Luận văn tốt nghiệp Công nghệ thực phẩm: Ảnh hưởng của điều kiện sấy phun lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.)

TRƯỜNG ĐẠI HỌC NGUYỄN TẤT THÀNH

KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM VÀ MÔI TRƯỜNG

LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP

Tên đề tài:

ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN HOẠT TÍNH CHỐNG OXY HÓA CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS SABDARIFFA L.)

Sinh viên thực hiện : Huỳnh Thị Thanh Ngân

Chuyên ngành : Công nghệ thực phẩm

Tp.HCM, tháng 10 năm 2019

TRƯỜNG ĐẠI HỌC NGUYỄN TẤT THÀNH

KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM VÀ MÔI TRƯỜNG



LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP

Tên đề tài:

ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN HOẠT TÍNH CHỐNG OXY HÓA CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS SABDARIFFA L.)

Sinh viên thực hiện : Huỳnh Thị Thanh Ngân

Mã số sinh viên : 1511541889

Lớp : 15DTP1A

Chuyên ngành : Công nghệ thực phẩm

Giáo viên hướng dẫn : ThS. Nguyễn Quốc Duy

Tp.HCM, tháng 10 năm 2019

TRƯỜNG ĐH NGUYỄN TẤT THÀNH

CỘNG HÒA XÃ HỘI CHỦ NGHĨA VIỆT NAM

KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM & MÔI TRƯỜNG

Độc lập - Tự do - Hạnh phúc

Tp. Hồ Chí Minh, ngày 06 tháng 10 năm 2019

NHIỆM VỤ LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP

Họ và tên sinh viên: Huỳnh Thị Thanh Ngân Mã số sinh viên: 1511541889

Chuyên ngành: Công nghệ thực phẩm Lớp: 15DTP1A

1. Tên đề tài:

ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN HOẠT TÍNH CHỐNG OXY HÓA CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS SABDARIFFA L.)

2. Nhiệm vụ luận văn

- Khảo sát ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun và tỷ lệ chất mang lên hoạt tính

chống oxy hóa DPPH của bột sấy phun bụp giấm;

- Khảo sát ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun và tỷ lệ chất mang lên hoạt tính

chống oxy hóa ABTS của bột sấy phun bụp giấm;

- Khảo sát ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun và tỷ lệ chất mang lên hoạt tính

chống oxy hóa FRAP của bột sấy phun bụp giấm;

- Khảo sát ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun và tỷ lệ chất mang lên hoạt tính

chống oxy hóa CUPRAC của bột sấy phun bụp giấm.

3. Ngày giao nhiệm vụ luận văn: 15/6/2019

4. Ngày hoàn thành nhiệm vụ luận văn: 15/9/2019

5. Người hướng dẫn:

Họ và tên Học hàm, học vị Đơn vị Phần hướng dẫn

Nguyễn Quốc Duy ...... Thạc sĩ ............................ BM CNTP ....................... 100%

Nội dung và yêu cầu của luận văn đã được thông qua bộ môn.

Trưởng Bộ môn Người hướng dẫn

(Ký và ghi rõ họ tên) (Ký và ghi rõ họ tên)

ThS. Nguyễn Thị Vân Linh ThS. Nguyễn Quốc Duy

LỜI CẢM ƠN

Luận văn được hoàn thành tại Trường Đại học Nguyễn Tất Thành. Trong quá trình

làm khóa luận tốt nghiệp em đã nhận được rất nhiều sự giúp đỡ để hoàn tất luận văn.

Trước tiên em xin gửi lời cảm ơn chân thành đến thạc sĩ thầy Nguyễn Quốc Duy

đã tận tình hướng dẫn, truyền đạt kiến thức, kinh nghiệm cho tôi trong suốt quá trình thực hiện luận văn tốt nghiệp này.

Xin gửi lời cảm ơn đến quý thầy cô Khoa Kỹ thuật Thực phẩm và Môi trường,

Trường Đại học Nguyễn Tất Thành, những người đã truyền đạt kiến thức quý báu cho

em suốt trong thời gian học tập vừa qua.

Sau cùng xin gửi lời cảm ơn đến gia đình, bạn bè và các bạn sinh viên lớp

15DTP1A đã luôn động viên, giúp đỡ em trong quá trình làm luận luận văn này.

Một lần nữa, xin chân thành cảm ơn!

iv

LỜI CAM ĐOAN

Tôi xin cam đoan kết quả của đề tài “Ảnh hưởng của điều kiện sấy phun lên hoạt

tính chống oxy hóa của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.)” là công trình nghiên cứu của cá nhân tôi đã thực hiện dưới sự hướng dẫn của ThS. Nguyễn

Quốc Duy. Các số liệu và kết quả được trình bày trong luận văn là hoàn toàn trung thực, không sao chép của bất cứ ai, và chưa từng được công bố trong bất kỳ công trình khoa học của nhóm nghiên cứu nào khác cho đến thời điểm hiện tại.

Nếu không đúng như đã nêu trên, tôi xin hoàn toàn chịu trách nhiệm về đề tài của

mình và chấp nhận những hình thức xử lý theo đúng quy định.

Tp.HCM, ngày 28 tháng 10 năm 2019

Tác giả luận văn

(Ký và ghi rõ họ tên)

Huỳnh Thị Thanh Ngân

v

TÓM TẮT LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP

Trong nghiên cứu này, ảnh hưởng của điều kiện sấy phun bao gồm: nhiệt độ đầu vào của quá trình sấy phun và tỷ lệ chất mang lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy

phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.). Nhiệt độ đầu vào được khảo sát ở 3 mức nhiệt:

150C, 160C và 170C và tỷ lệ giữa anthocyanin và chất mang maltodextrin được

khảo sát là 1:50, 1:60, 1:70, 1:80, 1:90, 1:100 (w/w).

Hoạt tính chống oxy hóa được xác định lên khả năng bắt gốc tự do (DPPH•) giảm

từ 4375.364384.02 mg TE/g DW đến 2418.023004.36 mg TE/g DW tương ứng;

Khả năng bắt gốc tự do (ABTS+•) trong khoảng 7545.988291.80 mg TE/g DW đến 4540.616240.78 mg TE/g DW tương ứng; Khả năng khử ion Fe3+ (FRAP) giảm từ

khoảng 7238.74‒8826.19 mg TE/g DW đến 5104.355278.86 mg TE/g DW tương

ứng; Khả năng khử ion cupric (CUPRAC) giảm từ khoảng 10857.93–11616.71 mg

TE/g DW đến 6394.50–7156.21 mg TE/g DW tương ứng từ bột bụp giấm. Bốn

phương pháp này được sử dụng để xác định hoạt tính chống oxy hóa trong quá trình

sấy phun bột bụp giấm.

Kết quả nghiên cứu cho thấy hoạt tính chống oxy hóa giảm đáng kể khi tăng tỉ lệ

anthocyanin:maltodextrin (w/w) được khảo sát 1:501:100 (w/w) và nhiệt độ sấy phun

trong khoảng 150‒170°C. Việc sử dụng tỷ lệ chất mang khác nhau thì hoạt tính chống

oxy hóa giảm khi tăng ảnh hưởng xấu đến cấu trúc của các hợp chất phenolic, gây phá

vỡ cấu trúc, dẫn đến sự hình thành các hợp chất khác nhau, do đó làm giảm hoạt động

chống oxy hóa. Kết quả cho thấy tỷ lệ chất mang cao góp phần bảo vệ hợp chất

anthocyanin bên trong mạng lưới chất mang tốt hơn. Mẫu bột sấy phun bụp giấm sử

dụng chất mang với hàm lượng lớn hạn chế ảnh hưởng bất lợi của nhiệt độ sấy phun

lên tính ổn định của anthocyanin.

vi

MỤC LỤC

NHIỆM VỤ LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP ........................................................... iii

LỜI CẢM ƠN ........................................................................................................ iv

LỜI CAM ĐOAN ....................................................................................................v

TÓM TẮT LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP ............................................................. vi

MỤC LỤC ............................................................................................................. vii

DANH MỤC BẢNG .............................................................................................. ix

DANH MỤC HÌNH .................................................................................................x

DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT ............................................................................... xi

Chương 1. MỞ ĐẦU .........................................................................................1

1.1 TÍNH CẤP THIẾT VÀ LÝ DO CHỌN ĐỀ TÀI .......................................1

1.2 MỤC TIÊU NGHIÊN CỨU .........................................................................1

1.2.1 Mục tiêu tổng quát ...................................................................................1

1.2.2 Mục tiêu cụ thể.........................................................................................1

1.3 NỘI DUNG NGHIÊN CỨU .........................................................................2

Chương 2. TỔNG QUAN.................................................................................3

2.1 QUÁ TRÌNH VI BAO ..................................................................................3

2.1.1 Định nghĩa ................................................................................................3

2.1.2 Ưu điểm của vi bao ..................................................................................3

2.1.3 Cấu trúc hạt vi bao ...................................................................................4

2.1.4 Vật liệu vi bao ..........................................................................................5

2.1.5 Phương pháp sấy phun .............................................................................5

2.2 ANTHOCYANIN ..........................................................................................6

2.2.1 Định nghĩa ................................................................................................6

2.2.2 Cấu tạo .....................................................................................................8

2.2.3 Sự phân bố của anthocyanin ....................................................................8

2.2.4 Lợi ích của anthocyanin .........................................................................10

vii

2.3 NGUYÊN LIỆU HOA BỤP GIẤM ...........................................................10

2.3.1 Giới thiệu ...............................................................................................10

2.3.2 Lợi ích của hoa bụp giấm .......................................................................11

Chương 3. NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU ..........13

3.1 NGUYÊN LIỆU BỤP GIẤM .....................................................................13

3.2 DỤNG CỤ – THIẾT BỊ – HÓA CHẤT ....................................................13

3.2.1 Dụng cụ - thiết bị ...................................................................................13

3.2.2 Hóa chất .................................................................................................15

3.3 THỜI GIAN VÀ ĐỊA ĐIỂM NGHIÊN CỨU ..........................................15

3.3.1 Thời gian nghiên cứu .............................................................................15

3.3.2 Địa điểm nghiên cứu ..............................................................................15

3.4 PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU ..............................................................15

3.4.1 Quy trình trích ly đài hoa bụp giấm .......................................................15

3.4.2 Quy trình sấy phun dịch trích anthocyanin từ đài hoa bụp giấm ...........16

3.5 PHƯƠNG PHÁP PHÂN TÍCH .................................................................16

3.5.1 Xác định hoạt tính bắt gốc tự do DPPH .................................................16

3.5.2 Xác định hoạt tính bắt gốc tự do ABTS .................................................16

3.5.3 Xác định hoạt tính khử sắt (FRAP) .......................................................17

3.5.4 Xác định hoạt tính khử đồng (CUPRAC) ..............................................17

3.6 PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ SỐ LIỆU ..........................................................17

Chương 4. KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN ........................................................18

4.1 ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN DPPH VÀ ABTS 18

4.2 ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN FRAP VÀ CUPRAC ..................................................................................................................22

Chương 5. KẾT LUẬN VÀ KHUYẾN NGHỊ .............................................26

5.1 KẾT LUẬN ..................................................................................................26

5.2 KHUYẾN NGHỊ .........................................................................................26

TÀI LIỆU THAM KHẢO ....................................................................................28

viii

DANH MỤC BẢNG

Bảng 2.1 Sự phụ thuộc màu sắc anthocyanin vào vị trí & nhóm thế [9] ........................7

