Luận văn tốt nghiệp Công nghệ thực phẩm: Ảnh hưởng của điều kiện sấy phun lên hàm lượng phenolic và flavonoid của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.)

TRƯỜNG ĐẠI HỌC NGUYỄN TẤT THÀNH

KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM VÀ MÔI TRƯỜNG

LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP

Tên đề tài:

ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN HÀM

LƯỢNG PHENOLIC VÀ FLAVONOID CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS SABDARIFFA L.)

Sinh viên thực hiện : Phan Phú Thắng

Chuyên ngành : Công nghệ thực phẩm

Tp.HCM, tháng 10 năm 2019

TRƯỜNG ĐẠI HỌC NGUYỄN TẤT THÀNH

KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM VÀ MÔI TRƯỜNG



LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP

Tên đề tài:

ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN HÀM LƯỢNG PHENOLIC VÀ FLAVONOID CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS SABDARIFFA L.)

Sinh viên thực hiện : Phan Phú Thắng

Mã số sinh viên : 1511539695

Lớp : 15DTP1A

Chuyên ngành : Công nghệ thực phẩm

Giáo viên hướng dẫn : ThS. Đặng Thanh Thủy

Tp.HCM, tháng 10 năm 2019

TRƯỜNG ĐH NGUYỄN TẤT THÀNH

CỘNG HÒA XÃ HỘI CHỦ NGHĨA VIỆT NAM

KHOA KỸ THUẬT THỰC PHẨM & MÔI TRƯỜNG

Độc lập - Tự do - Hạnh phúc

Tp. Hồ Chí Minh, ngày 06 tháng 10 năm 2019

NHIỆM VỤ LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP

Họ và tên sinh viên: Phan Phú Thắng Mã số sinh viên: 1511539695

Chuyên ngành: Công nghệ thực phẩm Lớp: 15DTP1A

1. Tên đề tài:

ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN HÀM LƯỢNG

PHENOLIC VÀ FLAVONOID CỦA BỘT SẤY PHUN BỤP GIẤM (HIBISCUS

SABDARIFFA L.)

2. Nhiệm vụ luận văn

- Khảo sát ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun và tỷ lệ chất mang lên hàm lượng

phenolic tổng của bột sấy phun bụp giấm;

- Khảo sát ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun và tỷ lệ chất mang lên hàm lượng

flavonoid tổng của bột sấy phun bụp giấm.

3. Ngày giao nhiệm vụ luận văn: 15/6/2019

4. Ngày hoàn thành nhiệm vụ luận văn: 15/9/2019

5. Người hướng dẫn:

Họ và tên Học hàm, học vị Đơn vị Phần hướng dẫn

Đặng Thanh Thủy ....... Thạc sĩ ............................ BM CNTP ....................... 100%

Nội dung và yêu cầu của luận văn đã được thông qua bộ môn.

Trưởng Bộ môn Người hướng dẫn

(Ký và ghi rõ họ tên) (Ký và ghi rõ họ tên)

ThS. Nguyễn Thị Vân Linh ThS. Đặng Thanh Thủy

LỜI CẢM ƠN

Để hoàn thành được luận văn tốt nghiệp, tôi xin cảm ơn giáo viên hướng dẫn của tôi, cô Đặng Thanh Thủy về những hướng dẫn và lời khuyên có giá trị. Tôi cảm thấy

có động lực hơn trong suốt ba tháng làm thí nghiệm. Cô đã truyền cảm hứng cho tôi

rất nhiều để hoàn thành dự án này. Tôi cũng xin chân thành cảm ơn các thầy cô trong Khoa Kỹ thuật Thực phẩm và Môi trường đã cung cấp cho tôi những thông tin, hướng

đi và nền tảng kiến thức cần thiết cho tôi đạt được những mục đích học tập của mình.

Tôi muốn cảm ơn các anh chị trong phòng thí nghiệm đã giúp đỡ tôi trong khoảng

thời gian qua. Nếu không có sự hiểu biết của anh chị về các thiết bị thì việc hoàn thành dự án của tôi sẽ rất khó khăn. Bên cạnh đó tôi dành một sự cảm ơn chân thành đến

người thân gia đình, bạn bè luôn bên cạnh động viên và giúp đỡ tôi.

Tôi xin kính chúc Quý thầy cô Khoa Kỹ thuật Thực phẩm và Môi trường và cô

Đặng Thanh Thủy dồi dào sức khỏe, niềm tin để tiếp tục sứ mệnh trồng người cao đẹp

của mình là truyền đạt kiến thức cho thế hệ mai sau.

iv

LỜI CAM ĐOAN

Tôi xin cam đoan kết quả của đề tài “Ảnh hưởng của điều kiện sấy phun lên hàm lượng phenolic và flavonoid của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.)” là

công trình nghiên cứu của cá nhân tôi đã thực hiện dưới sự hướng dẫn của ThS. Đặng

Thanh Thủy. Các số liệu và kết quả được trình bày trong luận văn là hoàn toàn trung thực, không sao chép của bất cứ ai, và chưa từng được công bố trong bất kỳ công trình

khoa học của nhóm nghiên cứu nào khác cho đến thời điểm hiện tại.

Nếu không đúng như đã nêu trên, tôi xin hoàn toàn chịu trách nhiệm về đề tài của

mình và chấp nhận những hình thức xử lý theo đúng quy định.

Tp.HCM, ngày 06 tháng 10 năm 2019

Tác giả luận văn

(Ký và ghi rõ họ tên)

Phan Phú Thắng

v

TÓM TẮT LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP

Trong nghiên cứu này ảnh hưởng của điều kiện sấy phun bao gồm nhiệt độ sấy phun (°C) và tỉ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên hàm lượng phenolic và

flavonoid của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.). Nhiệt độ sấy phun được

khảo sát trong khoảng 150°C, 160°C và 170°C vả tỉ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) được khảo sát ở những mức 1:50, 1:60, 1:70, 1:80, 1:90, 1:100.

Kết quả nghiên cứu cho thấy tổng hàm lượng phenolic và flavonoid có trong bột

hoa bụp giấm sấy phun bị ảnh hưởng đáng kể bởi nhiệt độ sấy phun và tỉ lệ chất mang.

Nhìn chung, khi thay đổi nhiệt đầu vào trong khoảng 150–170°C thì hàm lượng flavonoid giảm đáng kể từ 4615.03–4507.13 (mg GAE/g DW) đến 3134.26–2883.42

(mg GAE/g DW) nhưng hàm lượng phenolic lại có xu hướng tăng từ 3874.02–4186.18

(mg GAE/g DW) đến 2768.65–3143.85 (mg GAE/g DW).

Tuy nhiên, khi xem xét ảnh hưởng của tỉ lệ chất mang từ 1:50 đến 1:100, thông số

này cho thấy tổng hàm lượng phenolic và flavonoid có trong bột bụp giấm sấy phun bị

giảm đáng kể 4186.18–3874.02(mg GAE/g DW) đến 3143.85–2768.65 (mg GAE/g

DW) và 4615.034291.71 (mg GAE/g DW) đến 3134.262883.42 (mg GAE/g DW)

tương ứng.

vi

MỤC LỤC

NHIỆM VỤ LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP ........................................................... iii

LỜI CẢM ƠN ........................................................................................................ iv

LỜI CAM ĐOAN ....................................................................................................v

TÓM TẮT LUẬN VĂN TỐT NGHIỆP ............................................................. vi

MỤC LỤC ............................................................................................................. vii

DANH MỤC HÌNH ............................................................................................... ix

DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT .................................................................................x

Chương 1. MỞ ĐẦU .........................................................................................1

1.1 TÍNH CẤP THIẾT VÀ LÝ DO CHỌN ĐỀ TÀI .......................................1

1.2 MỤC TIÊU NGHIÊN CỨU .........................................................................1

1.2.1 Mục tiêu tổng quát ...................................................................................1

1.2.2 Mục tiêu cụ thể.........................................................................................1

1.3 NỘI DUNG NGHIÊN CỨU .........................................................................2

Chương 2. TỔNG QUAN.................................................................................3

