (N=11)
Sô lượng hồng cầu (T/L)
4,74 ± 0,5
4,7 ± 0,4
4,8 ± 0,6
Huyết sắc tố - Hemoglobin
130,3 ± 32,8
133,9 ± 21
137,2 ± 13,7
Số lượng bạch cầu (G/L)
6,2 ± 1,9
5,7 ± 1,9
6,63 ± 1,8
Số lượng tiểu cầu (G/L)
202,6 ± 57,2 200,4 ± 55,8 204,8 ± 61,1
AST-AST-Alanin Amino Transferase (U/L)
22,1 ± 5,8
22,7 ± 5,6
21,4 ± 6,2
ALT-ALT-Aspartate Amino Transferase (U/L)
24,8 ± 12,1
23,9 ± 9,5
25,7 ± 14,6
GGT-GGT-Gamma Glutamyl Transferase (U/L)
39,1 ± 25,2
39,4 ± 19,3
38,8 ± 31,1
Ure (mmol/L)
6,3 ± 1,2
6,3 ± 1,3
6,5 ± 1,4
Creatinine (mmol/L)
78,7 ± 19,2
86,3 ± 19,1
70,7 ± 16,3
Albumin niệu (g/L)
100% âm tính 100% âm tính 100% âm tính
Các chỉ số cận lâm sàng sau ghép 6 tháng, không ghi nhận các bất thường
trong đánh giá chức năng gan, thận, công thức máu toàn phần (Bảng 3.4).
Ngoài ra bệnh nhân còn được đánh giá về điện tim, siêu âm ổ bụng, X-quang
tim-phổi cho thấy các kết quả ổn định không phát hiện các tổn thương mới phát
sinh. Các chất chỉ điểm khối u tại thời điểm 6 tháng không được đánh giá.
Như vậy có thể nói rằng liệu pháp ghép tế bào gốc trung mô từ tủy xương
của các bệnh nhân ĐTĐ T2 là an toàn trong thời gian theo dõi 6 tháng. Các biến
cố bất lợi khác trong nghiên cứu của chúng tôi cũng được ghi nhận tương tự
trong các nghiên cứu trước đó bao gồm: tỷ lệ xuất huyết thấp, đau sau can thiệp
và tụ máu dưới da tại vị trí tiêm sau khi cấy ghép MSC đã được báo cáo bởi Wu
và cộng sự, Liu và cộng sự, Bhasi và cộng sự, tương ứng [75], [115], [12]. Sốt nhẹ
và trung bình (38°C), sau đó tự ổn định khi truyền tế bào gốc bằng đường tĩnh
mạch cũng được báo cáo ở 13,6% bệnh nhân [75], [69]. Các trường hợp buồn
nôn, nôn, đau đầu, đau bụng cũng được ghi nhận [105], [75], [102]. Hạ đường
huyết mức độ nhẹ là phổ biến, trong khi không có trường hợp hạ đường huyết
nặng nào được báo cáo.
3.3.2. Đánh giá hiệu quả sau ghép tế bào gốc
Nghiên cứu này sử dụng hai chỉ số cận lâm sàng chính để đánh giá hiệu
quả lâm sàng là đường huyết tĩnh mạch lúc đói (FPG) và chỉ số HbA1c tại thời
điểm 1 tháng 3 tháng và 6 tháng sau khi ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ
tủy xương.
3.3.2.1.Kết quả theo dõi đường huyết tĩnh mạch lúc đói của bệnh nhân sau 6
tháng ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương
Nồng độ đường huyết lúc đói của bệnh nhân sau ghép (FPG)
Nồng độ FPG của bệnh nhân không thay đổi trong 6 tháng sau ghép (Hình
3.6.A). Phân nhóm bệnh nhân theo đường truyền TM và ĐM cho thấy ở các
bệnh nhân được truyền tế bào gốc theo đưỡng TM có xu hướng kiểm soát
đường huyết tốt hơn ở những bệnh nhân được truyền bằng đường ĐM. Trong
khi chỉ số này ở bệnh nhân truyền đường TM giảm từ 8,43 mmol/L (6,39-9,25)
xuống còn 7,2 mmol/L (5,97-10,38), thì ở các bệnh nhân nhóm ĐM tăng từ 8,02
(6,62-9,41) lên 8,71 (7,4 -12,55) thứ tự tại thời điểm trước ghép và sau ghép 6
tháng tháng mặc dù xu hướng kiểm soát đường huyết ở nhóm ĐM tốt hơn
nhóm TM ở thời điểm sau ghép 1 tháng. Các giá trị theo dõi giữa hai nhóm tại
các thời điểm đều không có sự khác biệt với kiểm định Mann-Witney test với
p>0,05 và kiểm định Wilcoxon test đánh giá sự khác biệt về nồng độ FPG tại các
thời điểm cho giá trị p>0,05 (Hình 3.6.B).
A
B
Hình 3.6. Kết quả theo dõi nồng độ FPG của bệnh nhân sau 6 tháng.
A-Nồng độ đường huyết lúc đói chung của các bệnh nhân không thay đổi nhiều sau 6 tháng và giữ ở mức xấp xỉ 8 mmol/L, N=22; B- Nồng độ đường huyết lúc đói nhóm TM (màu xanh) giảm từ 8,43 (6,39-9,25) mmol/L xuống còn 7,2 (5,97-10,38) mmol/L, n=11; nhóm ĐM (màu đỏ) tăng từ 8,02 (6,62-9,41) mmol/L lên 8,71 (7,4 -12,55) mmol/L, n=11 sau ghép 6 tháng; kiểm định sự khác biệt giữa hai nhóm với Man- wistney test p >0,05, kiểm định Wilcoxon test so sánh trước – sau cũng cho giá trị p>0,05).
Đánh giá mức giảm đường huyết theo đường truyền
Hình 3.7. Độ giảm FPG tại các thời điểm theo dõi sau ghép tế bào gốc ở hai nhóm tĩnh mạch (n=11) và động mạch (n=11) sau ghép 6 tháng. Không có sự giảm rõ ràng ở nhóm TM (1 tháng: -0,75 (-19,28-2,17)mmol/L, 3 tháng:-0,22
(-7,14-2,16)mmo/L, 6 tháng: -0,37 (-8,23-3,28)mmol/L). Độ giảm FPG giảm ở nhóm ĐM tại thời điểm 1 tháng: 0,55 (-1,31-1,54)mmo/L, 3 tháng:-1,18 (-4,81-2,1)mmol/L và 6 tháng sau ghép: -0,92(-10,01-2,65)mmol/L. Không có sự khác biệt giữa hai nhóm với kiểm định Mann – withney test với p>0,05, và kiểm định Wilcoxon đánh giá trước-sau p>0,05
FPG của các bệnh nhân được truyền theo đường TM (n=11) không có
nhiều thay đổi. Tuy nhiên mức giảm đường huyết của bệnh nhân truyền theo
đường ĐM (n=11) lại giảm, đồng nghĩa với việc lượng đường huyết tăng ở
nhóm bệnh nhân này sau ghép. Điều này tương đồng với việc phân tích nồng độ
FPG (Hình 3.7)
Chỉ số FPG chưa thực sự đáng tin cậy khi chỉ số này chịu ảnh hưởng quá
nhiều từ phía chuẩn bị của bệnh nhân dẫn đến các sai số hệ thống khi đánh giá.
Bệnh nhân phải nhịn đói trước xét nghiệm 8 tiếng, tuy nhiên không phải tất cả
các bệnh nhân đều tuân thủ vấn đề này. Thậm chí có những bệnh nhân vẫn sử
dụng bữa ăn sáng trước khi được thử đường huyết. HbA1C một loại
hemoglobin đặc biệt kết hợp giữa hemoglobin (Hb) và đường glucose, chỉ số
này đại diện cho tình trạng gắn kết của đường trên Hb hồng cầu. HbA1C phản
ánh chính xác tình trạng kiểm soát đường huyết tốt trong 3 tháng. Vì vậy,
chúng tôi cũng phân tích HbA1C tại thời điểm 1 tháng, 3 tháng và 6 tháng sau
ghép.
3.3.2.2.Kết quả theo dõi chỉ số HbA1C của bệnh nhân sau 6 tháng ghép tế bào
gốc.