Bảng 2.2 Anthocyanins trong một số loại cây phổ biến sử dụng làm thực phẩm [12] ...9

ix

DANH MỤC HÌNH

Hình 2.1 Cấu trúc của vi nang và vi cầu [7]. ...................................................................4

Hình 2.2 Mô tả hệ thống sấy phun điển hình [6]. ............................................................6

Hình 2.3 Cấu trúc cơ bản của các sắc tố anthocyanidin, trong đó Rx có thể là H [9].....7

Hình 3.1 Nguyên liệu hoa bụp giấm khô (Công ty Việt Hibiscus) ...............................13

Hình 3.2 Máy quang phổ UV-1800 (Shimadzu Schweiz GmbH) .................................14

Hình 3.3 Máy ly tâm 80-2 (Wincom Company Ltd.) ....................................................14

Hình 3.4 Máy đo màu CR-400 (Minolta Sensing Europe B.V.) ...................................14

Hình 3.5 Cân phân tích PA (OHAUS Instruments Co.,Ltd.) ........................................14

Hình 3.6 Máy cô quay chân không HS-2005V (JJS Technical Services) .....................14

Hình 3.7 Tủ sấy UN55 (Memmert GmbH + Co.KG) ...................................................14

Hình 4.1 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin

(w/w) lên hoạt tính bắt gốc tự do DPPH (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun .......................................................................................................................19

Hình 4.2 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin

(w/w) lên hoạt tính bắt gốc tự do ABTS (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun .......................................................................................................................21

Hình 4.3 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin

(w/w) lên hoạt tính khử sắt FRAP (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun ...22

Hình 4.4 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin

(w/w) lên hoạt tính khử đồng CUPRAC (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun. ......................................................................................................................24

x

DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT

Từ viết tắt

Thuật ngữ tiếng Anh

Thuật ngữ tiếng Việt

On a dry weight

Theo chất khô

DW

Dextrose equivalent

Đương lượng Dextrose

DE

Anthocyanin

Anthocyanin

ACN

Trolox equivalent

Đương lượng Trolox

TE

Maltodextrin

Maltodextrin

MD

Rounds per minute

Vòng/phút

rpm

xi

Chương 1. MỞ ĐẦU

1.1 TÍNH CẤP THIẾT VÀ LÝ DO CHỌN ĐỀ TÀI

Hiện nay vấn đề an toàn thực phẩm, bảo vệ sức khỏe người tiêu dùng ngày càng

được quan tâm đến về việc sử dụng các chất màu tự nhiên hơn là các chất màu tổng

hợp trong thực phẩm. Rất nhiều các loại dịch được trính ly từ các loại rau, củ, quả có màu sắc được tạo ra bởi các anthocyanin sử dụng cho chất màu thực phẩm.

Anthocyanin là chất màu tự nhiên được sử dụng khá an toàn trong thực phẩm, có khả

năng tan trong nước. Các anthocyanin có nhiều các hoạt tính sinh học có lợi cho sức

khỏe con người như: khả năng chống oxy hóa, các bệnh về tim mạch, hen suyễn [1].

Anthocyanin thuộc nhóm flavonoid, có màu đỏ, đỏ tía, tím và xanh đậm có nhiều

trong các loại rau, hoa, quả, củ [2]. Các loại thực vật chứa nhiều anthocyanin như: bắp

cải tím, bụp giấm, dâu tằm, dâu tây. Anthocyanin tích tụ chủ yếu ở trong tế bào biểu bì

và hạ biểu bì thực vật, tập trung trong không bào hoặc các túi gọi là anthocyanoplast.

Nhìn chung, hàm lượng anthocyanin trong phần lớn rau quả dao động từ 0.1–1.11%

trong tổng hàm lượng chất khô. Trong các loài thực vật, hoa bụp giấm chứa nhiều các

anthocyanin có khả năng chống oxy hóa. Anthocyanin là phân nhóm của flavonoid và

cũng là các sắc tố tự nhiên có trong hoa của bụp giấm. Màu của anthocyanin thay đổi

theo pH. Các anthocyanin chính trong hoa bụp giấm là delphinidin-3-glucoside và

cyanidin-3-glucoside [3]. Tuy nhiên, anthocyanin thường không bền và dễ dàng bị suy

thoái [2]. Vì vậy, mục tiêu nghiên cứu này là khảo sát ảnh hưởng điều kiện sấy phun

lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy phun bụp giấm.

1.2 MỤC TIÊU NGHIÊN CỨU

1.2.1 Mục tiêu tổng quát

Tạo ra nguồn chất màu tự nhiên, đa dạng nguồn chất màu giúp giảm thiểu việc lạm

dụng phẩm màu công nghiệp trong thực phẩm.

1.2.2 Mục tiêu cụ thể

Hoàn thiện quy trình sấy phun dịch trích từ bột hoa bụp giấm.

Khảo sát ảnh hưởng điều kiện sấy phun lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy

phun bụp giấm.

1

1.3 NỘI DUNG NGHIÊN CỨU

Khảo sát nhiệt độ sấy phun lên hoạt tính chống oxy hóa.

Khảo sát tỷ lệ chất mang lên hoạt tính chống oxy hóa.

Hoạt tính chống oxy hóa: khả năng bắt gốc tự do DPPH•ABTS•, khả năng khử

ion Fe3+ (FRAP) và khả năng khử ion cupric (CUPRAC).

2

Chương 2. TỔNG QUAN

2.1 QUÁ TRÌNH VI BAO

2.1.1 Định nghĩa

Vi bao là quá trình trong đó các thành phần thực phẩm khác nhau có thể được lưu

trữ trong một vỏ hoặc lớp phủ bảo vệ và sau đó giải phóng. Cụ thể hơn, vi bao là quá trình bao bọc các hạt nhỏ, chất lỏng hoặc chất khí trong một lớp phủ hoặc trong ma

trận. Theo truyền thống, vi bao không sử dụng viên nang có chiều dài lớn hơn 3 mm.

Các vi bao nằm trong phạm vi từ 100–1000 nm được phân loại là các vi bao. Các

thành phần nằm trong khoảng từ 1–100 nm được phân loại là nanocapsules hoặc nanoencapsulation [4].

Thành phần được vi bao thường được gọi là hoạt chất, lõi, pha nội. Các vật liệu

bao bọc hoạt động thường được gọi là vỏ, tường, lớp phủ, pha ngoại, pha hỗ trợ hoặc

màng. Các vật liệu vỏ thường không hòa tan, không phản ứng với lõi và chiếm 1–80%

trọng lượng của viên nang. Vỏ của vi bao có thể được làm từ đường, gum, protein,

polysaccharide tự nhiên và biến tính, lipid, sáp và polymer tổng hợp [5].

Công nghệ vi bao được sử dụng rộng rãi để giúp ổn định các thành phần hoạt động

trong các sản phẩm thực phẩm như các sản phẩm liên quan đến hương vị, kẹo cao su,

kẹo, cà phê, chế phẩm sinh học, thực phẩm y tế, vitamin, khoáng chất hoặc enzyme.

Các nguyên tắc chi phối sự ổn định sản phẩm mong muốn có thể kiểm soát thông qua

cấu trúc của vi nang cung cấp để cải thiện hiệu suất trong các sản phẩm thực phẩm.

Ứng dụng chính của công nghệ vi bao là mang lại sự thay đổi hóa lý mong muốn

trong sản phẩm thực phẩm trong một khoảng thời gian mong muốn hoặc bằng cách sử

dụng một cơ chế kích hoạt thích hợp. Có một sự hiểu biết để cải tiến về sự tương tác phần tử và các tính chất hóa lý của thành phần hoạt chất và thành phần vật liệu là rất quan trọng để tạo ra một hệ thống động.

2.1.2 Ưu điểm của vi bao

Vi bao là một công nghệ được sử dụng nhiều trong ngành công nghiệp như dược phẩm, hóa chất, thực phẩm và nông nghiệp. Một lý do để sử dụng công nghệ vi bao là

bảo vệ thành phần khỏi sự phân hủy do tiếp xúc với các yếu tố môi trường như nước, oxy, nhiệt và ánh sáng. Thông thường, điều này được thực hiện để cải thiện thời hạn sử dụng của hoạt chất. Trong một số trường hợp, vi bao có thể được sử dụng để che giấu mùi vị, mùi và màu sắc không mong muốn, do đó ngăn chặn sự ảnh hưởng xấu

3

đến chất lượng sản phẩm. Dễ xử lý là một lý do khác cho vi bao, vì nó có thể được sử

dụng như một phương pháp đơn giản để chuyển đổi một thành phần thực phẩm lỏng thành dạng rắn. Vi bao có thể được sử dụng để ngăn chặn các phản ứng và tương tác

không mong muốn giữa các thành phần thực phẩm có hoạt tính và giữa các hoạt chất

và các thành phần thực phẩm. Vi bao cũng giảm tính dễ cháy và dễ bay hơi của các

thành phần thực phẩm khác nhau. Cuối cùng, vi bao có thể được sử dụng để kiểm soát việc bổ sung một thành phần thực phẩm vào cơ thể [6]. Các thành phần thực phẩm được vi bao sẽ có thể giữ tính ổn định trong suốt thời hạn sử dụng và điều kiện bảo

quản của nguyên liệu [6] .

2.1.3 Cấu trúc hạt vi bao

Hình thái học (hình thức và cấu trúc) của hạt vi bao được chia thành hai loại: vi

nang (microcapsule) và vi cầu (microsphere). Việc phân nhóm dựa trên phương pháp

được sử dụng để sản xuất vật liệu. Vi nang được đặt tên như vậy bởi vì nó có hình thái

vỏ lõi được xác định rõ. Theo truyền thống, các viên nang siêu nhỏ chỉ được tạo ra

bằng phương tiện hóa học. Trong quá trình này, vi nang được hình thành trong bể chứa

chất lỏng hoặc thiết bị phản ứng dạng ống [4]. Vi cầu được hình thành một cách cơ

học thông qua quá trình nguyên tử hóa hoặc quá trình nghiền, theo đó các thành phần

Hình 2.1 Cấu trúc của vi nang và vi cầu [7].

hoạt chất được phân bố trong ma trận [6].

Một vi nang bao gồm nhiều thành phần khác nhau trong đó các thành phần hoạt tính và dạng ma trận polymer là hai thành phần quan trọng mà có thể kiểm soát được

tốc độ khuếch tán. Về hình dạng, khả năng tương thích hóa lý và nhiệt động lực học

của cả hai hoạt tính và ma trận polymer là rất quan trọng.

Trong các hệ thống thực phẩm, lớp vỏ vi bao có thể cung cấp các chức năng khác

nhau như bảo vệ các hoạt chất nhạy cảm như hương vị, vitamin, khoáng chất, chất béo

4

không bão hòa, các loại tinh dầu và muối từ oxy, nước và ánh sáng; xử lý thuận tiện

bằng cách chuyển đổi các chất lỏng khó sử dụng để xử lý thành dạng bột.

Từ góc độ hình học hoặc cấu trúc, các yếu tố ảnh hưởng đến ổn định và giải phóng

là hình dạng, kích thước, hình dạng và tải trọng của các. Thêm vào đó, trọng lượng

phân tử, điện tích trên bề mặt, độ hòa tan, độ thấm nước và nhiệt độ là các thông số

quan trọng.

2.1.4 Vật liệu vi bao

Trong số các loại chất mang ưa nước được sử dụng trong lĩnh vực vi nang,

carbohydrate là nguyên liệu được sử dụng phổ biến nhất. Carbohydrate được phân thành bốn loại: đường đơn hoặc monosaccharide (glucose và fructose), disaccharide

(sucrose và lactose), oligosaccharide (maltodextrin và dextrin), và polysaccharide (tinh

bột). Trong khi tất cả các loại carbohydrate có thể được sử dụng làm chất độn và chất

phụ gia, các saccharide chuỗi dài hơn được coi là phù hợp như một ma trận tường.