2.1 QUÁ TRÌNH VI BAO ..................................................................................3

2.1.1 Định nghĩa ................................................................................................3

2.1.2 Ưu điểm của vi bao ..................................................................................3

2.1.3 Cấu trúc hạt vi bao ...................................................................................4

2.1.4 Vật liệu vi bao ..........................................................................................5

2.1.5 Phương pháp sấy phun .............................................................................5

2.2 POLYPHENOL .............................................................................................6

2.2.1 Định nghĩa ................................................................................................6

2.2.2 Cấu tạo .....................................................................................................7

2.3 FLAVONOID ................................................................................................8

2.3.1 Giới thiệu .................................................................................................8

2.3.2 Cấu tạo .....................................................................................................9

vii

2.4 NGUYÊN LIỆU HOA BỤP GIẤM .............................................................9

2.4.1 Giới thiệu .................................................................................................9

2.4.2 Lợi ích của hoa bụp giấm .......................................................................10

Chương 3. NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU ..........12

3.1 NGUYÊN LIỆU BỤP GIẤM .....................................................................12

3.2 DỤNG CỤ – THIẾT BỊ – HÓA CHẤT ....................................................12

3.2.1 Dụng cụ - thiết bị ...................................................................................12

3.2.2 Hóa chất .................................................................................................14

3.3 THỜI GIAN VÀ ĐỊA ĐIỂM NGHIÊN CỨU ..........................................14

3.3.1 Thời gian nghiên cứu .............................................................................14

3.3.2 Địa điểm nghiên cứu ..............................................................................14

3.4 PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU ..............................................................14

3.4.1 Quy trình trích ly đài hoa bụp giấm .......................................................14

3.4.2 Quy trình sấy phun dịch trích anthocyanin từ đài hoa bụp giấm ...........14

3.5 PHƯƠNG PHÁP PHÂN TÍCH .................................................................15

3.5.1 Xác định hàm lượng phenolic tổng (TPC) .............................................15

3.5.2 Xác định hàm lượng flavonoid tổng (TFC) ...........................................15

3.6 PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ SỐ LIỆU ..........................................................15

Chương 4. KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN ........................................................16

4.1 ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN TPC ......................16

4.2 ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN TFC ......................18

Chương 5. KẾT LUẬN VÀ KHUYẾN NGHỊ .............................................20

5.1 KẾT LUẬN ..................................................................................................20

5.2 KHUYẾN NGHỊ .........................................................................................20

TÀI LIỆU THAM KHẢO ....................................................................................21

viii

DANH MỤC HÌNH

Hình 2.1 Cấu trúc của vi nang và vi cầu [7]. ...................................................................4

Hình 2.2 Mô tả hệ thống sấy phun điển hình [6]. ............................................................6

Hình 2.4 Cấu trúc polyphenol [18] ..................................................................................8

Hình 2.5 Cấu trúc chung của flavonoid [13] ...................................................................9

Hình 3.1 Nguyên liệu hoa bụp giấm khô (Công ty Việt Hibiscus) ...............................12

Hình 3.2 Máy quang phổ UV-1800 (Shimadzu Schweiz GmbH) .................................13

Hình 3.3 Máy ly tâm 80-2 (Wincom Company Ltd.) ....................................................13

Hình 3.4 Máy đo màu CR-400 (Minolta Sensing Europe B.V.) ...................................13

Hình 3.5 Cân phân tích PA (OHAUS Instruments Co.,Ltd.) ........................................13

Hình 3.6 Máy cô quay chân không HS-2005V (JJS Technical Services) .....................13

Hình 3.7 Tủ sấy UN55 (Memmert GmbH + Co.KG) ...................................................13

Hình 4.1 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin

(w/w) lên hàm lượng phenolic tổng (mg GAE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun ...............................................................................................................................16

Hình 4.2 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin

(w/w) lên hàm lượng flavonoid tổng (mg CE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun ...............................................................................................................................18

ix

DANH MỤC TỪ VIẾT TẮT

Từ viết tắt

Thuật ngữ tiếng Anh

Thuật ngữ tiếng Việt

On a dry weight

Theo chất khô

DW

Anthocyanin

Anthocyanin

ACN

Total phenolic content

Hàm lượng phenolic tổng

TPC

Gallic acid equivalent

Đương lượng acid gallic

GAE

Total flavonoid equivalent

Hàm lượng flavonoid tổng

TFC

Catechin equivalent

Đương lượng catechin

CE

Maltodextrin

Maltodextrin

MD

Dextrose equivalent

Đương lượng dextrose

DE

Rounds per minute

Vòng/phút

rpm

x

Chương 1. MỞ ĐẦU

1.1 TÍNH CẤP THIẾT VÀ LÝ DO CHỌN ĐỀ TÀI

Hiện nay vấn đề an toàn thực phẩm, bảo vệ sức khỏe người tiêu dùng ngày càng

được quan tâm đến về việc sử dụng các chất màu tự nhiên hơn là các chất màu tổng

hợp trong thực phẩm. Rất nhiều các loại dịch được trính ly từ các loại rau, củ, quả có màu sắc được tạo ra bởi các anthocyanin sử dụng cho chất màu thực phẩm.

Anthocyanin là chất màu tự nhiên được sử dụng khá an toàn trong thực phẩm, có khả

năng tan trong nước. Các anthocyanin có nhiều các hoạt tính sinh học có lợi cho sức

khỏe con người như: khả năng chống oxy hóa, các bệnh về tim mạch, hen suyễn [1].

Anthocyanin thuộc nhóm flavonoid, có màu đỏ, đỏ tía, tím và xanh đậm có nhiều

trong các loại rau, hoa, quả, củ [2]. Các loại thực vật chứa nhiều anthocyanin như: bắp

cải tím, bụp giấm, dâu tằm, dâu tây. Anthocyanin tích tụ chủ yếu ở trong tế bào biểu bì

và hạ biểu bì thực vật, tập trung trong không bào hoặc các túi gọi là anthocyanoplast.

Nhìn chung, hàm lượng anthocyanin trong phần lớn rau quả dao động từ 0.1–1.11%

trong tổng hàm lượng chất khô. Trong các loài thực vật, hoa bụp giấm chứa nhiều các

anthocyanin có khả năng chống oxy hóa. Anthocyanin là phân nhóm của flavonoid và

cũng là các sắc tố tự nhiên có trong hoa của bụp giấm. Màu của anthocyanin thay đổi

theo pH. Các anthocyanin chính trong hoa bụp giấm là delphinidin-3-glucoside và

cyanidin-3-glucoside [3]. Tuy nhiên, anthocyanin thường không bền và dễ dàng bị suy

thoái [2]. Vì vậy, mục tiêu nghiên cứu này là khảo sát ảnh hưởng của điều kiện sấy

phun bao gồm nhiệt độ sấy phun (°C) và tỉ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên hàm

lượng phenolic và flavonoid của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.).

1.2 MỤC TIÊU NGHIÊN CỨU

1.2.1 Mục tiêu tổng quát

Tạo ra nguồn chất màu tự nhiên, đa dạng nguồn chất màu giúp giảm thiểu việc lạm

dụng phẩm màu công nghiệp trong thực phẩm.

1.2.2 Mục tiêu cụ thể

Hoàn thiện quy trình sấy phun đài hoa bụp giấm.

Khảo sát ảnh hưởng của điều kiện sấy phun bao gồm nhiệt độ sấy phun và tỉ lệ anthocyanin:maltodextrin lên hàm lượng phenolic và flavonoid của bột sấy phun bụp giấm.

1

1.3 NỘI DUNG NGHIÊN CỨU

Khảo sát ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun trong khoảng 150°C, 160°C và 170°C

lên hàm lượng phenolic và flavonoid.

Khảo sát ảnh hưởng của tỉ lệ chất mang ở các mức 1:50, 1:60, 1:70, 1:80, 1:90,

1:100 lên hàm lượng phenolic và flavonoid.