Nồng độ HbA1C (%) sau 6 tháng
Nồng độ HbA1C có xu hướng tăng sau ghép tế bào gốc. Hình 3.8A cho thấy
xu hướng tăng nhẹ sau ghép ở tháng thứ nhất, nhưng sau đó đã có dấu hiệu giảm
vào tháng thứ 3. Tuy nhiên nồng độ HbA1c tại thời điểm này không có sự chênh lệch
nhiều trước ghép với mức giảm từ 8,4% (7,7-9,6, n=22) xuống 8,3% (7,3-10,1,
n=22). Tại thời điểm 6 tháng nồng độ HbA1C tăng trở lại với nồng độ HbA1c là
8,5% (7,4 – 10,5, n=22) và cao hơn tại thời điểm trước ghép. Sự chênh lệch về nồng
độ HbA1c không có ý nghĩa thống kê với kiểm định Wilcoxon đạt giá trị p>0,05.
Phân tích chỉ số này theo 2 nhóm truyền ĐM và TM cho thấy có sự khác biệt về nồng
độ HbA1C giữa 2 nhóm này, trong khi nồng độ HbA1c của nhóm TM luôn dao động
ở mức 8,5% thì ở nhóm ĐM lại có sự thay đổi rõ rệt qua các thời điểm khác nhau
đặc biệt tại thời điểm 3 tháng mức giảm HbA1C từ 8,3% (7,7-9,1, n=11) tại thời
điểm trước ghép xuống còn 8,1% (7,2-10,1, n=11), tuy nhiên tại thời điểm 6 tháng
lại tăng cao với nồng độ HbA1C là 8,5% (7,5-10,5, n=11) Hình 3.8B.
Hình 3.8. Kết quả theo dõi nồng độ HbA1C của bệnh nhân sau ghép 6 tháng.
A - Giá trị nồng độ HbA1c của tất cả các bệnh nhân tại thời điểm trước ghép, 3 tháng, 6
tháng lần lượt là 8,4% (7,7-9,6); 8,3% (7,3-10,1); 8,5% (7,4 – 10,5)(n=22). B-Phân
tích kết quả HbA1C theo 2 nhóm, nhóm TM (màu xanh) không có sự thay đổi nhiều
và luôn dao động ở mức 8,5% ( n=11), nhóm ĐM (màu đỏ) có chỉ số HbA1C tại thời
điểm trước ghép, sau ghép 3 tháng, 6 tháng 8,3% (7,7-9,1); 8,1% (7,2-10,1); 8,5%
(7,5-10,5) (n=11). Kiểm định Wicoxon tại các thời điểm sau ghép cho thấy sự thay
đổi nồng độ HbA1C không có sự khác biệt với p>0,05, Không có sự khác biệt về chỉ
số HbA1C của cả 2 nhóm ĐM và TM với kiểm định Mann-Witney test p>0,05.
Mức giảm HbA1C tại thời điểm 1 tháng 3 tháng và 6 tháng sau
ghép theo đường truyền
Phân tích mức độ giảm HbA1C tại từng thời điểm sau ghép cho thấy được
trong nhóm Tĩnh mạch có xu hướng tăng nhẹ giá trị trung vị nồng độ HbA1C, mặc
dù tại thời điểm sau ghép 1 tháng giá trị này chỉ đạt mức âm là -1,6 % (-0,55-
0,51%, n=11). Tuy nhiên cũng tại thời điểm này cũng có bệnh nhân giảm HbA1c đến
mức 1,36 %. Mức giảm nồng độ HbA1C này không có ý nghĩa thống kê với Wilcoxon
test p>0,05. Phân tích nhóm ĐM cho thấy bệnh nhân đã giảm được trung vị giá trị
HbA1C tại thời điểm 3 tháng nhiều nhất với 0.29% (-0,21-0,63). Sau đó mực giảm
này lại giảm dần ở tháng thứ 6 xuống còn 0,2%. Không có sự khác biệt giữa các
thời điểm theo dõi với kiểm định Wilcoxon test có p >0,05. Mức giảm nồng độ
HbA1C tại các thời điểm sau ghép giữa 2 nhóm Tĩnh mạch và động mạch là không
khác biệt với p-Mann-Whitney test>0,05(Hình 3.9).
Hình 3.9. Độ giảm HbA1C tại các thời điểm theo dõi sau ghép tế bào gốc theo hai
đường truyền tĩnh mạch và động mạch. Mức giảm HbA1C ở nhóm TM (n=11) có xu
hướng tăng, đồng nghĩa với giá trị HbA1C thực giảm. Nhóm ĐM (n=11) cho thấy mức
giảm HbA1C biến động khi tăng vào tháng thứ 3 và giảm vào tháng thứ 6 sau ghép.
Không có sự khác biệt giữa các thời điểm theo dõi với kiểm định Kruskal Wallis test p >
0,05. Mức giảm nồng độ HbA1C tại các thời điểm sau ghép giữa 2 nhóm TM và động
mạch là không khác biệt với kiểm định Mann-Whitney test p > 0,05.
3.3.2.3.Số lượng bệnh nhân có giảm HbA1C tại các thời điểm sau ghép
Đánh giá số lượng bệnh nhân có đáp ứng trên cả hai nhóm cho thấy trên
50% tổng số bệnh nhân có đáp ứng điều trị ở cả 2 nhóm Tm và ĐM. Trong đó tỷ
lệ có mức giảm HbA1c lớn hơn 10% so với trước ghép đạt 9-18% ở các thời
điểm đánh giá. Điều này cho thấy mặc dù các bệnh nhân có đáp ứng với điều trị,
tuy nhiên mức giảm HbA1c vẫn chưa cao chưa thể đạt được mục tiêu điều trị.
Bảng 3.10. Đánh giá số lượng bệnh nhân có đáp ứng điều trị theo mức giảm
HbA1C theo hai đường truyền tĩnh mạch và động mạch sau 6 tháng . Tỷ lệ bệnh
nhân có giảm HbA1C sau 6 tháng là bằng nhau với tỷ lệ 63,6% ở mỗi nhóm. Mức giảm
trên 10% chỉ chiếm một lượng nhỏ bệnh nhân ở cả 2 nhóm. Không thực hiện phép
kiểm định thống kê.
Tĩnh mạch (n=11) Động mạch (n=11)
1 tháng 3 tháng 6 tháng 3 tháng 6 tháng Số lượng bệnh nhân có giảm HbA1C 1 tháng
Có giảm (n,%) 6 (54,5) 5 (45,5) 7 (63,6) 5 (45,5) 7 (63,6) 7 (63,6)
>10% 1 (9) 1 (9) 0 1 (9) 2 (18,1) 2 (18,1)
<10% 4 (36,4) 4 (36,5) 6 (54,5) 100 6 (54,5) 5 (45,5)
Không giảm (n,%) 5 (45,5) 6 (54,5) 4 (36,4) 6 (54,5) 4 (36,4) 4 (36,5)
Như vậy, phân tích trên toàn bộ mẫu bệnh nhân (N=22) chúng tôi cũng thu
nhận được kết quả của HbA1C tương tự với FPG là không có sự thay đổi nhiều.
Tuy nhiên, kết quả phân tích theo các đường truyền khác nhau lại cho thấy sự
đối lập, các bệnh nhân truyền bằng đường ĐM có đáp ứng tốt hơn các bệnh nhân
truyền bằng đường TM. Chúng tôi nhận thấy với các bệnh nhân truyền ĐM kết
quả thu được cho thấy hiệu quả rõ ràng tại thời điểm 3 tháng sau truyền. Tuy
nhiên lượng HbA1C lại tăng trở lại vào thời điểm 6 tháng. Kết quả này cũng phù
hợp với nghiên cứu của chúng tôi khi mà hiệu quả từ nhóm các bệnh nhân truyền
ĐM nổi bật ở những tháng đầu tiên sau đó lại giảm dần. Chúng tôi vẫn chưa có
các cơ sở rõ ràng để giải quyết vấn đề tăng trở lại này. Tuy nhiên, không loại trừ
các yếu tố từ chế độ ăn và chế độ luyện tập của bệnh nhân bị thay đổi trong quá
trình nghiên cứu. Việc tự ý điều chỉnh liều thuốc mà không thông báo với bác sỹ
đã được ghi nhận cũng khiến cho chúng tôi gặp rất nhiều khó khăn trong quá
trình đánh giá. Trong nghiên cứu của chúng tôi, các ca lâm sàng có đáp ứng tốt
(nghĩa là có sự kiểm soát FPG ổn định và HbA1C giảm về ngưỡng an toàn) được
chia đều cho cả hai nhóm TM và ĐM, nên cũng không thể khẳng định được rằng,
đường truyền nào là tốt hơn.