Polysaccharide thường được xem xét trong lớp vật liệu này. Polysaccharide cũng bao

gồm các loại tinh bột biến tính, trong đó polysaccharide được biến đổi cấu trúc và

thành phần để cung cấp các tính chất hòa tan, phân vùng và rào cản độc đáo cho thành

phần thực phẩm hoạt động.

Monosaccharide và disaccharide cung cấp cả độ nhớt thấp trong dung dịch và ảnh

hưởng đến hương vị của vi nang. Tuy nhiên, chúng không cung cấp khả năng nhũ hóa

các loại hương vị dầu. Kết quả là, một lượng nhỏ chất keo ổn định được sử dụng trong

sức mạnh tổng hợp Theo bản chất của kích thước phân tử, mono- và disaccharide nhỏ

hơn và dễ dàng phù hợp với không gian kẽ để ngăn chặn sự hình thành ranh giới hạt

kết tinh hoặc tinh thể trong một polysaccharide, cho phép ổn định hơn hương vị của vi

nang. Nó được thiết lập tốt rằng bẫy của các loại dầu hương vị ở trạng thái vô định

hình mang lại sự ổn định cao hơn so với ma trận có độ kết tinh. Do đó, mono- và disaccharide có trọng lượng phân tử thấp thường được sử dụng với vật liệu polymer vốn đã thể hiện các đặc tính tinh thể. Lưu ý rằng carbohydrate phổ biến thể hiện các điểm gel bao gồm agar, agarose, carrageenan, pectin, guar gum và Konjacs, tất cả đều được coi là một lựa chọn thay thế cho gelatin.

2.1.5 Phương pháp sấy phun

Sấy phun là phương pháp mà chất lỏng hoặc hỗn hợp (slurry) được chuyển thành dạng bột khô bằng cách nguyên tử hóa và được sấy khô nhờ dòng không khí nóng. [8].

5

Hình 2.2 Mô tả hệ thống sấy phun điển hình [6].

Một cấu hình chung cho sấy phun được thể hiện trong Hình 2.2. Ở đây, chất lỏng

được phun thành giọt ở phía trên cùng của buồng. Những giọt lỏng nhỏ đi vào dòng

chảy hỗn loạn của không khí nóng ở phía trên cùng của buồng cùng chiều với không

khí nóng được gọi là dòng chảy cùng chiều (cocurrent). Các pha lỏng được nhanh

chóng làm nóng và phân tử chất lỏng di chuyển lên bề mặt của giọt lỏng và chuyển

sang pha khí. Khi những giọt lỏng hóa rắn, chúng bị cuốn theo dòng khí nóng và di

chuyển đến một buồng lắng xoáy tâm nơi các chất rắn di chuyển ra khỏi buồng và tạo

thành bột.

Tất cả các máy sấy phun đều sử dụng các thành phần cơ bản này mặc dù có các

biến thể trong cấu hình buồng, nguyên tử được sử dụng, thiết kế lốc xoáy, tái chế chất

rắn, điều hòa khí hoặc tuần hoàn sau khi ngưng tụ hoặc làm mát, thiết kế luồng không

khí và các thiết bị kèm theo. Máy sấy phun có thể có có năng suất dưới một lít mỗi giờ đến hàng ngàn lít mỗi giờ.

2.2 ANTHOCYANIN

2.2.1 Định nghĩa

Anthocyanin (là sự kết hợp giữa từ Anthos trong tiếng Hy Lạp nghĩa là hoa và kyanos, nghĩa là màu xanh) là flavonoid thường thấy trong tự nhiên. Cấu trúc của chúng dựa trên bộ khung C15 bao gồm một vòng chromane mang một vòng thơm thứ

hai B ở vị trí 2; các cấu trúc được sắp xếp tuần hoàn theo mẫu C-6-C-3-C-6 (phenyl-2-

benzopyrilium). Cấu trúc anthocyanin được bổ sung bởi một hoặc nhiều phân tử

đường liên kết tại các vị trí hydroxyl hóa khác nhau của cấu trúc cơ bản. Như vậy,

6

anthocyanin được thay thế bằng glycoside của muối phenyl-2-benzopyrilium

(anthocyanidin) [9].

Hình 2.3 Cấu trúc cơ bản của các sắc tố anthocyanidin, trong đó Rx có thể là H [9]

Bảng 2.1 Sự phụ thuộc màu sắc anthocyanin vào vị trí & nhóm thế [9]

Tên hợp chất

Nhóm thế

Vị trí

Màu sắc

5, 7, 4'

Cam

Apigeninidin

3, 5, 6, 7, 4'

Cam

Aurantinidin

3, 5, 7, 3', 4'

Đỏ tươi và đỏ thẫm

Cyanidin

3, 5, 7, 3', 4', 5'

Tím, tím nhạt, xanh

Delphynidin

Hydroxyl

8-Hydroxycyanidin

3, 5, 6, 7, 3', 4'

Đỏ

5, 7, 3', 4'

Cam

Luteolinidin

3, 5, 7, 4'

Cam, cam hồng

Pelargonidin

5, 7, 3', 4', 5'

Đỏ

Triacetidin

5, 3', 5'

Xanh nhạt

Capensinidin

Methyl ether

5, 3'

Xanh nhạt

Europenidin

3, 5'

Tím

Malvidin

Anthocyanidin + đường Anthocyanin

7

5-Methylcyanidin

5

Cam – đỏ

Peonidin

3'

Đỏ tươi

Petunidin

3'

Tím

Pulchellidin

5

Xanh nhạt

Rosinidin

7

Đỏ

2.2.2 Cấu tạo

Anthocyanins cho thấy tính đa dạng cao trong tự nhiên nhưng tất cả đều dựa trên

một số lượng nhỏ các cấu trúc cơ bản của anthocyanidin. Sự đa dạng này đại diện bởi vô số màu sắc tự nhiên được tạo ra bởi sự kết hợp hóa học cấu trúc anthocyanidin cơ

bản C-6-C-3-C-6 với đường và/hoặc các nhóm acyl [10]. Các anthocyanidins quan

trọng nhất số 17; sự khác biệt về số lượng và vị trí của các nhóm hydroxyl và/hoặc methyl ether, nhưng 6 là phổ biến nhất [9]. Để đạt được anthocyanin, anthocyanidin

phải được kết hợp với ít nhất một phân tử đường; do đó, các anthocyanin cũng được

phân loại theo số lượng các phân tử đường trong cấu trúc của chúng (ví dụ, monoside,

biosides, triosides). Rõ ràng là sự đa dạng của anthocyanin có liên quan đến số lượng

các chất đường tìm thấy trong tự nhiên nhưng các anthocyanin glycosyl hóa được hình

thành với glucose, rhamnose, xylose, galactose, arabinose và fructose. Ngoài ra, sự đa

dạng được tăng thêm bởi sự kết hợp hóa học của các loại đường này với acid hữu cơ

(phổ biến nhất là coumaric, caffeic, ferulic, p-hydroxy benzoic, synapic, malonic,

acetic, succinic, oxalic và malic) để sản xuất anthocyanin acyl hóa [11]. Hơn nữa, màu

sắc cũng bị ảnh hưởng bởi số lượng các nhóm hydroxyl và methoxyl: nếu nhiều nhóm

hydroxyl, thì màu sắc sẽ chuyển sang màu xanh hơn; nếu có nhiều nhóm methoxyl, thì

đỏ sẽ tăng lên. Điều thú vị là, màu sắc cũng phụ thuộc vào sự tương tác giữa các phân tử anthocyanin với các phân tử và/hoặc môi trường khác [10]. Như vậy có thể kết luận được, một số sự kết hợp hóa học giải thích gam màu kỳ lạ của màu sắc tự nhiên.

2.2.3 Sự phân bố của anthocyanin

Anthocyanin tạo ra nhiều màu sắc từ màu đỏ tươi cho đến màu xanh thể hiện rõ

trong hoa và trái cây, mặc dù chúng cũng có trong lá và các cơ quan lưu trữ. Anthocyanin thường gặp ở thực vật bậc cao nhưng lại vắng mặt ở một số thực vật bậc thấp như rêu tản và tảo. Trong tự nhiên, có thể tìm thấy những thực vật với một loại

anthocyanin chính (ví dụ hoa trà my, nhân sâm), trong khi những thực vật khác có hỗn

8

hợp (ví dụ những giống hoa thược dược, củ cải đường) [9]. Trên thực tế, nhìn chung,

Bảng 2.2 Anthocyanins trong một số loại cây phổ biến sử dụng làm thực phẩm [12]

Thành phần anthocyanin

Nguyên liệu

Hành tím

Cy 3-glucoside và 3-laminariobioside, không acyl hóa và acyl hóa với malonyl ester, Cy 3-galactose và 3-glucoside; Pn 3-

(Alium cepa)

glucoside

Cy 3-glucoside, 3-rutinoside và 3,5-diglucoside, Pg 3-

Quả sung

rutinoside

(Ficus spp.)

Pg và Cy 3-glucosides

Dâu tây

(Fragaria spp.)

Vỏ hạt đậu nành

Cy và Dp 3-glucosides

(Glycine max)

Khoai lang tím

Cy và Pn 3-sophoroside-5–5-glucosides acyl hóa với ester feruloyl và caffeoyl

(Ipomoea batatas)

Xoài

Pn 3-galactoside

(Mangifera indica)

Chanh dây

Pg 3-diglucoside, Dp 3-glucoside

(Passiflora edulis)

Mận

Cy và Pn 3-glucosides và 3-rutinosides

(Prunus domestica)

Quả nam việt quất

Cy và Pn 3-galactosides, 3-arabinosides và 3-glucosides

(Vaccinium

macrocarpon)

Nho

Cy, Pn, Dp, Pt và Mv mono và diglucosides, tự do và acyl hóa

(Vitis spp.)

Ngô tím

Cy, Pg và Pn 3-glucosides và Cy 3-galactoside, tự do và acyl

hóa

(Zea mays)

Ghi chú: Cy – cyanidin, Dp – delphinidin, Mv – malvidin, Pg – pelargonidin, Pn –

peonidin, và Pt – petunidin.

nồng độ anthocyanin ở hầu hết các loại trái cây và rau quả dao động từ 0.1–1% trọng lượng khô [9].

9

2.2.4 Lợi ích của anthocyanin

Anthocyanin là các chất hòa tan trong nước có mặt ở tự nhiên. Ở thực vật, chúng giúp chống lại các tia cực tím có hại, thu hút côn trùng để phân tán hạt và thụ phấn

[13]. Một số anthocyanin đóng vai trò như các tác nhân kiểm soát sinh học, như

cyanidin-3-glucoside, ức chế sự phát triển của ấu trùng Heliothis viriscens trong cây

thuốc lá [14]. Anthocyanin đã được sử dụng như là thành phần trong chế độ ăn uống của con người trong suốt lịch sử. Tuy nhiên, chúng đã được sự quan tâm hơn do các lợi ích sức khoẻ chúng đem lại [15].

Anthocyanin là hợp chất chống oxy hóa tốt do tính ức chế các gốc tự do hiệu quả [13]. Hầu hết các lợi ích về sức khoẻ được đề cập của anthocyanin ít nhiều liên quan

đến cơ chế chống oxy hóa của chúng [16].