2

Chương 2. TỔNG QUAN

2.1 QUÁ TRÌNH VI BAO

2.1.1 Định nghĩa

Vi bao là quá trình trong đó các thành phần thực phẩm khác nhau có thể được lưu

trữ trong một vỏ hoặc lớp phủ bảo vệ và sau đó giải phóng. Cụ thể hơn, vi bao là quá trình bao bọc các hạt nhỏ, chất lỏng hoặc chất khí trong một lớp phủ hoặc trong ma

trận. Theo truyền thống, vi bao không sử dụng viên nang có chiều dài lớn hơn 3 mm.

Các vi bao nằm trong phạm vi từ 100–1000 nm được phân loại là các vi bao. Các

thành phần nằm trong khoảng từ 1–100 nm được phân loại là nanocapsules hoặc nanoencapsulation [4].

Thành phần được vi bao thường được gọi là hoạt chất, lõi, pha nội. Các vật liệu

bao bọc hoạt động thường được gọi là vỏ, tường, lớp phủ, pha ngoại, pha hỗ trợ hoặc

màng. Các vật liệu vỏ thường không hòa tan, không phản ứng với lõi và chiếm 1–80%

trọng lượng của viên nang. Vỏ của vi bao có thể được làm từ đường, gum, protein,

polysaccharide tự nhiên và biến tính, lipid, sáp và polymer tổng hợp [5].

Công nghệ vi bao được sử dụng rộng rãi để giúp ổn định các thành phần hoạt động

trong các sản phẩm thực phẩm như các sản phẩm liên quan đến hương vị, kẹo cao su,

kẹo, cà phê, chế phẩm sinh học, thực phẩm y tế, vitamin, khoáng chất hoặc enzyme.

Các nguyên tắc chi phối sự ổn định sản phẩm mong muốn có thể kiểm soát thông qua

cấu trúc của vi nang cung cấp để cải thiện hiệu suất trong các sản phẩm thực phẩm.

Ứng dụng chính của công nghệ vi bao là mang lại sự thay đổi hóa lý mong muốn

trong sản phẩm thực phẩm trong một khoảng thời gian mong muốn hoặc bằng cách sử

dụng một cơ chế kích hoạt thích hợp. Có một sự hiểu biết để cải tiến về sự tương tác phần tử và các tính chất hóa lý của thành phần hoạt chất và thành phần vật liệu là rất quan trọng để tạo ra một hệ thống động.

2.1.2 Ưu điểm của vi bao

Vi bao là một công nghệ được sử dụng nhiều trong ngành công nghiệp như dược phẩm, hóa chất, thực phẩm và nông nghiệp. Một lý do để sử dụng công nghệ vi bao là

bảo vệ thành phần khỏi sự phân hủy do tiếp xúc với các yếu tố môi trường như nước, oxy, nhiệt và ánh sáng. Thông thường, điều này được thực hiện để cải thiện thời hạn sử dụng của hoạt chất. Trong một số trường hợp, vi bao có thể được sử dụng để che giấu mùi vị, mùi và màu sắc không mong muốn, do đó ngăn chặn sự ảnh hưởng xấu

3

đến chất lượng sản phẩm. Dễ xử lý là một lý do khác cho vi bao, vì nó có thể được sử

dụng như một phương pháp đơn giản để chuyển đổi một thành phần thực phẩm lỏng thành dạng rắn. Vi bao có thể được sử dụng để ngăn chặn các phản ứng và tương tác

không mong muốn giữa các thành phần thực phẩm có hoạt tính và giữa các hoạt chất

và các thành phần thực phẩm. Vi bao cũng giảm tính dễ cháy và dễ bay hơi của các

thành phần thực phẩm khác nhau. Cuối cùng, vi bao có thể được sử dụng để kiểm soát việc bổ sung một thành phần thực phẩm vào cơ thể [6]. Các thành phần thực phẩm được vi bao sẽ có thể giữ tính ổn định trong suốt thời hạn sử dụng và điều kiện bảo

quản của nguyên liệu [6] .

2.1.3 Cấu trúc hạt vi bao

Hình thái học (hình thức và cấu trúc) của hạt vi bao được chia thành hai loại: vi

nang (microcapsule) và vi cầu (microsphere). Việc phân nhóm dựa trên phương pháp

được sử dụng để sản xuất vật liệu. Vi nang được đặt tên như vậy bởi vì nó có hình thái

vỏ lõi được xác định rõ. Theo truyền thống, các viên nang siêu nhỏ chỉ được tạo ra

bằng phương tiện hóa học. Trong quá trình này, vi nang được hình thành trong bể chứa

chất lỏng hoặc thiết bị phản ứng dạng ống [4]. Vi cầu được hình thành một cách cơ

học thông qua quá trình nguyên tử hóa hoặc quá trình nghiền, theo đó các thành phần

Hình 2.1 Cấu trúc của vi nang và vi cầu [7].

hoạt chất được phân bố trong ma trận [6].

Một vi nang bao gồm nhiều thành phần khác nhau trong đó các thành phần hoạt tính và dạng ma trận polymer là hai thành phần quan trọng mà có thể kiểm soát được

tốc độ khuếch tán. Về hình dạng, khả năng tương thích hóa lý và nhiệt động lực học

của cả hai hoạt tính và ma trận polymer là rất quan trọng.

Trong các hệ thống thực phẩm, lớp vỏ vi bao có thể cung cấp các chức năng khác

nhau như bảo vệ các hoạt chất nhạy cảm như hương vị, vitamin, khoáng chất, chất béo

4

không bão hòa, các loại tinh dầu và muối từ oxy, nước và ánh sáng; xử lý thuận tiện

bằng cách chuyển đổi các chất lỏng khó sử dụng để xử lý thành dạng bột.

Từ góc độ hình học hoặc cấu trúc, các yếu tố ảnh hưởng đến ổn định và giải phóng

là hình dạng, kích thước, hình dạng và tải trọng của các. Thêm vào đó, trọng lượng

phân tử, điện tích trên bề mặt, độ hòa tan, độ thấm nước và nhiệt độ là các thông số

quan trọng.

2.1.4 Vật liệu vi bao

Trong số các loại chất mang ưa nước được sử dụng trong lĩnh vực vi nang,

carbohydrate là nguyên liệu được sử dụng phổ biến nhất. Carbohydrate được phân thành bốn loại: đường đơn hoặc monosaccharide (glucose và fructose), disaccharide

(sucrose và lactose), oligosaccharide (maltodextrin và dextrin), và polysaccharide (tinh

bột). Trong khi tất cả các loại carbohydrate có thể được sử dụng làm chất độn và chất

phụ gia, các saccharide chuỗi dài hơn được coi là phù hợp như một ma trận tường.

Polysaccharide thường được xem xét trong lớp vật liệu này. Polysaccharide cũng bao

gồm các loại tinh bột biến tính, trong đó polysaccharide được biến đổi cấu trúc và

thành phần để cung cấp các tính chất hòa tan, phân vùng và rào cản độc đáo cho thành

phần thực phẩm hoạt động.

Monosaccharide và disaccharide cung cấp cả độ nhớt thấp trong dung dịch và ảnh

hưởng đến hương vị của vi nang. Tuy nhiên, chúng không cung cấp khả năng nhũ hóa

các loại hương vị dầu. Kết quả là, một lượng nhỏ chất keo ổn định được sử dụng trong

sức mạnh tổng hợp Theo bản chất của kích thước phân tử, mono- và disaccharide nhỏ

hơn và dễ dàng phù hợp với không gian kẽ để ngăn chặn sự hình thành ranh giới hạt

kết tinh hoặc tinh thể trong một polysaccharide, cho phép ổn định hơn hương vị của vi

nang. Nó được thiết lập tốt rằng bẫy của các loại dầu hương vị ở trạng thái vô định

hình mang lại sự ổn định cao hơn so với ma trận có độ kết tinh. Do đó, mono- và disaccharide có trọng lượng phân tử thấp thường được sử dụng với vật liệu polymer vốn đã thể hiện các đặc tính tinh thể. Lưu ý rằng carbohydrate phổ biến thể hiện các điểm gel bao gồm agar, agarose, carrageenan, pectin, guar gum và Konjacs, tất cả đều được coi là một lựa chọn thay thế cho gelatin.