3.3.2.4.Đánh giá việc giảm liều thuốc của bệnh nhân
Hầu hết các bệnh nhân tại thời điểm 6 tháng sau truyền chưa có những
cải thiện rõ rêt và đủ tiêu chuẩn để giảm liều. Tuy nhiên, 3 bệnh nhân (ở cả 2
nhóm) có mức giảm HbA1C trên 10% sẽ theo dõi và đánh giá thêm.
Có một bệnh nhân được giảm liều từ 39 IU xuống 35IU tại thời điểm sau
ghép 1 tháng ở nhóm truyền tĩnh mạch (bệnh nhân nam,, 33 tuổi).
3.3.2.5.Ca lâm sàng điển hình.
Ca lâm sàng 1
Bệnh nhân nam, 33 tuổi, tiền sử mắc ĐTĐ T2 đã phát hiện cách đây 4
năm và đã được điều trị bằng Insulin đường tiêm với liều 39 IU/ngày. Bệnh
nhân không có các bệnh lý khác kèm theo, tiền sử gia đình không phát hiện gì
bất thường.
Thăm khám tại thời điểm trước ghép, bệnh nhân có thể trạng trung bình
với chỉ số khối cơ thể (Body Mass Index – BMI) là 19,6, các chỉ số cận lâm sàng
thu được ban đầu là FPG 6,19 mmol/L, HbA1C là 8,79%. Bệnh nhân được lấy
tủy xương, tế bào gốc trung mô từ tủy xương đã được phân lập và nuôi cấy
tăng sinh để đạt được tế bào tổng số phù hợp với cân nặng bệnh nhân là 55x10 6
tế bào (tương đương liều 1x106tế bào/kg). Tiến hành truyền tĩnh mạch cánh
tay. Không có bất kì biến cố bất lợi nào trong suốt thời gian lấy tủy và truyền tế
bào gốc cho bệnh nhân.
Kết quả thu được sau ghép 6 tháng cho thấy cảm nhận về tinh thần của
bệnh nhân cải thiện, bệnh nhân cảm thấy khỏe mạnh, tinh thần lạc quan, ăn
ngon miệng hơn và ngủ sâu giấc hơn. Các kết quả khám và cận lâm sàng thu
nhận được trong bảng 3.6 cho thấy BMI của bệnh nhân tăng lên đáng kể từ
19,6 đến 21,2, bệnh nhân tăng 6 kg trong vòng 6 tháng sau ghép. Chỉ số HbA1C
giảm đáng kể tại thời điểm 1 tháng và 3 tháng sau ghép với nồng độ HbA1C lần
lượt là 7,56%, 7,17%.
Bảng 3.11. Các chỉ số theo dõi sau ghép của bệnh nhân nam, 33 tuổi sau 6
tháng ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương.
Sau ghép 1 Sau ghép 3 Sau ghép 6 Chỉ số Trước ghép
BMI FPG (mmol/L) HbA1C (%) Liều Insulin (IU) 19,6 6,19 9,79 39 tháng 20,1 9,84 7,56 35 tháng 20.8 5,21 7,17 35 tháng 21.2 4,17 7,43 35
Mặc dù chỉ số HbA1C tăng lại vào tháng thứ 6 với 7,43%, tuy nhiên, bệnh
nhân vẫn đạt được ngưỡng mục tiêu trong nghiên cứu (nhỏ hơn 7,5%). Quá
trình giảm HbA1C được ghi nhận trong suốt quá trình điều trị, bệnh nhân được
giảm liều tiêm insulin từ 39 UI/ngày xuống còn 35 IU/ngày. Bệnh nhân ổn định
trong suốt 6 tháng sau ghép. Theo dõi điều trị và dự kiến giảm liều cho bệnh
nhân vào các lần tái khám tiếp theo.
Ca lâm sàng 2
Bệnh nhân nam, 67 tuổi, tiền sử ĐTĐ T2 12 năm, đang điều trị thuốc
uống Diamicron 90mg/ngày, Glucopha 1500mg/ngày, tiêm insulin 22IU/ngày.
Bệnh nhân có tiền sử cao huyết áp nhiều năm, đang điều trị bằng Coversyl
5mg/ngày. Tiền sử gia đình không phát hiện gì bất thường.
Thăm khám tại thời điểm trước ghép, toàn trạng bệnh nhân ổn định, thể
trạng trung bình. Đánh giá các chỉ số cận lâm sàng trước ghép cho thấy FPG
9.63 mmo/L, HbA1C là 8,18%. Tổng số tế bào truyền cho bệnh nhân là 62x10 6 tế
bào. Bệnh nhân được truyền tế bào gốc bằng đường tĩnh mạch. Không ghi nhận
tác dụng phụ nào trong suốt quá trình lấy tủy.
Sự cải thiện về mặt tinh thần được cải thiện rõ, bệnh nhân cảm thấy
thoải mái, khỏe mạnh hơn, ăn ngọn miêng và ngủ sâu giấc, ghi nhận các chỉ số
cận lâm sàng sau ghép 6 tháng cho thấy cả nồng dộ FPG và HbA1C đều có xu
hướng giảm một cách đều đặn tại thời điểm 1 tháng, 3 tháng, và 6 tháng. Nồng
độ FPG ghi nhận tại thời điểm 6 tháng là 7,68 mmol/L, trong khi trước ghép giá
trị của chỉ số này là 9,63 mmol/L. Nồng độ HbA1C giảm một cách đáng kể từ
8,18% trước ghép, xuống 7,55% sau ghép 6 tháng (Bảng 3.7). Mặc dù có
những chuyển biến tốt trong các chỉ số lâm sàng và cận lâm sàng, tuy nhiên,
việc giảm liều thuốc cần phải cân nhắc vì chỉ số HbA1C chưa đạt đến ngưỡng
mục tiêu điều trị.
Bảng 3.12. Các chỉ số theo dõi sau ghép của bệnh nhân nam, 67 tuổi. sau 6
tháng ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương.
Chỉ số Trước ghép Sau ghép 1 tháng Sau ghép 3 tháng Sau ghép 6 tháng
9,63 8,15 7,79 7,68 FPG (mmol/L)
8,18 8,06 7,97 7,55 HbA1C (%)
90 90 90 90 Diamicron (mg)
1500 1500 1500 1500 Glucopha (mg
1000 1000 1000 1000 Metformin (mg)
22 22 22 22 Insulin (IU)
Ca lâm sàng 3
Bệnh nhân nam, 37 tuổi, tiền sử ĐTĐ T2 7 năm đang điều trị thuốc Uống
Glucobay 200mg/ngày, tiêm insulin 40 IU/ngày. Không có các bệnh lý kèm theo,
tiền sử gia đình khỏe mạnh.
Khám tại thời điểm trước ghép cho thấy toàn trạng ổn định, thể trạng
trung bình, BMI 23,1. Các chỉ số cận lâm sàng cho thấy FPG là 9,14 mmol/L,
HbA1C là 8,69%. Tống số tế bào truyền cho bệnh nhân là 66x10 6 tế bào. Bệnh
nhân được tiến hành gây mê mask thanh quản, gây tê tại chỗ, can thiệp động
mạch đùi, tìm đường vào vào động mạch tụy, truyền tế bào gốc vào động mạch
tụy. Không ghi nhận tác dụng phụ trong quá trình truyền.
Đánh giá các chỉ số lâm sàng và cận lâm sàng sau 6 tháng sau ghép cho
thấy nồng độ HbA1C giảm từ từ và dần tiến đến ngưỡng mục tiêu điều trị là 7,5
%. Bệnh nhân giảm được 1,17% giá trị HbA1C trong 6 tháng. Kết thúc sáu
tháng theo dõi, bệnh nhân tiên lượng giảm liều vào lần đánh giá cận lâm sàng
tiếp theo.
Bảng 3.13. Các chỉ số theo dõi sau ghép của bệnh nhân nam, 37 tuổi sau 6
tháng ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương.
Sau ghép 1 Sau ghép 3 Sau ghép 6
Chỉ số Trước ghép
tháng tháng tháng
9,41 FPG (mmol/L) 7,87 8,35 9,16
8,69 HbA1C (%) 8,15 8,06 7,52
200 Glucobay (mg) 200 200 200
40 Insulin (IU) 40 40 40
Ca lâm sàng 4
Bệnh nhân nam, 36 tuổi, tiền sử mắc ĐTĐ T2 cách 6 năm, đang điều trị
Janumet 50/1000mg/ngày. Không phát hiện các bệnh kèm theo, tiền sử gia
đình khỏe mạnh.