Các nghiên cứu in vitro của anthocyanin đã chỉ ra rằng các hợp chất này có thể có

tác dụng bảo vệ chống lại bệnh mãn tính như bệnh tim mạch, ung thư và nhiễm virus,

số hoạt động chống viêm [17], [18].

Ngoài ra, anthocyanin cũng có khả năng ngăn ngừa bệnh béo phì và kiểm soát

bệnh tiểu đường [17]. Các hoạt tính chống dị ứng và kháng khuẩn cũng là một trong

những lợi ích sức khoẻ khác của các hợp chất hóa học này [17], [19].

2.3 NGUYÊN LIỆU HOA BỤP GIẤM

2.3.1 Giới thiệu

Bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.) là loại cây thuộc họ Cẩm quỳ sống lâu năm,

dựng đứng, bụi rậm, thân thảo có thể mọc lên cao đến 2.4 m, với thân trơn hoặc gần

như nhẵn, hình trụ, màu đỏ. Lá luân phiên với nhau, màu xanh với những gân lá màu

đỏ và những chiếc phồng dài hoặc ngắn. Lá của cây con non và lá trên của cây già thì

đơn giản, mép lá dạng răng cưa. Hoa đơn lẻ, rộng đến 12.5 cm, màu vàng hoặc màu da

bò, và biến thành màu hồng vì hoa sẽ tàn vào cuối ngày. Đài hoa màu đỏ, bao gồm 5 cánh hoa lớn với cuống hoa từ 8 đến 12 mảnh mỏng bao quanh gốc. Sau khi gia tăng kích thước, trở thành thịt, vị ngọt, dài từ 3.2–5.7 cm [20]. Quả hình trứng, có các lông nhỏ mọc xung quanh, bao quanh quả. Phần được sử dụng của cây là phần đài hoa và lá, phần đài hoa có tác dụng chống co thắt, hạ huyết áp và có tính kháng sinh, trị ho, viêm

họng.

Hoa bụp giấm ở dạng khô hoặc tươi được sử dụng làm thức uống thảo dược, đồ uống lên men, rượu, kẹo [21], [22]. Ở Ai Cập, phần đài hoa được sử dụng ở dạng trà và thức uống lên men [23].

10

2.3.2 Lợi ích của hoa bụp giấm

Hoa bụp giấm đã được sử dụng rộng rãi như một loại thuốc. Ở Ấn Độ, Châu Phi và Mexico, các dẫn xuất lá hoặc đài hoa thường được sử dụng như thuốc lợi tiểu, lờ đờ,

hạ sốt, hạ huyết áp và làm giảm độ nhớt của máu [24]. Ở Guatemala, được sử dụng để

điều trị say rượu [25]. Ở Bắc Phi, các chế phẩm từ đài hoa dùng để điều trị đau họng

và ho [26]. Ở Ấn Độ, một chất đục từ hạt được sử dụng để làm giảm đau khi đi tiểu và khó tiêu. Trong y học dân gian Trung Quốc, hoa bụp giấm được sử dụng để điều trị rối loạn gan và huyết áp cao [25].

Các thành phần chính của hoa bụp giấm có liên quan đến tính dược học là acid hữu cơ, anthocyanin, polysaccharide và flavonoid [27]. Anthocyanin là nhóm chất dẫn

xuất của flavonoid và các sắc tố tự nhiên có trong hoa của bụp giấm và màu của

anthocyanin thay đổi theo pH. Thành phần chính các anthocyanin có trong hoa bụp

giấm và được sử dụng làm chất màu thực phẩm là: delphinidin-3-O-glucoside,

delphinidin-3-O-sambubioside, cyanidin-3-glucoside, delphinidin-3-glucoside [3].

Ngoài ra, trong đài hoa bụp giấm còn có ascorbic acid, cyanidin-3-rutinose [28].

Các chiết xuất của đài hoa bụp giấm khô đã được biết là có chứa các thành phần

hóa học như acid hữu cơ (acid citric, acid ascorbic, acid maleic, acid hibiscic, acid

oxalic, acid tartaric), phytosterol, polyphenol, anthocyanin và các chất chống oxy hóa

tan trong nước khác [28], [29]. Các acid hữu cơ cùng với các thành phần hoạt tính sinh

học có khả năng bắt gốc tự do [30]. Hiệu quả sức khỏe có lợi chủ yếu là do các phân

tử hoạt tính sinh học này. Bảng 1 cho thấy phần polyphenolic (hợp chất hoạt tính sinh

học) có trong chiết xuất của bụp giấm theo báo cáo của các nhóm nghiên cứu khác

nhau Jabeur et al. (2017) đã báo cáo gần đây acid oxalic, acid shikimic và fumaric như

là các acid hữu cơ chính với acid malic (9.10 g/100 g) là acid có nhiều nhất trong đài

hoa bụp giấm [31].

Nguồn gốc của nhiều chất điều trị là do các chất chuyển hóa thứ cấp trong cây. Đài hoa bụp giấm là một nguồn thú vị của các phân tử hoạt tính sinh học tiềm năng với các hoạt động chống oxy hóa, hạ huyết áp, chống vi trùng, chống viêm, chống đái tháo đường và chống ung thư. Nhiều cuộc khảo sát khoa học đã tiết lộ rằng đài hoa bụp giấm rất giàu polyphenol và flavonoid giúp tăng giá trị dinh dưỡng của roselle vì các hợp chất này có tương quan với đặc tính chống oxy hóa của chúng. Hàm lượng

phenolic trong cây bao gồm chủ yếu là anthocyanin như delphinidin-3-glucoside, sambubioside và cyanidine-3-sambubioside [31], [32] và các flavonoid khác như

gossypetine hibiscetin và glycoside tương ứng của chúng; acid protocatechuic, eugenol

và sterol như-sitoesterol và ergoesterol [28], [33], [34]. Các phân tử anthocyanin dễ bị

11

thoái hóa. Độ ổn định của chúng phụ thuộc vào pH, nhiệt độ, sự hiện diện của enzyme,

ánh sáng và cấu trúc, sự hiện diện của các flavonoid khác, acid phenolic và kim loại [35].

Các nhà nghiên cứu chủ yếu sử dụng dung môi nước hoặc dung môi hữu cơ để

trích xuất polyphenol và anthocyanin từ đài hoa bụp giấm. Các kỹ thuật chiết xuất

khác nhau và các giống khác nhau của bụp giấm được sử dụng trong các nghiên cứu khác nhau. Luvonga et al. (2010) đã báo cáo tổng hàm lượng phenolic là 6.06 mg/g trong chiết xuất hoa hồng [30]. Jabeur et al. (2017) trong nghiên cứu gần đây đã xác

định được hàm lượng của delphinedin-3-o-sambubioside, delphinidin 3-o glucoside và cyanidine-3-o-sambubioside trong bụp giấm lần lượt là 7.03 mg/g, 1.54 mg/g và 4.40

mg/g [31].

12

Chương 3. NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

3.1 NGUYÊN LIỆU BỤP GIẤM

Hoa bụp giấm khô được mua từ Công ty Việt Hibiscus (Tp. Hồ Chí Minh, Việt

Nam). Bụp giấm được trồng ở Biên Hòa (Đồng Nai). Sau khi thu hoạch, hoa bụp giấm

Hình 3.1 Nguyên liệu hoa bụp giấm khô (Công ty Việt Hibiscus)

tươi được sấy đối lưu bằng không khí nóng ở nhiệt độ 60°C. Sản phẩm khô được bảo quản trong túi polyethylene ở nơi khô ráo, thoáng mát, tránh ánh nắng trực tiếp.

3.2 DỤNG CỤ – THIẾT BỊ – HÓA CHẤT

3.2.1 Dụng cụ - thiết bị

Cốc thuỷ tinh Giá ống nghiệm

pH kế Pipet

Erlen Bình định mức

Nhiệt kế Ống nghiệm

Bình định mức Ống ly tâm

Cốc thuỷ tinh Phễu

Micropipet Đũa thuỷ tinh

13

Hình 3.2 Máy quang phổ UV-1800

Hình 3.3 Máy ly tâm 80-2 (Wincom

(Shimadzu Schweiz GmbH)

Company Ltd.)

Hình 3.4 Máy đo màu CR-400 (Minolta

Hình 3.5 Cân phân tích PA (OHAUS

Sensing Europe B.V.)

Instruments Co.,Ltd.)

Hình 3.6 Máy cô quay chân không HS- 2005V (JJS Technical Services)

Hình 3.7 Tủ sấy UN55 (Memmert GmbH + Co.KG)

14

3.2.2 Hóa chất

2,9-Dimethyl-1,10-phenanthroline (neocuproine), 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH), acid gallic, 2,4,6-tripyridyl-s-triazine (TPTZ) and 6-hydroxy-2,5,7,8

tetramethylchroman-2-carboxylic acid (Trolox), 2,2′-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-

6-sulfonic acid) (ABTS) được mua từ Sigma-Aldrich. Thuốc thử Folin-Ciocalteu được chuẩn bị bằng cách phối trộn NaWO4.H2O và Na2MoO4.H2O trong dung dịch acid phosphoric, đun trong 10 h và bổ sung LiSO4 để thu được dung dịch màu vàng trong suốt.

Maltodextrin DE 10 được sử dụng làm chất mang cho quá trình vi bao.

Ammonium acetate, Sodium acetate trihydrate, vanillin, acetic acid, amonium acetate, Na2CO3, methanol, ethanol, K2S2O8, H3PO4, HCl, KCl, FeCl3.6H2O, và các hóa chất khác đều đạt chuẩn phân tích.

3.3 THỜI GIAN VÀ ĐỊA ĐIỂM NGHIÊN CỨU

3.3.1 Thời gian nghiên cứu

Nghiên cứu được thực hiện từ ngày 15 tháng 6 năm 2019 đến ngày 15 tháng 9 năm

2019.

3.3.2 Địa điểm nghiên cứu

Nghiên cứu được thực hiện tại Phòng thí nghiệm Hóa phân tích, trường ĐH

Nguyễn Tất Thành, 331 Quốc lộ 1A, Phường An Phú Đông, Quận 12, Tp.HCM.

3.4 PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

3.4.1 Quy trình trích ly đài hoa bụp giấm

25 g mẫu bụp giấm khô xay nhuyễn được trích ly tại nhiệt độ 50ºC trong 30 phút

bằng 100 mL dung môi ethanol 70% (v/v) được acid hóa đến pH 2 bằng cách sử dụng acid hydrochloric 2 N. Sau khi trích ly, dịch trích được thu nhận bằng cách lọc qua giấy lọc Whatman No.2. Dịch lọc được cô đặc bằng thiết bị cô quay chân không ở nhiệt độ 55ºC trong 30 phút để loại bỏ dung môi ethanol.

Để xác định lượng chất mang cần thiết trong quá trình vi bao, dịch cô đặc được phân tích hàm lượng anthocyanin. Kết quả thu được cho thấy dịch bụp giấm cô đặc có

hàm lượng anthocyanin là 1.08 g/L.

15

3.4.2 Quy trình sấy phun dịch trích anthocyanin từ đài hoa bụp giấm

Dịch trích anthocyanin sau khi cô đặc được phối trộn với maltodextrin theo tỉ lệ nồng độ giữa anthocyanin và chất mang là 1:50, 1:60, 1:70, 1:80, 1:90, 1:100. Quá

trình sấy phun được tiến hành trong thiết bị sấy phun Labplant SD-06AG (Keison,

UK). Tốc độ nhập liệu được cố định ở 500 mL/h. Nhiệt độ đầu vào được khảo sát ở 3

mức là 150°C, 160°C, 170°C với nhiệt độ đầu ra lần lượt là 91°C, 99 °C và 98°C. Các mẫu sau khi sấy phun được bảo quản lạnh ở 4°C trong túi polyethylene cho đến khi đem phân tích.