2.1.5 Phương pháp sấy phun

Sấy phun là phương pháp mà chất lỏng hoặc hỗn hợp (slurry) được chuyển thành dạng bột khô bằng cách nguyên tử hóa và được sấy khô nhờ dòng không khí nóng. [8].

5

Hình 2.2 Mô tả hệ thống sấy phun điển hình [6].

Một cấu hình chung cho sấy phun được thể hiện trong Hình 2.2. Ở đây, chất lỏng

được phun thành giọt ở phía trên cùng của buồng. Những giọt lỏng nhỏ đi vào dòng

chảy hỗn loạn của không khí nóng ở phía trên cùng của buồng cùng chiều với không

khí nóng được gọi là dòng chảy cùng chiều (cocurrent). Các pha lỏng được nhanh

chóng làm nóng và phân tử chất lỏng di chuyển lên bề mặt của giọt lỏng và chuyển

sang pha khí. Khi những giọt lỏng hóa rắn, chúng bị cuốn theo dòng khí nóng và di

chuyển đến một buồng lắng xoáy tâm nơi các chất rắn di chuyển ra khỏi buồng và tạo

thành bột.

Tất cả các máy sấy phun đều sử dụng các thành phần cơ bản này mặc dù có các

biến thể trong cấu hình buồng, nguyên tử được sử dụng, thiết kế lốc xoáy, tái chế chất

rắn, điều hòa khí hoặc tuần hoàn sau khi ngưng tụ hoặc làm mát, thiết kế luồng không

khí và các thiết bị kèm theo. Máy sấy phun có thể có có năng suất dưới một lít mỗi giờ đến hàng ngàn lít mỗi giờ.

2.2 POLYPHENOL

2.2.1 Định nghĩa

Polyphenol là các hợp chất thứ cấp phân bố rộng rãi trong giống loài thực vật. Chúng được chia thành nhiều lớp, ví dụ: acid phenolic (acid hydroxybenzoic và acid hydroxycinnamic), flavonoid (flavonol, flavone, flavanol, flavanone, isoflavone,

proanthocyanidin) stilbene, và lignans, được phân bố trong thực vật và thực phẩm có

nguồn gốc thực vật [9], [10]. Các hợp chất phenolic thường được tìm thấy trong cả hai

loại thực vật ăn được và không ăn được, và chúng đã được báo cáo có nhiều tác dụng

sinh học, bao gồm cả hoạt động chống oxy hóa. Các chất chiết xuất từ trái cây, rau

6

thơm, rau, ngũ cốc và các nguyên liệu thực vật khác giàu phenolics [9]. Phenolics là

một thành phần quan trọng của chất lượng trái cây vì sự đóng góp của chúng đối với hương vị, màu sắc và tính chất dinh dưỡng của trái cây [11]. Các hợp chất phenolic

này có thể được phân loại thành các nhóm khác nhau dựa vào số vòng phenol trong

phân tử và các yếu tố cấu trúc liên kết các vòng này với nhau.

Có bằng chứng cho thấy các chất phenol hoạt động như chất chống oxy hóa bằng cách ngăn chặn quá trình oxy hóa LDL lipoprotein, kết tụ tiểu cầu và tổn thương tế bào hồng cầu [11]. Ngoài ra, phenolic còn hoạt động như: (i) chelators kim loại, (ii)

chống đột biến và chất chống ung thư, (iii) tác nhân kháng khuẩn [12].

2.2.2 Cấu tạo

Polyphenol là chất chống oxy hóa phổ biến nhất trong chế độ ăn của con người và

là thành phần phổ biến nhất và phổ biến rộng rãi trong thực vật. Polyphenol đại diện

cho một loạt các hợp chất có nhiều nhóm hydroxyl trên vòng thơm. Các hợp chất này

được phân loại thành các nhóm khác nhau dựa trên số vòng phenol và cách thức các

vòng tương tác [13]. Polyphenol không chỉ bao gồm nhiều phân tử có cấu trúc

polyphenol (tức là, một số nhóm hydroxyl trên vòng thơm) mà còn phân tử với một

vòng phenol, chẳng hạn như acid phenolic và rượu phenolic. Chúng được coi là chất

chuyển hóa thứ cấp và không có chức năng trao đổi chất cụ thể trong tế bào thực vật

[14]. Polyphenol chứa ít nhất một vòng thơm với một hoặc nhiều nhóm hydroxyl

ngoài các nhóm thế khác, và polyphenol có thể được chia thành 15 loại chính theo cấu

trúc hóa học [15]. Giữa các polyphenol là các hợp chất có một vòng thơm C6 của các

acid hydroxybenzoic như hydroxytyrosol, tanin và acid galic, những acid có cấu trúc

C6 - C3 của acid hydroxycinnamic như acid caffeic và acid coumaric, những cấu trúc

C6 - C2 - C6 của stilbene như resveratrol, những người có cấu trúc của flavonoid C6 -

C3 - C6, và những hợp chất khác có cấu trúc C6 - C4 - C6 của lignan như secoisolariciresinol [16].

Việc phân loại polyphenol phổ biến nhất là phân loại theo cấu trúc hóa học của aglycones. Tuy nhiên, theo nguyên tắc đó, các hợp chất polyphenol có thể được phân loại theo nhiều cách khác nhau. Theo chuỗi carbon của polyphenol, Harborne (1989) chia các hợp chất phenolic thành 16 nhóm chính: phenol đơn giản (khung C6), benzoquinone (khung C6), acid phenolic (khung C6 – C1), acetophenon (khung C6 –

C2), acid phenylacetic (khung C6 – C2), acid hydroxycinnamic (khung C6 – C3), phenylpropenes (khung C6 – C3), coumarins và isocoumarins (khung C6 – C3), chromones (khung C6 – C3), naphthoquinones (khung C6 - C4), xanthones (khung C6 - C1 – C6), stilbenes (khung C6 – C2 – C6), anthraquinones (khung C6 – C2 – C6),

7

Hình 2.3 Cấu trúc polyphenol [18]

flavonoid (khung C6 – C3 – C6), lignin ((C6 – C3) n), lignan và neolignans (khung (C6 – C3)2) [17].

2.3 FLAVONOID

2.3.1 Giới thiệu

Flavonoid là một nhóm các chất chuyển hóa thứ cấp của thực vật được đặc trưng

bởi cấu trúc diphenylpropane. Flavonoid thuộc nhóm chất tự nhiên có cấu trúc

phenolic có thể biến đổi và được tìm thấy trong trái cây, rau, ngũ cốc, vỏ cây, rễ, thân,

hoa, trà và rượu vang [19]. Những sản phẩm tự nhiên này được biết đến với tác dụng có lợi của chúng đối với sức khỏe lâu dài trước khi các flavonoid được phân lập như các hợp chất có hiệu quả. Hơn 4.000 loại flavonoid đã được xác định, nhiều trong số

đó chịu trách nhiệm về màu sắc hấp dẫn của hoa, trái cây và lá [20]. Flavonoid có thể đóng một vai trò trong việc giảm nguy cơ mắc các bệnh mãn tính liên quan đến chế độ ăn giàu thực phẩm có nguồn gốc thực vật. Một mối quan hệ tích cực giữa việc ăn các

loại thực phẩm có chứa flavonoid và giảm nguy cơ phát triển ung thư và các bệnh tim

mạch đã thực sự được quan sát thấy trong một số nghiên cứu dịch tễ học [21]–[25].

Các hệ thống thí nghiệm in vitro cũng cho thấy flavonoid có đặc tính chống viêm,

chống dị ứng, kháng virus và chống ung thư [19]. Bằng chứng cũng cho thấy rằng một

8

số flavonoid có thể hữu ích trong điều trị một số bệnh [26]–[31]. Một số bằng chứng

này xuất phát từ nghiên cứu thực vật được sử dụng trong y học cổ truyền để điều trị một loạt các bệnh lý, cho thấy flavonoid là thành phần hoạt tính sinh học phổ biến của

những cây này [28].