Tương tự như các bệnh nhân khác, toàn trạng bệnh nhân trước ghép ổn
định, thể trạng trung bình với BMI 21,6. Tống số tế bào gốc truyền cho bệnh
nhân là 63x106 tế bào. Đường truyền: động mạch. Không phát hiện các bất
thường sau ghép.
Sau ghép 6 tháng, bệnh nhân ổn định, đặc biệt nồng độ HbA1C giảm từ
9% xuống 7,77% trong vòng 6 tháng. Bệnh nhân được cân nhắc giảm liều vào
lần tái khám tiếp theo.
Bảng 3.14. Các chỉ số theo dõi sau ghép của bệnh nhân nam, 33 tuổi sau 6
tháng ghép tế bào gốc trung mô tự thân từ tủy xương.
Chỉ số Trước ghép Sau ghép 1 tháng Sau ghép 3 tháng Sau ghép 6 tháng
FPG 9 (mmol/L) 6,45 8,02 6,87 5,92
HbA1C (%) 9 8,56 7,18 7,77
Sitaglipin(mg) 50 50 50 50
Metformin (mg) 1000 1000 1000 1000
So sánh chỉ số HbA1C từ nghiên cứu của chúng tôi dựa trên sự tiến triển
bệnh của một số bệnh nhân có đáp ứng điều trị ở cả hai nhóm. Các bệnh nhân
có đáp ứng điều trị ngay ở tháng đầu tiên sau ghép, kết quả này trùng hợp với
nghiên cứu của một số tác giả như Wang và cs, 2011, khi mà chỉ số HbA1C
trong nghiên cứu này có thể giảm từ 8,7% xuống còn 7,1 % [109]. Mặc dù
nghiên cứu của chúng tôi không đạt được kết quả đáng mong đợi, nhưng việc
nồng độ HbA1C giảm liên tục trong 6 tháng đầu tiên cũng cho thấy rằng BM-
MSC có tác dụng trong việc hỗ trợ điều trị ĐTĐ T2 một cách hiệu quả. Điều này
chưa kể đến rằng, trong nghiên cứu của Wang còn là kết hợp của liệu pháp tế
bào gốc và oxy hyperbaric (HBO) trị liệu, bởi theo nghiên cứu của Wang, việc
kết hợp với liệu pháp HBO đã đem lại những hiệu quá đáng ngạc nhiên cho
bệnh nhân. Điều này được giải thích bởi cơ chế tác dụng của HBO. HBO làm
tăng lượng nitric oxide synthase (NOSs) - là một họ enzyme xúc tác cho việc sản
xuất oxit nitric (NO) từ L-arginine. NO là một phân tử tín hiệu tế bào quan
trọng, giúp điều chỉnh trương lực mạch máu, bài tiết insulin, hô hấp, liên quan
đến hình thành mạch và sự phát triển thần kinh …enzym này huy động tế bào
gốc từ tủy xương và giải phóng các tế bào tiền thân nội mô (EPC - Endothelial
progenitor cells), các tế bào này sẽ được định hướng đến các tổ chức viêm
thông qua các cytokine chemokines và có thể tham gia vào quá trình sửa chữa
đảo tụy. Tuy nhiên, ở các bệnh nhân đái tháo đường lại có sự suy giảm một
trong các tín hiệu nghiêm trọng như SDF-1a (Stroma Derived factor 1 alpha)
điều này cũng khiến EPC tạo ra bị giảm các chức năng sinh học di chuyển và
duy trì hoạt động tối ưu. Các bằng chứng mạnh mẽ cho thấy HBO có khả năng
đảo ngược ít nhất một trong 3 nguyên nhân suy giảm EPC trong đó cơ việc tăng
cường tín hiệu SDF-1a giúp làm tăng hoạt động của EPC, tăng khả nặng tạo
cụm và giúp các tế bào gốc cũng như các tế bào EPC thực hiện chức năng sinh
học [108]. Một nghiên cứu trước đây của Estrada và cs, 2008, cho thấy việc sử
dụng kết hợp truyền tế bào gốc từ tủy xương tự thân vào động mạch tụy và liệu
pháp oxy hyperbaric (HBO) dẫn đến giảm đáng kể nồng độ FPG và liều insulin,
tăng nồng độ C-peptide vào thời điểm 12 tháng sau ghép [33]. Giả thuyết được
đưa ra với việc biệt hóa tế bào gốc thành tế bào tuyến tụy cùng với đó là việc
giảm viêm ở tuyến tụy đã được tăng cường bằng liệu pháp HBO. Tuy nhiên hạn
chế trong nghiên cứu này là không có nhánh giả dược, và các bệnh nhân được
tuyển dụng có mức độ kiểm soát đường huyết khác nhau và đang dùng các loại
thuốc trị đái tháo đường khác nhau [33].
Nghiên cứu của Bhansali và cộng sự, 2017 trên 30 bệnh nhân nhằm đánh
giá hiệu quả điều trị của 3 nhóm bệnh nhân sử dụng phương pháp khác nhau
bao gồm: nhóm chứng (n=10), nhóm bệnh nhân được truyền tế bào gốc trung
mô từ tủy xương (BM-MSC) và nhóm bệnh nhân được nhân tế bào đơn nhân
(BM-MNC) cho kết quả với 60% số bệnh nhân ở cả 2 nhóm sử dụng BM-MSC và
BM-MNC đều có thể giảm HbA1C xuống dưới 7%, thêm vào đó liệu insulin cũng
giảm tới 50 %. Điều này cho thấy rằng việc sử dụng BM-MSC hay BM-MSC đều
mang lại những hiệu quả nhất định cho các bệnh nhân ĐTĐ [13]. Các nghiên
cứu tương tự trong việc sử dụng BM-MNC trước đó cũng đã được thực hiện bởi
Bhansali và cs, 2009; Bhansali và cs, 2014; Hu và cs,2012; Wu và cs, 2014 [6],
[52], [12]. Kết quả từ nghiên cứu trên 10 bệnh nhân của Bhansali và cs, 2009
cho thấy bảy bệnh nhân là những người đáp ứng và cho thấy giảm 75% nhu
cầu insulin trong vòng 48 ngày sau khi điều trị. Ba bệnh nhân đã có thể ngừng
hoàn toàn insulin, mặc dù nó chỉ tồn tại trong một thời gian ngắn. Mức giảm
HbA1c trung bình là 1% và 3 trong số 7 bệnh nhân có giá trị HbA1c < 7%. Giảm
cân đáng kể 5,5 kg đã được ghi nhận ở những người trả lời, trong khi đó,
những người không đáp ứng lại tăng 2,2 kg cân nặng. Như vậy, mức giảm
HbA1C cũng được ghi nhận tại tháng đầu tiên sau ghép tương như như các
bệnh nhân của chúng tôi [12]. Tác giả này cũng thực hiện một nghiên cứu
tương tự vào năm 2014, tuy nhiên, trong nghiên cứu sự xuất hiện của nhóm
chứng khiến cho kết quả nghiên cứu có giá trị hơn rất nhiều. Cỡ mẫu cho
nghiên cứu này là 21 bệnh nhân trong đó 10 bệnh nhân ở nhóm chứng và 11
bệnh nhân ở nhóm can thiệp. 9/11 (82%) bệnh nhân trong nhóm can thiệp đạt
được đạt được mục tiêu giảm liều insulin đến 50%, trong khi không có bệnh
nhân nào trong nhóm đối chứng thực hiện trong thời gian nghiên cứu (p =
0,002). Nhu cầu insulin giảm 66,7% trong nhóm can thiệp từ 42,0 (31,0 ‐ 64,0)
IU mỗi ngày xuống 14,0 (0,0 ‐ 30,0) IU mỗi ngày. Có sự gia tăng khiêm tốn
nhưng không đáng kể về HbA1c (%) trong các trường hợp từ 6,9% (6,4 ‐7,2%) lên
7,1% (6,6 ‐7,5%) cũng như trong ngưỡng kiểm soát từ 6,9% (6,2 ‐ 7,0%) đến
7,0% (6,9 ‐7,5%). Mười trong số 11 bệnh nhân (91%) có thể duy trì HbA1c < 7%
trong nhóm can thiệp, trong khi đó, 6 trong số 10 người đã làm (60%) trong nhóm
đối chứng cũng có nồng độ HbA1C < 7% (p = 0.167) [6]. Trong nghiên cứu của
chúng tôi, nồng độ HbA1C chỉ giảm đến xấp xỉ 7,5% mà chưa thể xuống ngưỡng
< 7%, cũng vì đó mà việc chỉnh liều thuốc cho các bệnh nhân còn rất hạn chế và
phải cân nhắc rất nhiều. Báo cáo của Hu và cs, 2012 cũng cho thấy việc giảm
nồng độ HbA1C của nhóm sử dụng BM-MSCs kéo dài trong thời gian sau ghép,
trong khi nhóm bệnh nhân không sử dụng lại không đạt được kết quả này. Wu và
cs, 2014 đã tiến hành phối hợp ghép BM-MSCs với liệu pháp HBO và cũng đem
lại các kết quả khả quan, đặc biệt là việc tăng chỉ số C-peptide nội sinh [52].