3.5 PHƯƠNG PHÁP PHÂN TÍCH

3.5.1 Xác định hoạt tính bắt gốc tự do DPPH

Phương pháp DPPH được xem là một trong những phương pháp so màu chuẩn và

dễ dàng để đánh giá các đặc tính chống oxy hóa của các hợp chất chống oxy hóa.

Phương pháp này dựa trên nguyên tắc gốc tự do DPPH nhận nguyên tử hydro (H) của

chất chống oxy hóa, dẫn đến giảm DPPH làm thay đổi màu sắc từ màu tím sang màu

vàng [36].

Dung dịch gốc được pha chế bằng cách hòa tan 24 mg DPPH với 100 mL

methanol và sau đó được bảo quản ở nhiệt độ 4ºC cho đến khi đạt được 48 giờ. Dung

dịch thuốc thử được pha loãng bằng methanol về độ hấp thụ 1.10 ± 0.02 đơn vị ở 515

nm bằng máy đo quang phổ. Dung dịch phân tích (150 μL) được phản ứng với 2850

μL dung dịch DPPH trong 30 phút trong điều kiện tối. Sau đó, độ hấp thụ được thực

hiện ở 515nm bằng máy đo quang phổ.

3.5.2 Xác định hoạt tính bắt gốc tự do ABTS

Trong phương pháp này, ABTS•+ bị oxy hóa bởi kali persulfate tạo thành cation gốc của nó (ABTS+) có màu xanh đậm. Khả năng bắt gốc tự do và khả năng chống

oxy hóa của các hợp chất được đo bằng khả năng làm giảm màu của thuốc thử khi phản ứng trực tiếp với gốc ABTS. ABTS•+ được áp dụng cho cả hợp chất ưa béo và ưa nước [37].

Dung dịch ABTS•+ được pha loãng với methanol để thu được độ hấp thụ 1.10 ± 0.02 ở 734 nm. Dung dịch phân tích (150 μL) được phản ứng với 2850 μL thuốc thử

ABTS trong 30 phút trong điều kiện tối. Sau đó, độ hấp thụ được thực hiện ở 734 nm bằng máy quang phổ.

16

3.5.3 Xác định hoạt tính khử sắt (FRAP)

Phương pháp FRAP đo khả năng của các chất chống oxy hóa khử phức hợp sắt 2,4,6-tripyridyl-s-triazine [Fe3+-(TPTZ)2]3+ thành phức chất màu có màu xanh đậm [Fe2+-(TPTZ)2]2+ trong môi trường acid [38].

Thuốc thử FRAP được điều chế như sau: dung dịch đệm acetate (300 mM, pH 3.6), dung dịch TPTZ được pha trong HCl (40 mM) và dung dịch FeCl3.6H2O (20 mM) được trộn theo tỷ lệ thể tích 10:1:1. Dịch phân tích (150 µL) được cho phản ứng với 2850 µL thuốc thử FRAP trong 30 phút trong bóng tối. Sau đó, độ hấp thu được đo ở

bước sóng 593 nm.

3.5.4 Xác định hoạt tính khử đồng (CUPRAC)

Phương pháp CUPRAC dựa trên phép đo độ hấp thụ của Cu (I) - chocate

neocuproine (Nc) được hình thành do phản ứng oxi hóa khử của các chất chống oxy

hóa phá vỡ chuỗi bằng thuốc thử CUPRAC, Cu (II)-Nc, trong đó độ hấp thụ được ghi

nhận tại bước sóng hấp thụ ánh sáng cực đại 450nm [39].

Dịch phân tích (0.5 mL) được thêm vào hỗn hợp phản ứng có chứa CuCl2 (1 mL, 10 mM), neocuproine (1 mL, 7.5 mM) và dung dịch đệm NH4Ac (1 mL, 1 M, pH 7.0). Sau đó, độ hấp thụ được xác định ở 450 nm sau khi ủ 30 phút ở nhiệt độ phòng.

3.6 PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ SỐ LIỆU

Dữ liệu thực nghiệm được phân tích bằng phần mềm SPSS 15 (SPSS Inc. Chicago,

U.S.A) sử dụng những kỹ thuật thống kê cơ bản. Phân tích phương sai một nhân tố

(one-way ANOVA) được áp dụng để xác định sự khác nhau giữa các chế độ xử lý mẫu

và Tukey’s Multiple Range test được áp dụng để xác định sự khác biệt có ý nghĩa giữa

các giá trị trung bình ở mức ý nghĩa 5%. Tất cả thí nghiệm và những chỉ tiêu phân tích

được lặp lại 3 lần.

17

Chương 4. KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN

4.1 ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN DPPH VÀ ABTS

Khả năng chống oxy hóa của thực phẩm được xác định bởi sự hiện diện của các

chất chống oxy hóa khác nhau, với các cơ chế hoạt động khác nhau, do đó, khả năng

chống oxy hóa của các sản phẩm thực phẩm nên được đánh giá bằng nhiều phương pháp xảy ra với các cơ chế khác nhau [40].

Trong nghiên cứu này, bốn phương pháp khác nhau đã được sử dụng để xác định

khả năng chống oxy hóa. Sự đóng góp đáng kể của các hợp chất này trong bột roselle

phun khô có thể được quy cho khả năng của quá trình vi nang hiệu quả được tạo điều

kiện thuận lợi bằng cách sử dụng maltodextrin [41].

Maltodextrin là một loại tinh bột thủy phân được sản xuất bằng cách thủy phân

một phần tinh bột bằng acid hoặc enzyme thường được sử dụng làm nguyên liệu trong

quá trình vi nang của các thành phần thực phẩm [42], [43]. Maltodextrin với DE thấp

hơn chứa một tỷ lệ lớn các saccharide chuỗi dài, có thể dẫn đến nứt bề mặt và giảm rào

cản oxy. Maltodextrin với DE cao hơn có thể tạo thành các hệ thống tường không

thấm oxy và đậm đặc hơn để giữ lại các sắc tố anthocyanin tốt hơn [44]. Maltodextrin

được phân loại trên cơ sở các giá trị tương đương dextrose (DE) của chúng và nguồn tinh bột mà chúng có nguồn gốc. Giá trị DE là mức độ thủy phân tinh bột thành xi-rô

glucose: thuật ngữ của maltodextrin thường được sử dụng cho các giá trị DE tương

ứng <20 và 20. Nói chung, các tính chất của maltodextrin có giá trị DE thấp hơn

(nghĩa là ít bị thủy phân) gần với các loại tinh bột hơn, từ đó chúng có nguồn gốc;

nghĩa là độ hút ẩm và độ hòa tan của chúng tăng lên trong khi độ tinh thể và khả năng

bulking của chúng giảm khi giá trị DE tăng [45].

Các polysaccharide này cũng được sử dụng làm chất làm đặc để thay đổi các đặc tính vật lý và cấu trúc của các sản phẩm thực phẩm cung cấp những thay đổi rõ rệt về kết cấu, hương vị có trong thực phẩm [46][47].

Maltodextrin được coi là tác nhân vi bao tốt bởi vì nó thể hiện độ nhớt thấp ở hàm lượng chất rắn cao và độ hòa tan tốt. Maltodextrin được sử dụng chủ yếu làm chất hỗ

trợ trong quá trình sấy phun, sấy khô nước ép trái cây, làm tăng nhiệt độ chuyển thủy

tinh, làm giảm độ dính của bột và tạo sự ổn định cho bột. Rõ ràng, chúng có khả năng

hình thành ma trận rất cần thiết trong việc hình thành các hệ thống tường [48]. Nó

mang lại những ưu điểm có lợi như chi phí tương đối thấp, mùi thơm và hương vị

18

trung tính, độ nhớt thấp ở nồng độ chất rắn cao và bảo vệ tốt các hương vị chống lại

quá trình oxy hóa [49]. Tuy nhiên, hạn chế lớn nhất của vật liệu tường này là khả năng nhũ hóa thấp và khả năng lưu giữ biên của các chất bay hơi [50], [51]. Do đó, nó

thường được sử dụng trong hỗn hợp với các vật liệu tường khác. Các tác nhân chất

5000

4500

4000

mang có thể được kết hợp để có được một ma trận hiệu quả và ổn định hơn [49].

)

3500

3000

2500

W D g / E T g m

(

2000

1500

H P P D

1000

500

0

1:50

1:60

1:90

1:100

1:70 1:80 ACN:MD (w/w)

150°C

160°C

170°C

Hình 4.1 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên

hoạt tính bắt gốc tự do DPPH (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun

Theo Suhag and Nanda (2016), hoạt động chống oxy hóa bột mật ong DPPH• dễ bị suy thoái do nhiệt trong quá trình sấy phun [52]. Ảnh hưởng của tỷ lệ chất mang và nhiệt độ sấy phun lên khả năng bắt gốc tự do DPPH• từ đài hoa bụp giấm được thể

hiện trên Hình 4.1. Kết quả cho thấy rằng nhiệt độ sấy phun và tỷ lệ chất mang cao gây ra ảnh hưởng đáng kể lên khả năng bắt gốc tự do DPPH•. Tỷ lệ chất mang tăng dẫn đến sự giảm đáng kể về khả năng bắt gốc tự do DPPH•. Khi tăng tỷ lệ chất mang từ

1:50 đến 1:100 thì khả năng bắt gốc tự do DPPH• giảm từ khoảng 4375.364384.02

mg TE/g DW đến 2418.023004.36 mg TE/g DW tương ứng. Ngoài ra, ở tỷ lệ chất

mang cao (1:801:100) thì nhiệt độ sấy phun cao (170ºC) ảnh hưởng đáng kể lên khả

năng bắt gốc tự do DPPH•. Điều này có thể được gây ra bởi sự gia tăng số lượng các

19

thành phần hoạt động bay hơi hoặc suy giảm. Ở mức tỷ lệ chất mang 1:50, khả năng

bắt gốc tự do DPPH• và lượng các thành phần không hoạt động nhỏ hơn thì hiệu suất vi bao được tối đa hóa. Khi nhiệt độ không khí đầu vào tăng trong 1:50 và 1:70, tỷ lệ

hoạt động bắt gốc tự do DPPH• cũng giảm; điều này có thể là do sự biến động của các

thành phần hoạt tính sinh học hoặc các thành phần suy giảm.

Theo Mishra (2013), tăng nồng độ maltodextrin mà bản thân nó không có hoạt động bắt gốc tự do, dẫn đến hoạt động bắt gốc DPPH• thấp hơn. Bột có chứa 5% maltodextrin cho khả năng bắt gốc tự do cao hơn đáng kể (cơ sở wt khô) so với tỉ lệ 7

và 9% maltodextrin do tác dụng pha loãng của maltodextrin khi nồng độ của nó được tăng [53]. Tương tự, kết quả trong sấy phun bột trích từ dịch gấc được sấy phun của

[54]. Do hoạt động bắt gốc tự do thấp tiếp xúc với nhiệt độ cao hơn đã ảnh hưởng xấu

đến cấu trúc của phenolics gây ra sự phá vỡ và hoặc tổng hợp thành các dạng khác

nhau. Theo Silva (2014), bằng cách sấy phun trích từ vỏ nho đen jabuticaba (Myrciaria

cauliflora). Một mối tương quan cao giữa lượng hợp chất phenolic và khả năng chống

oxy hóa đã được quan sát thấy trong tất cả các loại bột được kiểm tra. [55].