2.3.2 Cấu tạo

Flavonoid là các hợp chất polyphenolic có chung một cấu trúc gồm hai vòng thơm (A và B), được liên kết với nhau bởi ba nguyên tử cacbon, tạo thành một vòng heterocycle oxy (vòng C). Dựa trên sự thay đổi trong loại heterocycle, flavonoid có thể

được chia thành bảy phân lớp: flavonol, flavone, flavanone, flavanonol, flavanol, anthocyanidin và isoflavone. Sự khác biệt riêng biệt trong mỗi nhóm phát sinh từ sự

thay đổi về số lượng và sự sắp xếp của các nhóm hydroxyl và alkyl hóa và / hoặc

Hình 2.4 Cấu trúc chung của flavonoid [13]

glycosyl hóa của chúng [13].

Bản chất hóa học của một flavonoid phụ thuộc vào lớp cấu trúc của nó và mức độ

hydroxyl hóa / methoxyl hóa và liên hợp. Flavonoid chứa cấu trúc carbon C6 – C3 –

C6, thay đổi xung quanh vòng oxy dị vòng đặc trưng. Tất cả các hợp chất flavonoid là

các dẫn xuất của một cấu trúc 2-phenylchromone bao gồm ba vòng phenolic được gọi

là các vòng A, B và C [32]. Những vòng này có thể biểu hiện các mô hình khác nhau

của các liên hợp đường, acid và nhóm R, có thể đóng một vai trò quan trọng trong hoạt tính sinh học của hợp chất.

2.4 NGUYÊN LIỆU HOA BỤP GIẤM

2.4.1 Giới thiệu

Bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.) là loại cây thuộc họ Cẩm quỳ sống lâu năm, dựng đứng, bụi rậm, thân thảo có thể mọc lên cao đến 2.4 m, với thân trơn hoặc gần như nhẵn, hình trụ, màu đỏ. Lá luân phiên với nhau, màu xanh với những gân lá màu đỏ và những chiếc phồng dài hoặc ngắn. Lá của cây con non và lá trên của cây già thì

9

đơn giản, mép lá dạng răng cưa. Hoa đơn lẻ, rộng đến 12.5 cm, màu vàng hoặc màu da

bò, và biến thành màu hồng vì hoa sẽ tàn vào cuối ngày. Đài hoa màu đỏ, bao gồm 5 cánh hoa lớn với cuống hoa từ 8 đến 12 mảnh mỏng bao quanh gốc. Sau khi gia tăng

kích thước, trở thành thịt, vị ngọt, dài từ 3.2–5.7 cm [33]. Quả hình trứng, có các lông

nhỏ mọc xung quanh, bao quanh quả. Phần được sử dụng của cây là phần đài hoa và lá,

phần đài hoa có tác dụng chống co thắt, hạ huyết áp và có tính kháng sinh, trị ho, viêm họng.

Hoa bụp giấm ở dạng khô hoặc tươi được sử dụng làm thức uống thảo dược, đồ

uống lên men, rượu, kẹo [34], [35]. Ở Ai Cập, phần đài hoa được sử dụng ở dạng trà và thức uống lên men [36].

2.4.2 Lợi ích của hoa bụp giấm

Hoa bụp giấm đã được sử dụng rộng rãi như một loại thuốc. Ở Ấn Độ, Châu Phi

và Mexico, các dẫn xuất lá hoặc đài hoa thường được sử dụng như thuốc lợi tiểu, lờ đờ,

hạ sốt, hạ huyết áp và làm giảm độ nhớt của máu [37]. Ở Guatemala, được sử dụng để

điều trị say rượu [38]. Ở Bắc Phi, các chế phẩm từ đài hoa dùng để điều trị đau họng

và ho [39]. Ở Ấn Độ, một chất đục từ hạt được sử dụng để làm giảm đau khi đi tiểu và

khó tiêu. Trong y học dân gian Trung Quốc, hoa bụp giấm được sử dụng để điều trị rối

loạn gan và huyết áp cao [38]

Các thành phần chính của hoa bụp giấm có liên quan đến tính dược học là acid

hữu cơ, anthocyanin, polysaccharide và flavonoid [40]. Anthocyanin là nhóm chất dẫn

xuất của flavonoid và các sắc tố tự nhiên có trong hoa của bụp giấm và màu của

anthocyanin thay đổi theo pH. Thành phần chính các anthocyanin có trong hoa bụp

giấm và được sử dụng làm chất màu thực phẩm là: delphinidin-3-O-glucoside,

delphinidin-3-O-sambubioside, cyanidin-3-glucoside, delphinidin-3-glucoside [3].

Ngoài ra, trong đài hoa bụp giấm còn có ascorbic acid, cyanidin-3-rutinose [41].

Các chiết xuất của đài hoa bụp giấm khô đã được biết là có chứa các thành phần hóa học như acid hữu cơ (acid citric, acid ascorbic, acid maleic, acid hibiscic, acid oxalic, acid tartaric), phytosterol, polyphenol, anthocyanin và các chất chống oxy hóa tan trong nước khác [41], [42]. Các acid hữu cơ cùng với các thành phần hoạt tính sinh học có khả năng bắt gốc tự do [43]. Hiệu quả sức khỏe có lợi chủ yếu là do các phân

tử hoạt tính sinh học này. Bảng 1 cho thấy phần polyphenolic (hợp chất hoạt tính sinh học) có trong chiết xuất của bụp giấm theo báo cáo của các nhóm nghiên cứu khác nhau. Jabeur et al. (2017) đã báo cáo gần đây acid oxalic, acid shikimic và fumaric

10

như là các acid hữu cơ chính với acid malic (9.10 g/100 g) là acid có nhiều nhất trong

đài hoa bụp giấm [44].

Nguồn gốc của nhiều chất điều trị là do các chất chuyển hóa thứ cấp trong cây.

Đài hoa bụp giấm là một nguồn thú vị của các phân tử hoạt tính sinh học tiềm năng

với các hoạt động chống oxy hóa, hạ huyết áp, chống vi trùng, chống viêm, chống đái

tháo đường và chống ung thư. Nhiều cuộc khảo sát khoa học đã tiết lộ rằng đài hoa bụp giấm rất giàu polyphenol và flavonoid giúp tăng giá trị dinh dưỡng của roselle vì các hợp chất này có tương quan với đặc tính chống oxy hóa của chúng. Hàm lượng

phenolic trong cây bao gồm chủ yếu là anthocyanin như delphinidin-3-glucoside, sambubioside và cyanidine-3-sambubioside [44], [45] và các flavonoid khác như

gossypetine hibiscetin và glycoside tương ứng của chúng; acid protocatechuic, eugenol

và sterol như-sitoesterol và ergoesterol [41], [46], [47]. Các phân tử anthocyanin dễ bị

thoái hóa. Độ ổn định của chúng phụ thuộc vào pH, nhiệt độ, sự hiện diện của enzyme,

ánh sáng và cấu trúc, sự hiện diện của các flavonoid khác, acid phenolic và kim loại

[48].

Các nhà nghiên cứu chủ yếu sử dụng dung môi nước hoặc dung môi hữu cơ để

trích xuất polyphenol và anthocyanin từ đài hoa bụp giấm. Các kỹ thuật chiết xuất

khác nhau và các giống khác nhau của bụp giấm được sử dụng trong các nghiên cứu

khác nhau. Luvonga et al. (2010) đã báo cáo tổng hàm lượng phenolic là 6.06 mg/g

trong chiết xuất hoa hồng [43]. Jabeur et al. (2017) trong nghiên cứu gần đây đã xác

định được hàm lượng của delphinedin-3-o-sambubioside, delphinidin 3-o glucoside và

cyanidine-3-o-sambubioside trong bụp giấm lần lượt là 7.03 mg/g, 1.54 mg/g và 4.40

mg/g [44].

11

Chương 3. NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

3.1 NGUYÊN LIỆU BỤP GIẤM

Hoa bụp giấm khô được mua từ Công ty Việt Hibiscus (Tp. Hồ Chí Minh, Việt

Nam). Bụp giấm được trồng ở Biên Hòa (Đồng Nai). Sau khi thu hoạch, hoa bụp giấm

Hình 3.1 Nguyên liệu hoa bụp giấm khô (Công ty Việt Hibiscus)

tươi được sấy đối lưu bằng không khí nóng ở nhiệt độ 60°C. Sản phẩm khô được bảo quản trong túi polyethylene ở nơi khô ráo, thoáng mát, tránh ánh nắng trực tiếp.