KẾT LUẬN
1. Môi trường tiểu đường có nguy cơ ảnh hưởng tới khả năng tăng sinh của
các bệnh nhân đái tháo đường tuýp 2, đặc biệt là các bệnh nhân có số năm
mắc kéo dài. Không ảnh hưởng đến mức độ biểu hiện các dấu ấn bề mặt để
định danh tế bào gốc trung mô.
2. Các bệnh nhân truyền tế bào gốc theo đường TM có xu hướng duy trì nồng
độ đường huyết TM lúc đói tốt hơn là các bệnh nhân được truyền bằng
ĐM.
3. Mức giảm HbA1C được ghi nhân tại thời điểm 3 tháng sau ghép nhưng có
xu hướng tăng trở lại ở tháng thứ 6.
4. Tính đến thời điểm sau ghép 6 tháng, việc sử dụng tế bào gốc trung mô từ
tủy xương cho bệnh nhân ĐTĐ T2 là an toàn. Tuy nhiên, cần phải theo dõi
tình trạng bệnh nhân trong các thời gian tiếp theo.
KHUYẾN NGHỊ
1. Xây dựng thí nghiệm đánh giá lại khả năng biệt hóa đa dòng của các bệnh
nhân tham gia nghiên cứu. Tìm hiểu các đặc điểm khác của tế bào gốc
trung mô từ tủy xương trong vi môi trường tiểu đường.
2. Theo dõi và đánh giá sau ghép lần 2 để đánh giá hiệu quả theo số lần
truyền và theo đường truyền.
TÀI LIỆU THAM KHẢO
TIẾNG VIỆT
1. Bộ Y tế, Hướng dẫn chẩn đoán và điều trị Đái tháo đường típ 2 năm 2017,
Số: 3319/QĐ-BYT, .
2. Phan K.N., Phạm, V.P, and Trương, D Công nghệ tế bào gốc, 2010: Nhà xuất
bản giáo dục.
TIẾNG ANH
3. American Diabetes Association, Standards of medical care in diabetes
(2017).
4. Alicka M., Major P., Wysocki M., et al. (2019). Adipose-Derived Mesenchymal
Stem Cells Isolated from Patients with Type 2 Diabetes Show Reduced
“Stemness” through an Altered Secretome Profile, Impaired Anti-Oxidative
Protection, and Mitochondrial Dynamics Deterioration. J Clin Med, 8(6).
5. Alvarez C.V., Garcia-Lavandeira M., Garcia-Rendueles M.E.R., et al. (2012).
Defining stem cell types: understanding the therapeutic potential of ESCs,
ASCs, and iPS cells. Journal of Molecular Endocrinology, 49(2), R89–R111.
6. Anil, Bhansali, Asokumar P., Walia R., et al. (2014). Efficacy and safety of
autologous bone marrow-derived stem cell transplantation in patients with
type 2 diabetes mellitus: a randomized placebo-controlled study. Cell
Transplant, 23(9), 1075–1085.
7. Atkinson M.A. (2012). The pathogenesis and natural history of type 1
diabetes. Cold Spring Harb Perspect Med, 2(11).
8. Bachar-Wikstrom E., Wikstrom J.D., Ariav Y., et al. (2013). Stimulation of
autophagy improves endoplasmic reticulum stress-induced diabetes.
Diabetes, 62(4), 1227–1237.
9. Banerjee M., Kumar A., and Bhonde R.R. (2005). Reversal of experimental
diabetes by multiple bone marrow transplantation. Biochem Biophys Res
Commun, 328(1), 318–325.
10. Bellin M.D., Barton F.B., Heitman A., et al. (2012). Potent induction
immunotherapy promotes long-term insulin independence after islet
transplantation in type 1 diabetes. Am J Transplant, 12(6), 1576–1583.
11. Benoit S.R. (2018). Trends in Diabetic Ketoacidosis Hospitalizations and In-
Hospital Mortality — United States, 2000–2014. MMWR Morb Mortal Wkly
Rep, 67.
12. Bhansali A., Upreti V., Khandelwal N., et al. (2009). Efficacy of autologous
bone marrow-derived stem cell transplantation in patients with type 2
diabetes mellitus. Stem Cells Dev, 18(10), 1407–1416.
13. Bhansali S., Dutta P., Kumar V., et al. (2017). Efficacy of Autologous Bone
Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cell and Mononuclear Cell
Transplantation in Type 2 Diabetes Mellitus: A Randomized, Placebo-
Controlled Comparative Study. Stem cells and development, 26(7), 471–
481.
14. Bhansali S., Kumar V., Saikia U.N., et al. (2015). Effect of mesenchymal stem
cells transplantation on glycaemic profile & their localization in
streptozotocin induced diabetic Wistar rats. Indian J Med Res, 142(1), 63–
71.
15. Boggi U., Vistoli F., Amorese G., et al. (2011). Results of Pancreas
Transplantation Alone with Special Attention to Native Kidney Function
and Proteinuria in Type 1 Diabetes Patients. Rev Diabet Stud, 8(2), 259–
267.
16. Bossolasco P., Cova L., Calzarossa C., et al. (2005). Neuro-glial
differentiation of human bone marrow stem cells in vitro. Exp Neurol,
193(2), 312–325.
17. Boxall S.A. and Jones E. (2012). Markers for Characterization of Bone
Marrow Multipotential Stromal Cells. Stem Cells Int, 2012.
18. Butler A.E., Janson J., Bonner-Weir S., et al. (2003). Beta-cell deficit and
increased beta-cell apoptosis in humans with type 2 diabetes. Diabetes,
52(1), 102–110.
19. Cai J., Wu Z., Xu X., et al. (2016). Umbilical Cord Mesenchymal Stromal Cell
With Autologous Bone Marrow Cell Transplantation in Established Type 1
Diabetes: A Pilot Randomized Controlled Open-Label Clinical Study to Assess
Safety and Impact on Insulin Secretion. Diabetes Care, 39(1), 149–157.
20. Casanova D. (2017). Pancreas transplantation: 50 years of experience. Cir
Esp, 95(5), 254–260.
21. Cersosimo E., Triplitt C., Solis-Herrera C., et al. (2000). Pathogenesis of Type
2 Diabetes Mellitus. Endotext. MDText.com, Inc., South Dartmouth (MA).
22. Chandravanshi B. and Bhonde R.R. (2017). Shielding Engineered Islets With
Mesenchymal Stem Cells Enhance Survival Under Hypoxia. J Cell Biochem,
118(9), 2672–2683.
23. Chao K.C., Chao K.F., Fu Y.S., et al. (2008). Islet-like clusters derived from
mesenchymal stem cells in Wharton’s Jelly of the human umbilical cord for
transplantation to control type 1 diabetes. PLoS ONE, 3(1), e1451.
24. Chaurasia B. and Summers S.A. (2015). Ceramides - Lipotoxic Inducers of
Metabolic Disorders. Trends Endocrinol Metab, 26(10), 538–550.
25. Choi J.B., Uchino H., Azuma K., et al. (2003). Little evidence of
transdifferentiation of bone marrow-derived cells into pancreatic beta cells.
Diabetologia, 46(10), 1366–1374.
26. Czech M.P. (2017). Insulin action and resistance in obesity and type 2
diabetes. Nature Medicine, 23(7), 804–814.
27. De Miguel M.P., Fuentes-Julián S., Blázquez-Martínez A., et al. (2012).
Immunosuppressive properties of mesenchymal stem cells: advances and
applications. Curr Mol Med, 12(5), 574–591.
28. Del Campo A., Bustos C., Mascayano C., et al. (2018). Metabolic Syndrome
and Antipsychotics: The Role of Mitochondrial Fission/Fusion Imbalance.
Front Endocrinol (Lausanne), 9, 144.
29. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., et al. (2006). Minimal criteria for
defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society
for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy, 8(4), 315–317.
30. Drewa T., Joachimiak R., Kaznica A., et al. (2008). Bone marrow progenitors
from animals with chronic renal failure lack capacity of in vitro
proliferation. Transplant Proc, 40(5), 1668–1673.