Theo tác giả Souza (2014), khi vi bao dịch trích chứa anthocyanin từ trái nho

Bordo (Vitis labrusca) sử dụng chất mang maltodextrin (DE=10) tại nhiệt độ sấy phun

130ºC170C, việc tăng tỷ lệ chất mang từ 10% lên 30% (w/w) làm giảm đáng kể khả

năng bắt gốc tự do DPPH• của bột từ trái nho Bordo (Vitis labrusca) từ khoảng

25.474.9 μmol/g đến 28.069.8 μmol/g [56].

Trong xét nghiệm DPPH•, các chất chống oxy hóa có thể làm giảm DPPH• gốc

màu tím ổn định thành diphenyl-picrylhydrazine màu vàng. Phương pháp này dựa trên

việc giảm DPPH• trong dung dịch cồn với sự có mặt của chất chống oxy hóa tặng

hydro do sự hình thành dạng DPPH-H không gốc trong phản ứng.

Nhiệt độ cao ảnh hưởng xấu đến cấu trúc của các hợp chất phenolic, gây phá vỡ

cấu trúc, dẫn đến sự hình thành các hợp chất khác nhau, do đó làm giảm hoạt động

chống oxy hóa [53]. Tuy nhiên, khả năng chống oxy hóa thấp hơn đã được tìm thấy trong đóng gói với nồng độ maltodextrin cao hơn so với đóng gói với nồng độ thấp hơn [53]. Tăng nồng độ maltodextrin mà bản thân nó không có hoạt động bắt gốc tự do, dẫn đến hoạt động bắt gốc tự do DPPH thấp hơn. Bột Amla (Emblica officinalis) chứa 5% mức maltodextrin cho thấy hoạt động bắt gốc tự do cao hơn đáng kể (cơ sở

wt khô) so với 7 và 9% maltodextrin.

Đây có thể là tác dụng pha loãng của maltodextrin khi nồng độ của nó được nâng lên. Kết quả thu được mâu thuẫn với kết quả của Tuyen et al. (2010) đã nghiên cứu bột

20

nước gấc (Momordica cochinchinensis) đã phát hiện ra rằng việc thay đổi mức độ

maltodextrin từ 10 đến 20% không có tác dụng đáng kể đối với toàn bộ hoạt động chống oxy hóa [54]. Trong việc lựa chọn vật liệu tường, maltodextrin rất hữu ích vì

cân bằng tốt giữa chi phí và hiệu quả do nó có độ nhớt thấp ở tỷ lệ rắn cao và có sẵn ở

9000

8000

7000

các trọng lượng phân tử trung bình khác nhau [48], [57].

)

6000

5000

W D g / E T g m

4000

3000

( S T B A

2000

1000

0

1:50

1:60

1:90

1:100

1:80 1:70 ACN:MD (w/w)

150°C

160°C

170°C

Hình 4.2 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên

hoạt tính bắt gốc tự do ABTS (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun

Khả năng chống oxy hóa của đài hoa bụp giấm sấy phun đã được xác định dựa

trên cơ sở khả năng bắt gốc của gốc ABTS• tự do ổn định (Hình 4.2). Phương pháp dựa trên việc theo dõi sự giảm độ hấp thu của dung dịch gốc, điều này cho thấy rằng nhiệt độ sấy phun và tỷ lệ chất mang ảnh hưởng đáng kể lên hoạt tính chống oxy hoá

của bột với các dung dịch có màu ổn định của ABTS•. Tỷ lệ chất mang càng tăng dẫn khả năng chống oxy hoá càng giảm. Khi tăng tỷ lệ chất mang từ 1:50 đến 1:100 thì khả

năng chống oxy hoá giảm từ khoảng 7545.988291.80 mg TE/g DW đến

4540.616240.78 mg TE/g DW tương ứng. Nhìn chung, ở tỷ lệ chất mang cao (1:100)

thì nhiệt độ sấy phun ảnh hưởng không đáng kể lên sự gia tăng hoạt động bắt gốc ABTS•.

21

Theo Peng (2013), đã quan sát thấy rằng tỷ lệ lõi với lớp phủ có ảnh hưởng đáng

kể (p<0.05) đến hoạt động chống oxy hóa [58]. Hoạt tính chống oxy hóa của các mẫu được đóng gói được đánh giá bằng cách đo hoạt động quét gốc của chúng bằng

phương pháp ABTS•. So với vật liệu cốt lõi, việc giảm hoạt tính chống oxy hóa của

mẫu đóng gói P1, P2 và P3 được quan sát tương ứng với 85.90 và 93%, có thể là do sự

khác biệt về nồng độ thủy phân hiệu quả. Xu hướng thay đổi hoạt động chống oxy hóa sau khi đóng gói tương tự như báo cáo trước đó đối với các thành phần hoạt tính sinh học khác [58].

Xét nghiệm ABTS• thể hiện gốc màu xanh lam/xanh lục được tạo ra từ quá trình oxy hóa ABTS• bằng kali persulfate, xét nghiệm này bị giảm khi có chất chống oxy

hóa và mức độ khử màu được xác định tại một thời điểm cố định. Thử nghiệm này để

đánh giá hoạt động bắt gốc tự do triệt để của các peptide [59]. Nhiệt độ cao ảnh hưởng

xấu đến các cấu trúc, gây vỡ cấu trúc, dẫn đến sự hình thành các hợp chất khác nhau,

do đó làm giảm hoạt động chống oxy hóa.

10000

9000

8000

4.2 ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN FRAP VÀ CUPRAC

)

7000

6000

5000

W D g / E T g m

4000

3000

( P A R F

2000

1000

0

1:50

1:60

1:90

1:100

1:70 1:80 ACN:MD (w/w)

150°C

160°C

170°C

Hình 4.3 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên

hoạt tính khử sắt FRAP (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun

22

Ảnh hưởng của tỷ lệ chất mang và nhiệt độ sấy phun lên hoạt tính chống oxy hóa

từ đài hoa bụp giấm được thể hiện trên Hình 4.3. Kết quả cho thấy rằng tỷ lệ chất mang ảnh hưởng đáng kể lên khả năng khử ion Fe3+ của hoạt tính chống oxy hóa (FRAP). Tỷ lệ chất mang tăng dẫn đến giảm hoạt tính chống oxy hóa. Khi tăng tỷ lệ

chất mang từ 1:50 đến 1:100 thì hợp chất chống oxy hóa giảm từ khoảng 7238.74‒

8826.19 mg TE/g DW đến 5104.355278.86 mg TE/g DW tương ứng. Ngoài ra, ở tỷ

lệ chất mang cao (1:100) thì nhiệt độ sấy phun ảnh hưởng không đáng kể đến hoạt tính

chống oxy hóa của mẫu.

Tonon (2008) đã phát hiện ra rằng hàm lượng anthocyanin giảm từ 86.01 xuống

79.09% khi tăng nhiệt độ từ 150 đến 190°C trong sấy phun Acai (Euterpe oleraceae Mart.) sử dụng maltodextrin làm chất vi bao. Giá trị FRAP của mẫu bột Tamarind

(Tamarindus indica L.) sấy phun nằm trong khoảng 56.81‒311.63 mg FSE (Ferrous

sulphate equivalent)/g TPP. Theo quan sát, các giá trị FRAP của TPP đang giảm khi

tăng tỷ lệ của MD40, MD50, MD60 và không theo bất kỳ xu hướng nào với WPC

(whey protein concentrate) [60], [61].

Tổng hàm lượng phenolic của bột me dao động từ 59.45 – 131.33 mg GAE/100 g.

Tuy nhiên, Soong và Barlow (2004) đã báo cáo rằng tổng hàm lượng phenol trong thịt quả me (Tamarindus indica L.) là 160 mg GAE/100 g. Vì vậy, những kết quả này cho

thấy trong quá trình sấy tổng hàm lượng phenolic đã giảm. Việc giảm này có thể là do

sự phân tán của các tác nhân chất mang [62].

Trong việc lựa chọn vật liệu tường, maltodextrin rất hữu ích vì cân bằng tốt giữa

chi phí và hiệu quả do nó có độ nhớt thấp ở tỷ lệ rắn cao và có sẵn ở các trọng lượng

phân tử trung bình khác nhau [48], [57]. Khi tăng nồng độ của maltodextrin, do tính

chất của nó không phải là chất có khả năng bắt gốc tự do cũng không có khả năng khử

ion kim loại, dẫn đến giảm hoạt tính DPPH và FRAP. Đây có thể là do tác động pha

loãng của maltodextrin khi nồng độ của nó được nâng lên [63]. Những kết quả này phù hợp với những báo cáo của [64] trong bột nước ép amla.

Tuy nhiên, Tuyen et al. (2010) nhận thấy rằng việc thay đổi mức độ maltodextrin từ 10% đến 20% không có tác dụng đáng kể đối với toàn bộ hoạt tính chống oxy hóa

của bột nước ép gấc (Momordica cochinchinensis) [54]. Nhiệt độ cao ảnh hưởng xấu đến cấu trúc của các hợp chất phenolic, gây phá vỡ cấu trúc, dẫn đến sự hình thành các

hợp chất khác nhau, do đó làm giảm hoạt tính chống oxy hóa [53]. Nhìn chung, khi

tăng nhiệt độ sấy từ 120°C đến 200°C, tổn thất đáng kể của tổng hoạt tính chống oxy

hóa đã được quan sát, từ 0.14 đến 0.08 mmol TE/g bột. Tuy nhiên, không có sự khác

23

biệt thống kê về tổng hoạt tính chống oxy hóa của các mẫu được sấy phun ở nhiệt độ

14000

12000

140°C và 160°C [54].

)

10000

8000

W D g / E T g m

(

6000

4000

C A R P U C

2000

0

1:50

1:60

1:90

1:100

1:70 1:80 ACN:MD (w/w)

150°C

160°C

170°C

Hình 4.4 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên

hoạt tính khử đồng CUPRAC (mg TE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun.

Ảnh hưởng của tỷ lệ chất mang và nhiệt độ sấy phun lên hoạt tính chống oxy hóa

từ đài hoa bụp giấm được thể hiện trên Hình 4.4. Kết quả cho thấy rằng nhiệt độ sấy

phun và tỷ lệ chất mang ảnh hưởng đáng kể lên hoạt tính chống oxy hóa (CUPRAC)

của bột sấy phun. Khi tăng tỷ lệ chất mang từ 1:50 đến 1:100 thì khả năng chống oxy hóa giảm từ khoảng 10857.93–11616.71 mg TE/g DW xuống còn 6394.50 –7156.21 mg TE/g DW tương ứng. Trong quá trình vi bao bởi quá trình sấy phun, khi tăng nhiệt

độ đầu vào dẫn đến sự giảm hiệu quả bảo vệ anthocyanin và hoạt tính chống oxy hóa (CUPRAC) khi sử dụng chất maltodextrin DE 20 [65].

Theo Murali (2015) trong quá trình vi bao bằng cách sấy phun, việc tăng nhiệt độ

không khí đầu vào từ 150 đến 225°C dẫn đến khả năng lưu trữ anthocyanin giảm ở các giá trị 1461.23 mg/100 g xuống còn 1018.07 mg/100 g. Khi tăng nhiệt độ sấy phun cao

hơn 150°C thì hàm lượng anthocyanin và hoạt tính chống oxy hóa (CUPRAC) của bột

cà rốt đen sử dụng maltodextrin DE 20 giảm. Hàm lượng anthocyanin thay đổi đáng

24

kể do nhiệt độ tăng dẫn đến ảnh hưởng đến thành phần hoạt tính sinh học. Ở nhiệt độ

không khí đầu vào 225°C, sử dụng maltodextrin DE 20 làm vật liệu chất mang thì lưu giữ hàm lượng anthocyanin thấp. Ở nhiệt độ không khí đầu vào 150°C, sử dụng

maltodextrin DE 20 làm vật liệu chất mang thì lưu giữ hàm lượng anthocyanin cao

[65].