3.2 DỤNG CỤ – THIẾT BỊ – HÓA CHẤT

3.2.1 Dụng cụ - thiết bị

Cốc thuỷ tinh Giá ống nghiệm

pH kế Pipet

Erlen Bình định mức

Nhiệt kế Ống nghiệm

Bình định mức Ống ly tâm

Cốc thuỷ tinh Phễu

Micropipet Đũa thuỷ tinh

12

Hình 3.2 Máy quang phổ UV-1800

Hình 3.3 Máy ly tâm 80-2 (Wincom

(Shimadzu Schweiz GmbH)

Company Ltd.)

Hình 3.4 Máy đo màu CR-400 (Minolta

Hình 3.5 Cân phân tích PA (OHAUS

Sensing Europe B.V.)

Instruments Co.,Ltd.)

Hình 3.6 Máy cô quay chân không HS- 2005V (JJS Technical Services)

Hình 3.7 Tủ sấy UN55 (Memmert GmbH + Co.KG)

13

3.2.2 Hóa chất

Acid gallic, catechin được mua từ Sigma-Aldrich. Thuốc thử Folin-Ciocalteu được chuẩn bị bằng cách phối trộn NaWO4.H2O và Na2MoO4.H2O trong dung dịch acid phosphoric, đun trong 10 h và bổ sung LiSO4 để thu được dung dịch màu vàng trong suốt.

Maltodextrin DE 10 được sử dụng làm chất mang cho quá trình vi bao.

Ammonium acetate, Sodium acetate trihydrate, vanillin, acetic acid, amonium acetate, Na2CO3, methanol, ethanol, K2S2O8, H3PO4, HCl, KCl, FeCl3.6H2O, và các hóa chất khác đều đạt chuẩn phân tích.

3.3 THỜI GIAN VÀ ĐỊA ĐIỂM NGHIÊN CỨU

3.3.1 Thời gian nghiên cứu

Nghiên cứu được thực hiện từ ngày 15 tháng 6 năm 2019 đến ngày 15 tháng 9 năm

2019.

3.3.2 Địa điểm nghiên cứu

Nghiên cứu được thực hiện tại Phòng thí nghiệm Hóa phân tích, trường ĐH

Nguyễn Tất Thành, 331 Quốc lộ 1A, Phường An Phú Đông, Quận 12, Tp.HCM.

3.4 PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

3.4.1 Quy trình trích ly đài hoa bụp giấm

25 g mẫu bụp giấm khô xay nhuyễn được trích ly tại nhiệt độ 50ºC trong 30 phút

bằng 100 mL dung môi ethanol 70% (v/v) được acid hóa đến pH 2 bằng cách sử dụng

acid hydrochloric 2 N. Sau khi trích ly, dịch trích được thu nhận bằng cách lọc qua

giấy lọc Whatman No.2. Dịch lọc được cô đặc bằng thiết bị cô quay chân không ở

nhiệt độ 55ºC trong 30 phút để loại bỏ dung môi ethanol.

Để xác định lượng chất mang cần thiết trong quá trình vi bao, dịch cô đặc được phân tích hàm lượng anthocyanin. Kết quả thu được cho thấy dịch bụp giấm cô đặc có hàm lượng anthocyanin là 1.08 g/L.

3.4.2 Quy trình sấy phun dịch trích anthocyanin từ đài hoa bụp giấm

Dịch trích anthocyanin sau khi cô đặc được phối trộn với maltodextrin theo tỉ lệ nồng độ giữa anthocyanin và chất mang là 1:50, 1:60, 1:70, 1:80, 1:90, 1:100. Quá trình sấy phun được tiến hành trong thiết bị sấy phun Labplant SD-06AG (Keison, UK). Tốc độ nhập liệu được cố định ở 500 mL/h. Nhiệt độ đầu vào được khảo sát ở 3

14

mức là 150°C, 160°C, 170°C với nhiệt độ đầu ra lần lượt là 91°C, 99 °C và 98°C. Các

mẫu sau khi sấy phun được bảo quản lạnh ở 4°C trong túi polyethylene cho đến khi đem phân tích.

3.5 PHƯƠNG PHÁP PHÂN TÍCH

3.5.1 Xác định hàm lượng phenolic tổng (TPC)

Hàm lượng phenolic tổng được xác định dựa trên phương pháp Folin-Ciocalteu [49]. Phương pháp Folin-Ciocalteu là một trong những phương pháp phổ biến được sử dụng để phân tích hàm lượng polyphenol tổng. Hợp chất phenolic sẽ khử tác nhân

Folin (dung dịch màu vàng của polyphosphattungstenate và molydate) trong môi trường base nhẹ tạo màu xanh da trời đậm.

Tổng hàm lượng polyphenol của dịch chiết được xác định bằng phương pháp so

màu Folin-Ciocalteu. Dung dịch mẫu (0.6 mL) được thêm vào 1.5 mL thuốc thử Folin- Ciocalteu pha loãng 10 lần và ủ 5 phút ở nhiệt độ phòng. 1.2 mL Na2CO3 7.5% được thêm vào mỗi ống nghiệm phân tích sau đó được trộn đều và ủ ở nhiệt độ phòng

khoảng 60 phút. Các giá trị độ hấp thụ của hỗn hợp phản ứng được đo bằng máy

quang phổ UV-Vis ở bước sóng 765 nm.

3.5.2 Xác định hàm lượng flavonoid tổng (TFC)

Hàm lượng flavonoid tổng được xác định dựa trên phương pháp vanillin [50]. Mỗi

phân tử vanillin phản ứng với một phân tử flavanol để tạo ra một phức chất có màu đỏ.

Dịch mẫu được pha loãng trong methanol (0.5 mL) được trộn với 1.25 mL vanillin

1% trong methanol và 1.25 mL HCl 9 M trong methanol. Hỗn hợp được ủ trong 20

phút ở 35°C. Sau đó, độ hấp thụ được đo ở 500 nm bằng máy quang phổ.

3.6 PHƯƠNG PHÁP XỬ LÝ SỐ LIỆU

Dữ liệu thực nghiệm được phân tích bằng phần mềm SPSS 15 (SPSS Inc. Chicago, U.S.A) sử dụng những kỹ thuật thống kê cơ bản. Phân tích phương sai một nhân tố (one-way ANOVA) được áp dụng để xác định sự khác nhau giữa các chế độ xử lý mẫu và Tukey’s Multiple Range test được áp dụng để xác định sự khác biệt có ý nghĩa giữa các giá trị trung bình ở mức ý nghĩa 5%. Tất cả thí nghiệm và những chỉ tiêu phân tích

được lặp lại 3 lần.

15

Chương 4. KẾT QUẢ VÀ BÀN LUẬN

4.1 ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN TPC

Maltodextrin là một loại tinh bột thủy phân được sản xuất bằng cách thủy phân

một phần tinh bột bằng acid hoặc enzyme thường được sử dụng làm nguyên liệu trong

quá trình vi nang của các thành phần thực phẩm [51], [52]. Maltodextrin được coi là một tác nhân vi bao tốt bởi vì nó thể hiện độ nhớt thấp ở hàm lượng chất rắn cao và độ

hòa tan tốt. Maltodextrin được sử dụng chủ yếu làm chất hỗ trợ trong quá trình phun,

sấy khô nước ép trái cây, làm tăng nhiệt độ chuyển thủy tinh, làm giảm độ dính của

bột và tạo sự ổn định cho bột. Rõ ràng, chúng có khả năng hình thành ma trận rất cần thiết trong việc hình thành các hệ thống tường [53]. Maltodextrin với DE thấp hơn

chứa một tỷ lệ lớn các saccharide chuỗi dài, có thể dẫn đến nứt bề mặt và giảm rào cản

oxy. Maltodextrin với DE cao hơn có thể tạo thành các hệ thống tường không thấm

oxy và đậm đặc hơn để giữ lại các sắc tố anthocyanin tốt hơn [54]. Nó mang lại những

ưu điểm có lợi như chi phí tương đối thấp, mùi thơm và hương vị trung tính, độ nhớt

thấp ở nồng độ chất rắn cao và bảo vệ tốt các hương vị chống lại quá trình oxy hóa

[55]. Tuy nhiên, hạn chế lớn nhất của vật liệu tường này là khả năng nhũ hóa thấp và

khả năng lưu giữ biên của các chất bay hơi. Do đó, nó thường được sử dụng trong hỗn

hợp với các vật liệu tường khác [56], [57]. Các tác nhân chất mang có thể được kết

)

W D g / E A G g m

(

C P T

4500 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500 0

1:50

1:60

1:90

1:100

1:70 1:80 ACN:MD (w/w)

150°C

160°C

170°C

Hình 4.1 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên

hàm lượng phenolic tổng (mg GAE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun

hợp để có được một ma trận hiệu quả và ổn định hơn [55].