31. Ebato C., Uchida T., Arakawa M., et al. (2008). Autophagy is important in
islet homeostasis and compensatory increase of beta cell mass in response
to high-fat diet. Cell Metab, 8(4), 325–332.
32. El-Badawy A. and El-Badri N. (2016). Clinical Efficacy of Stem Cell Therapy
for Diabetes Mellitus: A Meta-Analysis. PLoS ONE, 11(4), e0151938.
33. Estrada E.J., Valacchi F., Nicora E., et al. (2008). Combined treatment of
intrapancreatic autologous bone marrow stem cells and hyperbaric oxygen
in type 2 diabetes mellitus. Cell Transplant, 17(12), 1295–1304.
34. Ferrero I., Mazzini L., Rustichelli D., et al. (2008). Bone marrow
mesenchymal stem cells from healthy donors and sporadic amyotrophic
lateral sclerosis patients. Cell Transplant, 17(3), 255–266.
35. Folli F., Okada T., Perego C., et al. (2011). Altered Insulin Receptor Signalling
and β-Cell Cycle Dynamics in Type 2 Diabetes Mellitus. PLoS One, 6(11).
36. Friedenstein A.J., Gorskaja J.F., and Kulagina N.N. (1976). Fibroblast
precursors in normal and irradiated mouse hematopoietic organs. Exp
Hematol, 4(5), 267–274.
37. Fujisaka S., Usui I., Bukhari A., et al. (2009). Regulatory mechanisms for
adipose tissue M1 and M2 macrophages in diet-induced obese mice.
Diabetes, 58(11), 2574–2582.
38. Garayoa M., Garcia J.L., Santamaria C., et al. (2009). Mesenchymal stem cells
from multiple myeloma patients display distinct genomic profile as
compared with those from normal donors. Leukemia, 23(8), 1515–1527.
39. Geng Y., Zhang L., Fu B., et al. (2014). Mesenchymal stem cells ameliorate
rhabdomyolysis-induced acute kidney injury via the activation of M2
macrophages. Stem Cell Res Ther, 5(3), 80.
40. Gnecchi M. and Melo L.G. (2009). Bone marrow-derived mesenchymal stem
cells: isolation, expansion, characterization, viral transduction, and
production of conditioned medium. Methods Mol Biol, 482, 281–294.
41. Gosmanov A.R., Gosmanova E.O., and Kitabchi A.E. (2000). Hyperglycemic
Crises: Diabetic Ketoacidosis (DKA), And Hyperglycemic Hyperosmolar State
(HHS). Endotext. MDText.com, Inc., South Dartmouth (MA).
42. Gray N., Picone G., Sloan F., et al. (2015). The Relationship between BMI and
Onset of Diabetes Mellitus and its Complications. South Med J, 108(1), 29–36.
43. Gronthos S., Zannettino A.C.W., Hay S.J., et al. (2003). Molecular and cellular
characterisation of highly purified stromal stem cells derived from human
bone marrow. Journal of Cell Science, 116(9), 1827–1835.
44. Guney M.A. and Gannon M. (2009). Pancreas cell fate. Birth Defects Res C
Embryo Today, 87(3), 232–248.
45. Hakim N.S. (2002). Pancreatic transplantation for patients with Type I
diabetes. HPB (Oxford), 4(2), 59–61.
46. Han Y.-F., Sun T.-J., Han Y.-Q., et al. (2015). Clinical perspectives on mesenchymal
stem cells promoting wound healing in diabetes mellitus patients by inducing
autophagy. Eur Rev Med Pharmacol Sci, 19(14), 2666–2670.
47. Hao H., Liu J., Shen J., et al. (2013). Multiple intravenous infusions of bone
marrow mesenchymal stem cells reverse hyperglycemia in experimental
type 2 diabetes rats. Biochem Biophys Res Commun, 436(3), 418–423.
48. Hematti P., Kim J., Stein A.P., et al. (2013). Potential role of mesenchymal
stromal cells in pancreatic islet transplantation. Transplant Rev (Orlando),
27(1), 21–29.
49. Heo J.S., Choi Y., Kim H.-S., et al. (2016). Comparison of molecular profiles of
human mesenchymal stem cells derived from bone marrow, umbilical cord
blood, placenta and adipose tissue. Int J Mol Med, 37(1), 115–125.
50. Heo J.S., Heo J.S., Choi Y., et al. (2016). Comparison of molecular profiles of
human mesenchymal stem cells derived from bone marrow, umbilical cord
blood, placenta and adipose tissue. International Journal of Molecular
Medicine, 37(1), 115–125.
51. Hess D., Li L., Martin M., et al. (2003). Bone marrow-derived stem cells
initiate pancreatic regeneration. Nat Biotechnol, 21(7), 763–770.
52. Hu J., Li C., Wang L., et al. (2012). Long term effects of the implantation of
autologous bone marrow mononuclear cells for type 2 diabetes mellitus.
Endocr J, 59(11), 1031–1039.
53. Hu M.S., Longaker M.T., and Lorenz H.P. (2016). Discussion: Transplantation
of an LGR6+ Epithelial Stem Cell-Enriched Scaffold for Repair of Full-
Thickness Soft-Tissue Defects: The In Vitro Development of Polarized Hair-
Bearing Skin. Plast Reconstr Surg, 137(2), 508–509.
54. Hughey C.C., Ma L., James F.D., et al. (2013). Mesenchymal stem cell
transplantation for the infarcted heart: therapeutic potential for insulin
resistance beyond the heart. Cardiovasc Diabetol, 12, 128.
55. Ianus A., Holz G.G., Theise N.D., et al. (2003). In vivo derivation of glucose-
competent pancreatic endocrine cells from bone marrow without evidence
of cell fusion. J Clin Invest, 111(6), 843–850.
56. International Diabetes Federation (2015), IDF diabetes atlas.
57. Jiang R., Han Z., Zhuo G., et al. (2011). Transplantation of placenta-derived
mesenchymal stem cells in type 2 diabetes: a pilot study. Front Med, 5(1), 94–100.
58. Johnson D.D., Palumbo P.J., and Chu C.P. (1980). Diabetic ketoacidosis in a
community-based population. Mayo Clin Proc, 55(2), 83–88.
59. Jones E.A., Kinsey S.E., English A., et al. (2002). Isolation and
characterization of bone marrow multipotential mesenchymal progenitor
cells. Arthritis Rheum, 46(12), 3349–3360.
60. Jung H.S., Chung K.W., Won Kim J., et al. (2008). Loss of autophagy
diminishes pancreatic beta cell mass and function with resultant
hyperglycemia. Cell Metab, 8(4), 318–324.
61. Justino Ferreira R., Ferreira R.J., Irioda A.C., et al. Controversies About the
Chromosomal Stability of Cultivated Mesenchymal Stem Cells: Their Clinical
Use is it Safe?. Current Stem Cell Research & Therapy, 7(5), 356–363
62. Karina K., Rosliana I., Sobariah S., et al. (2019). Diabetes mellitus type 2
reduces the viability, proliferation, and angiogenic marker of adipose-
derived stem cells cultured in low-glucose anti-oxidant-serum supplemented
medium. Biomed Res Ther, 6(3), 3073–3082.
63. Khue N.T. (2015). Diabetes in Vietnam. Annals of Global Health, 81(6), 870–
873.
64. Kirana S., Stratmann B., Prante C., et al. (2012). Autologous stem cell
therapy in the treatment of limb ischaemia induced chronic tissue ulcers of
diabetic foot patients. International Journal of Clinical Practice, 66(4),
384–393.
65. Kitabchi A.E., Umpierrez G.E., Murphy M.B., et al. (2001). Management of
hyperglycemic crises in patients with diabetes. Diabetes Care, 24(1), 131–153.
66. Klionsky D.J. and Emr S.D. (2000). Autophagy as a regulated pathway of
cellular degradation. Science, 290(5497), 1717–1721.
67. Klyushnenkova E., Mosca J.D., Zernetkina V., et al. (2005). T cell responses to
allogeneic human mesenchymal stem cells: immunogenicity, tolerance, and
suppression. J Biomed Sci, 12(1), 47–57.
68. Kobielak, K, E.Kandyba, and Y.Leung Chapter 22 - Skin and skin Appendage
Regeneration. Translational Regenerative Medicine. 2015, Academic Press:
Boston. p. 269-292. .
69. Kong D., Zhuang X., Wang D., et al. (2014). Umbilical cord mesenchymal
stem cell transfusion ameliorated hyperglycemia in patients with type 2
diabetes mellitus. Clin Lab, 60(12), 1969–1976.