Xét nghiệm CUPRAC dựa trên phép đo độ hấp thụ của chelate Cu (I)-neocuproine (Nc) được hình thành do phản ứng oxi hóa khử của các chất chống oxy hóa phá vỡ chuỗi với thuốc thử CUPRAC, Cu (II)-Nc, trong đó độ hấp thụ được ghi nhận ở mức

tối đa bước sóng hấp thụ ánh sáng 450nm; do đó, đây là một phương pháp dựa trên chuyển điện tử (ET). Do khả năng oxy hóa khử thấp hơn của thuốc thử CUPRAC, làm

giảm đường và acid citric - không phải là chất chống oxy hóa thực sự nhưng chất nền

có thể oxy hóa trong các xét nghiệm tương tự khác không bị oxy hóa bằng thuốc thử

CUPRAC.

25

Chương 5. KẾT LUẬN VÀ KHUYẾN NGHỊ

5.1 KẾT LUẬN

Trong nghiên cứu này, ảnh hưởng của điều kiện sấy phun bao gồm: nhiệt độ đầu

vào của quá trình sấy phun và tỷ lệ chất mang lên hoạt tính chống oxy hóa của bột sấy

phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.). Nhiệt độ đầu vào được khảo sát ở 3 mức nhiệt:

150C, 160C và 170C và tỷ lệ giữa anthocyanin và chất mang maltodextrin được

khảo sát là 1:50, 1:60, 1:70, 1:80, 1:90, 1:100 (w/w).

Hoạt tính chống oxy hóa được xác định lên khả năng bắt gốc tự do (DPPH•ABTS•), khả năng khử ion Fe3+ (FRAP) và khả năng khử ion cupric (CUPRAC) từ bột bụp giấm. Bốn phương pháp này được sử dụng để xác định hoạt

tính chống oxy hóa trong quá trình sấy phun bột bụp giấm.

Kết quả nghiên cứu cho thấy hoạt tính chống oxy hóa giảm đáng kể khi tăng tỉ lệ

anthocyanin:maltodextrin (w/w) được khảo sát 1:50, 1:60, 1:70, 1:80, 1:90, 1:100

(w/w) tại cùng 1 mức tỉ lệ chất mang. Việc sử dụng tỷ lệ chất mang khác nhau thì hoạt

tính chống oxy hóa giảm khi tăng nhiệt độ sấy phun trong khoảng 150‒170°C. Tuy

nhiên, ở những mức tỉ lệ chất mang cao (1:90 và 1:100), việc tăng nhiệt độ ảnh hưởng

xấu đến cấu trúc của các hợp chất phenolic, gây phá vỡ cấu trúc, dẫn đến sự hình thành

các hợp chất khác nhau, do đó làm giảm hoạt động chống oxy hóa.

Kết quả cho thấy tỷ lệ chất mang cao góp phần bảo vệ hợp chất anthocyanin bên

trong mạng lưới chất mang tốt hơn. Mẫu bột sấy phun bụp giấm sử dụng chất mang

với hàm lượng lớn hạn chế ảnh hưởng bất lợi của nhiệt độ sấy phun lên tính ổn định

của anthocyanin.

5.2 KHUYẾN NGHỊ

Trong quá trình nghiên cứu, do thời gian thí nghiệm và điều kiện trang thiết bị còn hạn chế nên nghiên cứu vẫn còn nhiều khía cạnh và những khảo sát chưa thực hiện được. Những vấn đề cần được nghiên cứu kỹ hơn trong những nghiên cứu tiếp theo bao gồm:

- Ảnh hưởng của điều kiện sấy phun lên nhiều tỷ lệ chất mang khác nhau, các mức nhiệt độ khác nhau và sự phối hợp với nhau như: gum Arabic, xanthan gum, konjac, whey protein;

26

- Sử dụng những phương pháp vi bao khác như: sấy thăng hoa, tạo gel ion,

coacervation;

- Khảo sát trên nhiều nguyên liệu khác nhau như: quả lựu, hoa đậu biếc, dâu tằm;

27

TÀI LIỆU THAM KHẢO

[1] P.-J. Tsai, J. McIntosh, P. Pearce, B. Camden, and B. R. Jordan, “Anthocyanin and antioxidant capacity in Roselle (Hibiscus sabdariffa L.) extract,” Food Res. Int., vol. 35, no. 4, pp. 351–356, 2002.

[2] M. Rein, “Copigmentation reactions and color stability of berry anthocyanins,” 2005.

[3]

J. R. Frank, The CanMEDS 2005 physician competency framework: better standards, better physicians, better care. Royal College of Physicians and Surgeons of Canada, 2005.

[4] C. Thies, “Microencapsulation: methods and industrial applications,” Benita (ed.), 1996.

[5] S. K. F. Gibbs Inteaz Alli, Catherine N. Mulligan, Bernard, “Encapsulation in the food industry: a review,” Int. J. Food Sci. Nutr., vol. 50, no. 3, pp. 213–224, 1999.

[6] A. G. Gaonkar, N. Vasisht, A. R. Khare, and R. Sobel, Microencapsulation in the Food Industry A Practical Implementation Guide, vol. 53. 2014.

[7] technologies,” in J. Oxley, “Overview of microencapsulation process Microencapsulation in the food industry, Elsevier, 2014, pp. 35–46.

[8] A. S. Mujumdar, Handbook of industrial drying. CRC press, 2014.

[9] J. B. Harborne and R. J. Grayer, “The anthocyanins,” in The flavonoids, Springer, 1988, pp. 1–20.

[10] R. Brouillard, O. Dangles, M. Jay, J. P. Biolley, and N. Chirol, “Polyphenols and pigmentation in plants,” 1993.

[11] F. J. Francis and P. C. Markakis, “Food colorants: anthocyanins,” Crit. Rev.

Food Sci. Nutr., vol. 28, no. 4, pp. 273–314, 1989.

[12] R. L. Jackman and J. L. Smith, “Anthocyanins and betalains,” in Natural food colorants, Springer, 1996, pp. 244–309.

[13] R. E. Wrolstad, “Anthocyanin pigments—Bioactivity and coloring properties,” J. Food Sci., vol. 69, no. 5, pp. C419–C425, 2004.

[14] J. B. Harborne, “The Flavonoids: Recent Advances.,” Plant Pigment., pp. 299– 343, 1988.

[15] P. Bridle and C. F. Timberlake, “Anthocyanins as natural food colours— selected aspects,” Food Chem., vol. 58, no. 1–2, pp. 103–109, 1997.

[16] J.-M. Kong, L.-S. Chia, N.-K. Goh, T.-F. Chia, and R. Brouillard, “Analysis and biological activities of anthocyanins,” Phytochemistry, vol. 64, no. 5, pp. 923– 933, 2003.

[17] J. He and M. M. Giusti, “High-purity isolation of anthocyanins mixtures from

28

fruits and vegetables–A novel solid-phase extraction method using mixed mode cation-exchange chromatography,” J. Chromatogr. A, vol. 1218, no. 44, pp. 7914–7922, 2011.

[18] A. Heins, H. Stockmann, and K. Schwarz, “Antioxidants-Designing" Anthocyanin-Tailored" Food Composition,” Spec. Publ. R. Soc. Chem., vol. 269, pp. 378–381, 2001.

[19] D. Ghosh and T. Konishi, “Anthocyanins and anthocyanin-rich extracts: role in diabetes and eye function,” Asia Pac. J. Clin. Nutr., vol. 16, no. 2, pp. 200–208, 2007.

[20] I. A. Ross, “Hibiscus sabdariffa,” in Medicinal plants of the world, Springer, 2003, pp. 267–275.

[21] I. G. Bako, M. A. Mabrouk, and A. Abubakar, “Antioxidant effect of ethanolic seed extract of hibiscus sabdariffa linn (Malvaceae) alleviate the toxicity induced by chronic administration of sodium nitrate on some haematological parameters in wistars rats,” Adv. J. Food Sci. Technol., vol. 1, no. 1, pp. 39–42, 2009.

[22] M. K. Bolade, I. B. Oluwalana, and O. Ojo, “Commercial practice of roselle (Hibiscus sabdariffa L.) beverage production: Optimization of hot water extraction and sweetness level,” World J. Agric. Sci., vol. 5, no. 1, pp. 126–131, 2009.

[23] S. Kochhar, V. K. Kochhar, and P. V Sane, “Isolation, chacterization and regulation of isoenzymes of aspartate kinase differentially sensitive to calmodulin from spinach leaves,” Biochim. Biophys. Acta (BBA)-General Subj., vol. 880, no. 2–3, pp. 220–225, 1986.

[24] K. Clegg and A. D. Morton, “The phenolic compounds of blackcurrant juice and their protective effect on ascorbic acid,” Int. J. Food Sci. Technol., vol. 3, no. 3, pp. 277–284, 1968.

[25] J. F. Morton, Fruits of warm climates. JF Morton, 1987.

[26] H. D. Neuwinger, African traditional medicine: a dictionary of plant use and applications. With supplement: search system for diseases. Medpharm, 2000.

[27] H. Eggensperger and M. Wilker, “Hibiscus extract-a complex of active substances tolerated by the skin: Part 1,” Parfum. UND Kosmet., vol. 77, pp. 540–543, 1996.

[28] N. Mahadevan and P. Kamboj, “Hibiscus sabdariffa Linn.–an overview,” 2009.

[29] P.-D. Duh and G.-C. Yen, “Antioxidative activity of three herbal water extracts,” Food Chem., vol. 60, no. 4, pp. 639–645, 1997.

[30] W. A. Luvonga, M. S. Njoroge, A. Makokha, and P. W. Ngunjiri, “Chemical characterisation of Hibiscus sabdariffa (Roselle) calyces and evaluation of its functional potential in the food industry,” in JKUAT ANNUAL SCIENTIFIC CONFERENCE PROCEEDINGS, 2010, pp. 631–638.

[31] I. Jabeur et al., “Hibiscus sabdariffa L. as a source of nutrients, bioactive

29

compounds and colouring agents,” Food Res. Int., vol. 100, pp. 717–723, 2017.

[32] A. Sinela, N. Rawat, C. Mertz, N. Achir, H. Fulcrand, and M. Dornier, “Anthocyanins degradation during storage of Hibiscus sabdariffa extract and evolution of its degradation products,” Food Chem., vol. 214, pp. 234–241, 2017.

[33] B. H. Ali, N. Al Wabel, and G. Blunden, “Phytochemical, Pharmacological and Toxicological Aspects of Hibiscus sabdariffa L .: A Review,” Phyther. Res. An Int. J. Devoted to Pharmacol. Toxicol. Eval. Nat. Prod. Deriv., vol. 19, no. 5, pp. 369–375, 2005.

[34] V. Hirunpanich et al., “Hypocholesterolemic and antioxidant effects of aqueous extracts from the dried calyx of Hibiscus sabdariffa L. in hypercholesterolemic rats,” J. Ethnopharmacol., vol. 103, no. 2, pp. 252–260, 2006.