16

Ảnh hưởng của tỉ lệ chất mang và nhiệt độ sấy phun lên tổng hàm lượng

polyphenol của đài hoa bụp giấm được thể hiện qua Hình 4.1. Kết quả cho thấy nhiệt độ sấy phun và tỉ lệ chất mang ảnh hưởng đáng kể lên tổng hàm lượng phenolic. Khi

tăng tỉ lệ chất mang từ 1:50 đến 1:100 và nhiệt độ sấy phun (150, 160 và 170°C) tổng

hàm lượng phenolic giảm từ 3874.02–4186.18 (mg GAE/g DW) đến 2768.65–3143.85

(mg GAE/g DW). Ngoài ra, ở nhiệt độ 170°C tổng hàm lượng phenolic có xu hướng tăng.

Theo Mishra, Mishra, and Mahanta (2014) khi vi bao dịch trích có chứa phenolic

từ trái chùm ruột (Emblica officinalis) sử dụng maltodextrin (DE 10) tại nhiệt độ sấy phun từ 125 đến 200ºC, tỉ lệ chất mang từ 5 đến 9% (w/v). TPC giảm đáng kể khi tăng

nhiệt độ sấy phun từ 125 đến 175ºC TPC giảm từ 250–350 (mg/g) đến 150–250

(mg/g) , tuy nhiên khi nhiệt độ từ 175–200°C có khuynh hướng đảo ngược, TPC tăng

từ 150–250 (mg/g) đến 200–325 (mg/g) [58]. Một nghiên cứu khác cho thấy tổng hàm

lượng phenolic (TPC), tiềm năng chống oxy hóa, nồng độ đường và hoạt tính enzyme

protease của bột dịch trích dứa (Ananas comosus) là kết quả của nồng độ maltodextrin

khác nhau ở nhiệt độ đầu vào sấy phun trên 100°C. TPC trong bột giảm đáng kể 33%,

từ 27 đến 18 mg/ g, vì nồng độ maltodextrin tăng từ 2,5 đến 10%. So sánh các kết quả

này với TPC của dịch trích dứa sẽ cho thấy tỷ lệ giữ phenolic ở nồng độ MD 2.5%,

5.0%, 7.5% và 10% đã giảm đáng kể và bằng 10.59%, 8.00%, 7.01% và 6.43% tương

ứng [59]. Sự giảm độ giữ TPC và phenolic này có thể được giải thích bằng hiệu ứng

pha loãng do bổ sung MD trong dịch trích dứa đã có hàm lượng phenolic không đổi

[58].

Theo nghiên cứu của Samborska et al (2019) từ bột mật ong từ dầu cải thì kết quả

cho thấy hàm lượng TPC của bột giảm đáng kể khi nồng độ maltodextrin tăng từ 5 đến

9% (w/v). Điều này cho thấy ảnh hưởng của nồng độ maltodextrin. Nhiệt độ đầu vào (trong phạm vi từ 160 đến 180°C) có tác động tuyến tính âm đáng kể đến TPC là kết

quả của sự phá hủy các hợp chất phenolic hoặc xen kẽ trong cấu trúc phân tử của chúng ở nhiệt độ tăng [60].

Kết quả của Mishra, Mishra, and Mahanta (2014) nghiên cứu trên nguyên liệu bột nước ép amla (Emblica officinalis), sự tăng TPC ở nhiệt độ trên 175°C là do sự polymer hóa như là cộng hưởng của polyphenol ở 200°C làm tăng tổng hàm lượng

phenolic của bột [58]. Một kết quả khác của Samborska et al. (2019) trên bột mật ong từ dầu cải, sự gia tăng tổng hàm lượng phenolic là do sự giải phóng của các hợp chất

phenolic bằng cách tách liên kết ester hóa và glycosyl hóa [60].

17

Kết quả nghiên cứu của Tonon et al. (2009) trình bày sự giảm TPC của nước ép

acai (Euterpe oleraceae Mart.) sau khi sấy phun nhiệt độ không khí đầu vào/ đầu ra 140/78°C với sự bổ sung các chất mang khác nhau [61]. Ngược lại, cũng có những ví

dụ về tăng TPC sau xử lí nhiệt của các sản phẩm thực phẩm khác nhau: tiêu xanh, đậu

xanh, rau bina [62], hoặc bột hành tây [63].

4.2 ẢNH HƯỞNG CỦA ĐIỀU KIỆN SẤY PHUN LÊN TFC

Trong số các hợp chất phenolic, flavonoid là nhóm hợp chất chống oxy hóa quan trọng. Trong nghiên cứu này, phương pháp vanillin được sử dụng để xác định hàm

lượng flavonoid trong nguyên liệu bụp giấm. So với phương pháp tạo phức với ion nhôm với nhóm hợp chất flavonoid mục tiêu là flavanol, phương pháp vanillin được

sử dụng để định lượng nhóm hợp chất flavonol trong bụp giấm [50]. Hợp chất đại diện

cho flavonol trong bụp giấm là catechin, chất chuẩn được sử dụng trong phương pháp.

Ảnh hưởng của tỷ lệ chất mang và nhiệt độ lên tổng hàm lượng flavonoid từ đài hoa

6000

5000

)

4000

3000

W D g / E C g m

(

2000

C F T

1000

0

1:50

1:60

1:90

1:100

1:70 1:80 ACN:MD (w/w)

150°C

160°C

170°C

Hình 4.2 Ảnh hưởng của nhiệt độ sấy phun (C) và tỷ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên

hàm lượng flavonoid tổng (mg CE/g DW) của bột bụp giấm sấy phun

bụp giấm được thể hiện trên Hình 4.2.

Kết quả cho thấy rằng tỷ lệ chất mang và nhiệt độ ảnh hưởng đáng kể lên hàm

lượng flavonoid tổng. Tỷ lệ chất mang tăng dẫn đến sự giảm đáng kể về hàm lượng

18

flavonoid tổng. Khi tăng tỷ lệ chất mang từ 1:50 đến 1:100 thì hàm lượng flavonoid

giảm từ khoảng 4291.714615.03(mg GAE/g DW) đến 2883.423134.26 (mg GAE/g

DW) tương ứng. Ngoài ra, ở tỷ lệ chất mang cao (1:90) thì nhiệt độ sấy phun ảnh

hưởng đến hàm lượng flavonoid không đáng kể.

Theo de Souza et al. (2014) khảo sát trên bã nho Borbo (Vitis labrusca), nồng độ maltodextrin và nhiệt độ đầu vào ảnh hưởng đến hàm lượng flavonoid tổng. Khi tăng

nồng độ maltodextrin từ 10%, 20%, 30% và nhiệt độ từ 130°C, 150°C, 170°C thì TFC

bị giảm đáng kể. [64]

Theo một nghiên cứu khác tương tự của Vidović et al.(2014), việc tăng nồng độ

maltodextrin sử dụng để sản xuất bột Satureja montana L. dẫn đến làm giảm hàm lượng flavonoid tổng có trong bột. Đối với nồng độ maltodextrin lần lượt là 10%, 30%

và 50% thì tổng hàm lượng flavonoid giảm tương ứng từ 6.40%, 3.51% và 2.87% [65].