70. Le Blanc K., Tammik C., Rosendahl K., et al. (2003). HLA expression and
immunologic properties of differentiated and undifferentiated mesenchymal
stem cells. Exp Hematol, 31(10), 890–896.
71. Le P.T.-B., Pham P.V., Vu N.B., et al. (2016). Expanded autologous adipose
derived stem cell transplantation for type 2 diabetes mellitus. Biomed Res
Ther, 3(12), 1034–1044.
72. Li L., Hui H., Jia X., et al. (2016). Infusion with Human Bone Marrow-derived
Mesenchymal Stem Cells Improves β-cell Function in Patients and Non-obese
Mice with Severe Diabetes. Sci Rep, 6, 37894.
73. Lilly M.A., Davis M.F., Fabie J.E., et al. (2016). Current stem cell based
therapies in diabetes. Am J Stem Cells, 5(3), 87–98.
74. Lin Y.-C., Harn H.-J., Lin P.-C., et al. (2017). Commercial Production of
Autologous Stem Cells and Their Therapeutic Potential for Liver Cirrhosis.
Cell Transplant, 26(3), 449–460.
75. Liu X., Zheng P., Wang X., et al. (2014). A preliminary evaluation of efficacy
and safety of Wharton’s jelly mesenchymal stem cell transplantation in
patients with type 2 diabetes mellitus. Stem Cell Res Ther, 5(2), 57.
76. Lopez-Villar O., Garcia J.L., Sanchez-Guijo F.M., et al. (2009). Both expanded
and uncultured mesenchymal stem cells from MDS patients are genomically
abnormal, showing a specific genetic profile for the 5q- syndrome.
Leukemia, 23(4), 664–672.
77. Lu G., Zhang S., Chen Q., et al. (2011). [Isolation and multipotent
differentiation of human decidua basalis-derived mesenchymal stem cells].
Nan Fang Yi Ke Da Xue Xue Bao, 31(2), 262–265.
78. Macrin D., Joseph J.P., Pillai A.A., et al. (2017). Eminent Sources of Adult
Mesenchymal Stem Cells and Their Therapeutic Imminence. Stem Cell Rev
and Rep, 13(6), 741–756.
79. Marion N.W. and Mao J.J. (2006). Mesenchymal stem cells and tissue
engineering. Meth Enzymol, 420, 339–361.
80. Matz R. (1999). Management of the Hyperosmolar Hyperglycemic
Syndrome. AFP, 60(5), 1468–1476.
81. Meirelles Júnior R.F., Salvalaggio P., and Pacheco-Silva A. (2015). Pancreas
transplantation: review. Einstein (Sao Paulo), 13(2), 305–309.
82. Moriscot C., de Fraipont F., Richard M.-J., et al. (2005). Human bone marrow
mesenchymal stem cells can express insulin and key transcription factors of
the endocrine pancreas developmental pathway upon genetic and/or
microenvironmental manipulation in vitro. Stem Cells, 23(4), 594–603.
83. Moriscot C., de Fraipont F., Richard M.-J., et al. (2005). Human bone marrow
mesenchymal stem cells can express insulin and key transcription factors of
the endocrine pancreas developmental pathway upon genetic and/or
microenvironmental manipulation in vitro. Stem Cells, 23(4), 594–603.
84. Morrison S.J. and Scadden D.T. (2014). The bone marrow niche for
haematopoietic stem cells. Nature, 505(7483), 327–334.
85. Müller I., Lymperi S., and Dazzi F. (2008). Mesenchymal stem cell therapy
for degenerative inflammatory disorders. Curr Opin Organ Transplant,
13(6), 639–644.
86. National Diabetes Statistics Report, 2014. 8.
87. Neckař P. and Syková E. (2015). [Stem cells in orthopaedics]. Cas Lek Cesk,
154(3), 107–109.
88. Olefsky J.M. and Glass C.K. (2010). Macrophages, inflammation, and insulin
resistance. Annu Rev Physiol, 72, 219–246.
89. Peloso A., Citro A., Zoro T., et al. (2018). Regenerative Medicine and
Diabetes: Targeting the Extracellular Matrix Beyond the Stem Cell
Approach and Encapsulation Technology. Front Endocrinol (Lausanne), 9.
90. Phadnis S.M., Ghaskadbi S.M., Hardikar A.A., et al. (2009). Mesenchymal
stem cells derived from bone marrow of diabetic patients portrait unique
markers influenced by the diabetic microenvironment. Rev Diabet Stud,
6(4), 260–270.
91. Piryaei A., Valojerdi M.R., Shahsavani M., et al. (2011). Differentiation of
bone marrow-derived mesenchymal stem cells into hepatocyte-like cells on
nanofibers and their transplantation into a carbon tetrachloride-induced
liver fibrosis model. Stem Cell Rev Rep, 7(1), 103–118.
92. Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C., et al. (1999). Multilineage potential
of adult human mesenchymal stem cells. Science, 284(5411), 143–147.
93. Pontikoglou C., Deschaseaux F., Sensebé L., et al. (2011). Bone marrow
mesenchymal stem cells: biological properties and their role in hematopoiesis
and hematopoietic stem cell transplantation. Stem Cell Rev Rep, 7(3), 569–589.
94. Pox C., Ritzel R., Büsing M., et al. (2002). Combined pancreas and kidney
transplantation in a lean type 2 diabetic patient. Effects on insulin secretion
and sensitivity. Exp Clin Endocrinol Diabetes, 110(8), 420–424.
95. Ramalho-Santos M. and Willenbring H. (2007). On the origin of the term
“stem cell.” Cell Stem Cell, 1(1), 35–38.
96. Reaven G.M. (1988). Banting lecture 1988. Role of insulin resistance in
human disease. Diabetes, 37(12), 1595–1607.
97. Révész D., Milaneschi Y., Verhoeven J.E., et al. (2015). Longitudinal
Associations Between Metabolic Syndrome Components and Telomere
Shortening. J Clin Endocrinol Metab, 100(8), 3050–3059.
98. Rivera J.F., Costes S., Gurlo T., et al. (2014). Autophagy defends pancreatic β
cells from human islet amyloid polypeptide-induced toxicity. J Clin Invest,
124(8), 3489–3500.
99. Ruud J., Steculorum S.M., and Brüning J.C. (2017). Neuronal control of
peripheral insulin sensitivity and glucose metabolism. Nature
Communications, 8(1), 1–12.
100. Ryan E.A., Paty B.W., Senior P.A., et al. (2005). Five-year follow-up after
clinical islet transplantation. Diabetes, 54(7), 2060–2069.
101. Sadan O., Melamed E., and Offen D. (2009). Bone-marrow-derived
mesenchymal stem cell therapy for neurodegenerative diseases. Expert Opin
Biol Ther, 9(12), 1487–1497.
102. Samuel V.T. and Shulman G.I. (2012). Mechanisms for insulin resistance:
common threads and missing links. Cell, 148(5), 852–871.
103. Shree N. and Bhonde R.R. (2017). Conditioned Media From Adipose Tissue
Derived Mesenchymal Stem Cells Reverse Insulin Resistance in Cellular
Models. J Cell Biochem, 118(8), 2037–2043.
104. Si Y., Zhao Y., Hao H., et al. (2012). Infusion of mesenchymal stem cells
ameliorates hyperglycemia in type 2 diabetic rats: identification of a novel
role in improving insulin sensitivity. Diabetes, 61(6), 1616–1625.
105. Skyler J.S., Fonseca V.A., Segal K.R., et al. (2015). Allogeneic Mesenchymal
Precursor Cells in Type 2 Diabetes: A Randomized, Placebo-Controlled,
Dose-Escalation Safety and Tolerability Pilot Study. Diabetes Care, 38(9),
1742–1749.
106. Sood V., Mittal B.R., Bhansali A., et al. (2015). Biodistribution of 18F-FDG-
Labeled Autologous Bone Marrow-Derived Stem Cells in Patients With Type
2 Diabetes Mellitus: Exploring Targeted and Intravenous Routes of Delivery.
Clin Nucl Med, 40(9), 697–700.
107. Sordi V., Malosio M.L., Marchesi F., et al. (2005). Bone marrow mesenchymal
stem cells express a restricted set of functionally active chemokine receptors
capable of promoting migration to pancreatic islets. Blood, 106(2), 419–
427.
108. Thom S.R., Bhopale V.M., Velazquez O.C., et al. (2006). Stem cell mobilization
by hyperbaric oxygen. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 290(4), H1378-1386.