[35] Z. Idham, I. I. Muhamad, S. H. MOHD SETAPAR, and M. R. Sarmidi, “Effect of thermal processes on roselle anthocyanins encapsulated in different polymer matrices,” J. Food Process. Preserv., vol. 36, no. 2, pp. 176–184, 2012.

[36] K. Mishra, H. Ojha, and N. K. Chaudhury, “Estimation of antiradical properties of antioxidants using DPPH assay: A critical review and results,” Food Chem., vol. 130, no. 4, pp. 1036–1043, 2012.

[37] M. B. Arnao, A. Cano, and M. Acosta, “The hydrophilic and lipophilic contribution to total antioxidant activity,” Food Chem., vol. 73, no. 2, pp. 239– 244, 2001.

[38] I. F. F. Benzie and J. J. Strain, “The ferric reducing ability of plasma (FRAP) as a measure of ‘antioxidant power’: the FRAP assay,” Anal. Biochem., vol. 239, no. 1, pp. 70–76, 1996.

[39] R. Apak, K. Güçlü, M. Özyürek, S. Esin Karademir, and E. Erçağ, “The cupric ion reducing antioxidant capacity and polyphenolic content of some herbal teas,” Int. J. Food Sci. Nutr., vol. 57, no. 5–6, pp. 292–304, 2006.

[40] V. M. Moo-Huchin et al., “Determination of some physicochemical characteristics, bioactive compounds and antioxidant activity of tropical fruits from Yucatan, Mexico,” Food Chem., vol. 152, pp. 508–515, 2014.

[41] D. P. Forero, C. E. Orrego, D. G. Peterson, and C. Osorio, “Chemical and sensory comparison of fresh and dried lulo (Solanum quitoense Lam.) fruit aroma,” Food Chem., vol. 169, pp. 85–91, 2015.

[42] A. Gharsallaoui, G. Roudaut, O. Chambin, A. Voilley, and R. Saurel, “Applications of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: An overview,” Food Res. Int., vol. 40, no. 9, pp. 1107–1121, 2007.

[43] A. M. Goula and K. G. Adamopoulos, “A method for pomegranate seed application in food industries: seed oil encapsulation,” Food Bioprod. Process., vol. 90, no. 4, pp. 639–652, 2012.

[44] C. C. Ferrari, S. P. M. Germer, and J. M. de Aguirre, “Effects of spray-drying conditions on the physicochemical properties of blackberry powder,” Dry. Technol., vol. 30, no. 2, pp. 154–163, 2012.

30

[45] S. M. Lee, A. R. Cho, S. Yoo, and Y. Kim, “Effects of maltodextrins with different dextrose‐equivalent values,” Flavour Fragr. J., vol. 33, no. 2, pp. 153– 159, 2018.

[46] I. S. Chronakis, “On the molecular characteristics, compositional properties, and structural-functional mechanisms of maltodextrins: a review,” Crit. Rev. Food Sci. Nutr., vol. 38, no. 7, pp. 599–637, 1998.

[47] S. M. van Ruth and C. King, “Effect of starch and amylopectin concentrations on volatile flavour release from aqueous model food systems,” Flavour Fragr. J., vol. 18, no. 5, pp. 407–416, 2003.

[48] M. Apintanapong and A. Noomhorm, “The use of spray drying

to microencapsulate 2‐acetyl‐1‐pyrroline, a major flavour component of aromatic rice,” Int. J. food Sci. Technol., vol. 38, no. 2, pp. 95–102, 2003.

[49] B. R. Bhandari, N. Datta, and T. Howes, “Problems associated with spray drying of sugar-rich foods,” Dry. Technol., vol. 15, no. 2, pp. 671–684, 1997.

[50] J. Finney, R. Buffo, and G. A. Reineccius, “Effects of type of atomization and processing temperatures on the physical properties and stability of spray‐dried flavors,” J. Food Sci., vol. 67, no. 3, pp. 1108–1114, 2002.

[51] S. Krishnan, R. Bhosale, and R. S. Singhal, “Microencapsulation of cardamom oleoresin: Evaluation of blends of gum arabic, maltodextrin and a modified starch as wall materials,” Carbohydr. Polym., vol. 61, no. 1, pp. 95–102, 2005.

[52] Y. Suhag and V. Nanda, “Optimization for spray drying process parameters of nutritionally rich honey powder using response surface methodology,” Cogent Food Agric., vol. 2, no. 1, p. 1176631, 2016.

[53] A. Mishra, A. K. Sharma, S. Kumar, A. K. Saxena, and A. K. Pandey, “Bauhinia variegata leaf extracts exhibit considerable antibacterial, antioxidant, and anticancer activities,” Biomed Res. Int., vol. 2013, 2013.

[54] C. K. Tuyen, M. H. Nguyen, and P. D. Roach, “Effects of spray drying conditions on the physicochemical and antioxidant properties of the Gac (Momordica cochinchinensis) fruit aril powder,” J. Food Eng., vol. 98, no. 3, pp. 385–392, 2010.

[55] M. C. Silva et al., “Use of the jabuticaba (Myrciaria cauliflora) depulping residue to produce a natural pigment powder with functional properties,” LWT- Food Sci. Technol., vol. 55, no. 1, pp. 203–209, 2014.

[56] V. B. de Souza et al., “Functional properties and stability of spray-dried pigments from Bordo grape (Vitis labrusca) winemaking pomace,” Food Chem., vol. 164, pp. 380–386, 2014.

[57] A. Madene, M. Jacquot, J. Scher, and S. Desobry, “Flavour encapsulation and controlled release–a review,” Int. J. food Sci. Technol., vol. 41, no. 1, pp. 1–21, 2006.

[58] Z. Peng, J. Li, Y. Guan, and G. Zhao, “Effect of carriers on physicochemical properties, antioxidant activities and biological components of spray-dried

31

purple sweet potato flours,” LWT-Food Sci. Technol., vol. 51, no. 1, pp. 348– 355, 2013.

[59] A. Alemán, B. Giménez, E. Pérez-Santin, M. C. Gómez-Guillén, and P. Montero, “Contribution of Leu and Hyp residues to antioxidant and ACE-inhibitory activities of peptide sequences isolated from squid gelatin hydrolysate,” Food Chem., vol. 125, no. 2, pp. 334–341, 2011.

[60] S. N. Bhusari and P. Kumar, “Antioxidant Activities of Spray Dried Tamarind Pulp Powder as Affected by Carrier Type and their Addition Rate,” no. March 2015, 2014.

[61] R. V Tonon, C. Brabet, and M. D. Hubinger, “Influence of process conditions on the physicochemical properties of açai (Euterpe oleraceae Mart.) powder produced by spray drying,” J. Food Eng., vol. 88, no. 3, pp. 411–418, 2008.

[62] Y.-Y. Soong and P. J. Barlow, “Antioxidant activity and phenolic content of selected fruit seeds,” Food Chem., vol. 88, no. 3, pp. 411–417, 2004.

[63] G. Lorenzoni et al., “Microencapsulation of freeze concentrated Ilex paraguariensis extract by spray drying,” J. Food Eng., vol. 151, pp. 60–68, 2015.

[64] P. Mishra, S. Mishra, and C. L. Mahanta, “Effect of maltodextrin concentration and inlet temperature during spray drying on physicochemical and antioxidant properties of amla (Emblica officinalis) juice powder,” Food Bioprod. Process., vol. 92, no. 3, pp. 252–258, 2014.

[65] S. Murali, A. Kar, D. Mohapatra, and P. Kalia, “Encapsulation of black carrot juice using spray and freeze drying,” Food Sci. Technol. Int., vol. 21, no. 8, pp. 604–612, 2015.

32

PHỤ LỤC – KẾT QUẢ XỬ LÝ ANOVA

1. DPPH

ANOVA

DPPH

Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

Between Groups

30614455.611

17

163.181

.000

Within Groups

893909.189

1800850.330 11035.916

Total

31508364.799

81 98

DPPH

Tukey HSDa,b

Subset for alpha = 0.05

Condition N

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

170100

17090

2707.6 2772.2 2772.2

160100

16090

150100

17080

3001.9 3001.9 3004.3 3004.3 3016.7 3228.6 3228.6

15090

3425.2 3425.2

16080

3507.4 3507.4

15080

15070

3668.9 3668.9 3726.9 3726.9

16070

17070

15060

16060

3757.1 3757.1 3873.6 3873.6 3873.6 3986.0 3986.0 4016.1

17060

4375.3

15050

4378.1

16050

4384.0

1 3 2418.0 3 6 6 6 3 6 6 6 6 6 6 6 6 6 6 6 6

17050

1.000 1.000

.059

.074

.224

.998

.099

.171

.068

.763

1.000

Sig.

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 5.143.

b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not

guaranteed.

33

2. ABTS

ANOVA

ABTS

Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

Between Groups

96665808.062

17

338.604

.000

Within Groups

1158726.784

5686224.004 16793.142

Total

97824534.846

69 86

ABTS

Tukey HSDa,b

Subset for alpha = 0.05

Condition N

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

160100

170100

16090

17090

17080

5147.5 5216.6 5216.6 5516.7 5531.4

16080

16070

17070

6049.0 6099.0 6240.7 6240.7

150100

16060

6505.5 6505.5 6561.8

15090

17060

15080

6909.3 6983.2 7196.1 7196.1

15070

15060

7505.3 7505.3 7545.9

16050

7947.6

17050

8291.8

1 6 4540.6 6 4827.3 6 6 6 6 6 6 3 6 3 6 3 3 3 3 6 3

15050

.131 1.000

.058

.762

.228

1.000

.131

.069

1.000

1.000

1.000

Sig.

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 4.320.

b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not

guaranteed.

34

3. FRAP

ANOVA

FRAP

Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

Between Groups

79999624.333

17

323.512

.000

Within Groups

960047.569

4705860.255 14546.175

Total

80959671.903

66 83

FRAP

Tukey HSDa,b

Condition N

Subset for alpha = 0.05

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

150100

6 5104.3

170100

3 5106.4

160100

6 5278.8 5278.8

5428.8 5428.8

16090

3

5538.5 5538.5

17090

3

5586.9

15090

6

5963.9

17080

3

6342.4

15080

6

6620.7 6620.7

16080

6

6720.8 6720.8

17070

3

6971.3 6971.3

15070

6

6993.5 6993.5

16070

6

6998.7 6998.7

17060

3

7238.7 7238.7

17050

3

7351.1

16060

6

7489.9 7489.9

15060

6

7759.1

16050

6

8826.1

15050

3

.815

.185

.905

1.000

.111

.999

.112

.151

.230

.143

1.000

Sig.

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 4.154.

b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not

guaranteed.

35

4. CUPRAC

ANOVA

CUPRAC

Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

Between Groups

196071077.674

17

156.001

.000

Within Groups

4879572.019

11533592.804 73932.909

Total

200950649.693

66 83

CUPRAC

Tukey HSDa,b

Subset for alpha = 0.05

Condition N

2

3

4

5

6

7

8

9

170100

6

1 6394.5 6912.4

160100

3

6967.6

17090

6912.4 6967.6 7156.2

150100

16090

15090

17080

7959.0 7960.5 7962.1 8423.6

16080

17070

8423.6 8739.9 8930.9

15080

9048.2

16070

8930.9 9048.2 9521.7

15070

17060

9521.7 10076.6 10124.7

15060

10124.7 10800.1

16060

10800.1 10857.9

17050

11610.1

15050

11616.7

16050

6 6 3 6 6 3 6 6 3 6 6 3 3 6 3 3

.213

.998

.566

.115

.174

.150

.057

1.000

1.000

Sig.

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 4.154.

b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not

guaranteed.

36