109. Wang L., Zhao S., Mao H., et al. (2011). Autologous bone marrow stem cell
transplantation for the treatment of type 2 diabetes mellitus. Chin Med J,
124(22), 3622–3628.
110. Wang Y., Chen X., Cao W., et al. (2014). Plasticity of mesenchymal stem cells
in immunomodulation: pathological and therapeutic implications. Nat
Immunol, 15(11), 1009–1016.
111. Weems P. and Cooper M. (2014). Pancreas transplantation in type II
diabetes mellitus. World J Transplant, 4(4), 216–221.
112. WHO, (2015), STEPwise approach to chronic disease risk factor
surveillance.
113. Williams G. and Pickup J.C. (2004), The Handbook of Diabetes, Wiley-
Blackwell, Malden, Mass.
114. Wu X.-H., Liu C.-P., Xu K.-F., et al. (2007). Reversal of hyperglycemia in diabetic
rats by portal vein transplantation of islet-like cells generated from bone
marrow mesenchymal stem cells. World J Gastroenterol, 13(24), 3342–3349.
115. Wu Z., Cai J., Chen J., et al. (2014). Autologous bone marrow mononuclear
cell infusion and hyperbaric oxygen therapy in type 2 diabetes mellitus: an
open-label, randomized controlled clinical trial. Cytotherapy, 16(2), 258–
265.
116. Xie Z., Hao H., Tong C., et al. (2016). Human umbilical cord-derived
mesenchymal stem cells elicit macrophages into an anti-inflammatory
phenotype to alleviate insulin resistance in type 2 diabetic rats. Stem Cells,
34(3), 627–639.
117. Yaribeygi H., Farrokhi F.R., Butler A.E., et al. (2019). Insulin resistance:
Review of the underlying molecular mechanisms. Journal of Cellular
Physiology, 234(6), 8152–8161.
118. Zang L., Hao H., Liu J., et al. (2017). Mesenchymal stem cell therapy in type 2
diabetes mellitus. Diabetol Metab Syndr, 9.
119. Zhang Q.-Z., Su W.-R., Shi S.-H., et al. (2010). Human gingiva-derived
mesenchymal stem cells elicit polarization of m2 macrophages and enhance
cutaneous wound healing. Stem Cells, 28(10), 1856–1868.
120. Zhang S., Zhao C., Liu S., et al. (2018). Characteristics and multi-lineage
differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells derived from the
Tibetan mastiff. Mol Med Rep, 18(2), 2097–2109.
121. Zhang Y., Shen W., Hua J., et al. (2010). Pancreatic islet-like clusters from
bone marrow mesenchymal stem cells of human first-trimester abortus can
cure streptozocin-induced mouse diabetes. Rejuvenation Res, 13(6), 695–
706.
122. Zhang Z., Wang X., and Wang S. (2008). Isolation and characterization of
mesenchymal stem cells derived from bone marrow of patients with
Parkinson’s disease. In Vitro Cell Dev Biol Anim, 44(5–6), 169–177.
123. Zhao K., Hao H., Liu J., et al. (2015). Bone marrow-derived mesenchymal
stem cells ameliorate chronic high glucose-induced β-cell injury through
modulation of autophagy. Cell Death Dis, 6, e1885.
124. Zhao Y., Jiang Z., Zhao T., et al. (2012). Reversal of type 1 diabetes via islet β
cell regeneration following immune modulation by cord blood-derived
multipotent stem cells. BMC Medicine, 10(1), 3.
125. Zhao Y., Jiang Z., Zhao T., et al. (2013). Targeting insulin resistance in type 2
diabetes via immune modulation of cord blood-derived multipotent stem cells
(CB-SCs) in stem cell educator therapy: phase I/II clinical trial. BMC Med, 11,
160.
126. Zhao Z.-G., Liang Y., Li K., et al. (2007). Phenotypic and functional
comparison of mesenchymal stem cells derived from the bone marrow of
normal adults and patients with hematologic malignant diseases. Stem Cells
Dev, 16(4), 637–648.
DANH SÁCH BỆNH NHÂN THAM GIA NGHIÊN CỨU
STT Mã bệnh nhân
Tuổi Giới
Địa chỉ
Ngày lấy tủy
Chẩn đoán
Ngày khám sàng lọc
Ngày truyền tế bào gốc
Tái khám sau 1 tháng
Tái khám sau 3 tháng
Tái khám sau 6 tháng
1
33
Nam
Hà Nội
02.11.17
09.03.18
29.03.18
26.04.18
28.06.18
01.10.18
ĐTĐ T2
2
61
Nam
Hà Nội
09.03.18
09.03.18
26.04.18
26.04.18
06.03.19
09.10.18
ĐTĐ T2
3
63
Nam Hải Phòng
15.03.18
15.03.18
10.05.18
10.05.18
09.07.18
12.10.18
ĐTĐ T2
4
53
Nam
Hà Nội
30.03.18
19.04.18
08.06.18
08.06.18
06.08.18
13.03.19
ĐTĐ T2
5
Hà Nội
09.03.18
19.04.18
11.06.18
11.06.18
10.08.18
26.11.18
ĐTĐ T2
62
Nữ
6
Hà Nội
11.04.18
11.05.18
28.06.18
28.06.18
29.08.18
03.12.18
ĐTĐ T2
66
Nữ
7
64
Nam Quảng Ninh
08.05.18
25.05.18
18.07.18
18.07.18
15.09.18
14.12.18
ĐTĐ T2
8
Hà Nội
26.05.18
12.07.18
05.09.18
05.09.18
08.11.18
28.01.19
ĐTĐ T2
56
Nữ
9
Hà Nội
26.06.18
19.07.18
05.09.18
05.09.18
08.11.18
13.02.19
ĐTĐ T2
56
Nữ
10
67
Nam
Hà Nội
07.06.18
11.07.18
14.09.18
14.09.18
19.11.18
13.02.19
ĐTĐ T2
11
37
Nam
Hà Nội
10.05.18
25.05.18
27.09.18
27.09.18
27.11.18
26.02.19
ĐTĐ T2
12
57
Nam
Hà Nội
26.07.18
31.07.18
04.10.18
04.10.18
06.12.18
11.03.19
ĐTĐ T2
VN01-MSC- VINMEC03-002 VN01-MSC- VINMEC03-001 VN01-MSC- VINMEC03-003 VN01-MSC- VINMEC03-004 VN01-MSC- VINMEC03-005 VN01-MSC- VINMEC03-006 VN01-MSC- VINMEC03-007 VN01-MSC- VINMEC03-009 VN01-MSC- VINMEC03-010 VN01-MSC- VINMEC03-012 VN01-MSC- VINMEC03-013 VN01-MSC- VINMEC03-014
13
58
Nam
Hà Nội
20.03.18
15.08.18
09.10.18
09.10.18
05.12.18
04.03.19
ĐTĐ T2
14
52
Nam
Phú Thọ
31.07.18
08.08.18
22.10.18
22.10.18
19.12.18
30.03.19
ĐTĐ T2
15
57
Nam
Bắc Ninh
11.06.18
09.05.18
29.10.18
29.10.18
29.12.18
30.03.19
ĐTĐ T2
16
68
Nữ
Hà Nội
07.06.18
13.07.18
09.11.18
09.11.18
08.01.19
16.04.19
ĐTĐ T2
17
68
Nữ
Hà Nội
12.07.18
26.09.18
27.11.18
27.11.18
15.02.19
18.04.19
ĐTĐ T2
18
36
Nam Hải Phòng
17.10.18
19.10.18
15.12.18
15.12.18
22.02.19
09.05.19
ĐTĐ T2
19
61
Nữ
Hà Nội
23.10.18
23.10.18
16.11.18
18.12.18
15.02.19
29.05.19 ĐTĐ T2
20
67
Nam
Hà Nội
18.10.18
09.11.18
27.12.18
27.12.18
28.02.19
06.06.19
ĐTĐ T2
21
55
Nam Hồ Chí Minh
23.10.18
26.10.18
16.11.18
23.10.18
18.12.18
15.02.19 ĐTĐ T2
22
62
Nam
Hà Nội
16.11.18
17.12.18
18.01.19
18.02.19
25.04.19
25.07.19
ĐTĐ T2
VN01-MSC- VINMEC03-015 VN01-MSC- VINMEC03-016 VN01-MSC- VINMEC03-018 VN01-MSC- VINMEC03-019 VN01-MSC- VINMEC03-021 VN01-MSC- VINMEC03-022 VN01-MSC- VINMEC03-023 VN01-MSC- VINMEC03-024 VN01-MSC- VINMEC03-025 VN01-MSC- VINMEC03-029