Theo Cao et al. (2017), cho thấy nhiệt độ không khí đầu vào khác nhau không suy

giảm hàm lượng flavonoid và nồng độ maltodexitrin góp phần vào sự khác biệt của

hàm lượng flavonoid. Hàm lượng flavonoid là 5.66 mg/ g (d.b), tương ứng, ở 150°C

với 10% maltodextrin và hàm lượng flavonoid của 170°C với nồng độ maltodextrin 20%

thấp hơn. Kết quả này là do lớp vỏ chất rắn hình thành ở nhiệt độ 170°C cản trở sự bay hơi [66].

Kết quả của Tran and Nguyen (2018), cho thấy TFC của bột chiết suất từ lá sả bị

giảm khi tăng nhiệt độ sấy phun. Khi nhiệt độ tăng từ 110°C đến 150°C thì TFC giảm

từ 541.82 xuống 258.20 mg CE/ 100g DW. Kết quả của việc TFC giảm là bởi vì các

hợp chất flavonoid là nhóm phụ của các hợp chất phenolic, rất nhạy cảm với nhiệt độ,

nên khi tăng nhiệt độ sấy phun dẫn đến sự thất thoát của các hợp chất flavonoid [67].

Trong các thí nghiệm của Cortés-Rojas et al. (2015), trên nguyên liệu dịch trích

Bidens pilosa L., ở đó nhiệt độ đầu ra tương tự nhau, thành phần nhập liệu là yếu tố

quyết định bảo vệ flavonoid chống lại sự suy giảm. Tùy thuộc vào thành phần của nhập liệu, nhiệt độ cao hơn của không khí đầu vào sẽ tạo ra lớp vỏ nhanh hơn trong giai đoạn sấy ban đầu khi các giọt tiếp xúc với không khí sấy. Quá trình này tạo ra một màng bán thấm có thể cải thiện hiệu quả vi bao. Tuy nhiên, tùy thuộc vào đặc tính của

vật liệu vi bao, nhiệt độ cao hơn sẽ làm tăng sự suy giảm của flavonoid trong sản

phẩm [68].

19

Chương 5. KẾT LUẬN VÀ KHUYẾN NGHỊ

5.1 KẾT LUẬN

Trong nghiên cứu này ảnh hưởng của điều kiện sấy phun bao gồm nhiệt độ sấy

phun (°C) và tỉ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w) lên hàm lượng phenolic và

flavonoid của bột sấy phun bụp giấm (Hibiscus sabdariffa L.). Nhiệt độ sấy phun được khảo sát trong khoảng 150°C, 160°C và 170°C vả tỉ lệ anthocyanin:maltodextrin (w/w)

được khảo sát ở những mức 1:50, 1:60, 1:70, 1:80, 1:90, 1:100.

Kết quả nghiên cứu cho thấy tổng hàm lượng phenolic và flavonoid có trong bột

hoa bụp giấm sấy phun bị ảnh hưởng đáng kể bởi nhiệt độ sấy phun và tỉ lệ chất mang. Nhìn chung, khi thay đổi nhiệt đầu vào trong khoảng 150–170°C thì hàm lượng

flavonoid giảm đáng kể nhưng hàm lượng phenolic lại có xu hướng tăng. Tuy nhiên,

khi xem xét ảnh hưởng của tỉ lệ chất mang từ 1:50 đến 1:100, thông số này cho thấy

tổng hàm lượng phenolic và flavonoid có trong bột bụp giấm sấy phun bị giảm đáng

kể.

5.2 KHUYẾN NGHỊ

Trong quá trình nghiên cứu, do thời gian thí nghiệm và điều kiện trang thiết bị còn

hạn chế nên nghiên cứu vẫn còn nhiều khía cạnh và những khảo sát chưa thực hiện

được. Những vấn đề cần được nghiên cứu kỹ hơn trong những nghiên cứu tiếp theo

bao gồm:

˗ Ảnh hưởng của nhiệt độ khác nhau; các loại chất mang khác nhau (gum arabic, xanthan gum, inulin,…); tỉ lệ phối trộn các loại chất mang khác nhau trên các

nguyên liệu khác (trái siro, dâu tằm,…)

20

TÀI LIỆU THAM KHẢO

[1] P.-J. Tsai, J. McIntosh, P. Pearce, B. Camden, and B. R. Jordan, “Anthocyanin and antioxidant capacity in Roselle (Hibiscus sabdariffa L.) extract,” Food Res. Int., vol. 35, no. 4, pp. 351–356, 2002.

[2] M. Rein, “Copigmentation reactions and color stability of berry anthocyanins,” 2005.

[3]

J. R. Frank, The CanMEDS 2005 physician competency framework: better standards, better physicians, better care. Royal College of Physicians and Surgeons of Canada, 2005.

[4] C. Thies, “Microencapsulation: methods and industrial applications,” Benita (ed.), 1996.

[5] S. K. F. Gibbs Inteaz Alli, Catherine N. Mulligan, Bernard, “Encapsulation in the food industry: a review,” Int. J. Food Sci. Nutr., vol. 50, no. 3, pp. 213–224, 1999.

[6] A. G. Gaonkar, N. Vasisht, A. R. Khare, and R. Sobel, Microencapsulation in the Food Industry A Practical Implementation Guide, vol. 53. 2014.

[7] technologies,” in J. Oxley, “Overview of microencapsulation process Microencapsulation in the food industry, Elsevier, 2014, pp. 35–46.

[8] A. S. Mujumdar, Handbook of industrial drying. CRC press, 2014.

[9] C. Manach, A. Scalbert, C. Morand, C. Rémésy, and L. Jiménez, “Polyphenols: food sources and bioavailability,” Am. J. Clin. Nutr., vol. 79, no. 5, pp. 727–747, 2004.

[10] C. Manach, G. Williamson, C. Morand, A. Scalbert, and C. Rémésy, “Bioavailability and bioefficacy of polyphenols in humans. I. Review of 97 bioavailability studies–,” Am. J. Clin. Nutr., vol. 81, no. 1, pp. 230S-242S, 2005.

[11] V. Cheynier, “Polyphenols in foods are more complex than often thought–,” Am. J. Clin. Nutr., vol. 81, no. 1, pp. 223S-229S, 2005.

[12] C. Proestos, A. Bakogiannis, C. Psarianos, A. A. Koutinas, M. Kanellaki, and M. Komaitis, “High performance liquid chromatography analysis of phenolic substances in Greek wines,” Food Control, vol. 16, no. 4, pp. 319–323, 2005.

[13] A. Salter, H. Wiseman, and G. Tucker, Phytonutrients. John Wiley & Sons, 2012.

[14] A. Bennick, “Interaction of plant polyphenols with salivary proteins,” Crit. Rev. Oral Biol. Med., vol. 13, no. 2, pp. 184–196, 2002.

[15] J. B. Harborne, “Biochemistry of phenolic compounds.,” Biochem. phenolic Compd., 1964.

[16] J. Xiao and G. Kai, “A review of dietary polyphenol-plasma protein interactions: characterization, influence on the bioactivity, and structure-affinity relationship,”

21

Crit. Rev. Food Sci. Nutr., vol. 52, no. 1, pp. 85–101, 2012.

[17] C. M. Galanakis, Polyphenols: Properties, Recovery, and Applications. Woodhead Publishing, 2018.

[18] H. Nawaz, J. Shi, G. S. Mittal, and Y. Kakuda, “Extraction of polyphenols from grape seeds and concentration by ultrafiltration,” Sep. Purif. Technol., vol. 48, no. 2, pp. 176–181, 2006.

[19] E. Middleton, “Effect of plant flavonoids on immune and inflammatory cell function,” in Flavonoids in the living system, Springer, 1998, pp. 175–182.

[20] H. de de Groot and U. Rauen, “Tissue injury by reactive oxygen species and the protective effects of flavonoids,” Fundam. Clin. Pharmacol., vol. 12, no. 3, pp. 249–255, 1998.

[21] R. Garcia-Closas, C. A. Gonzalez, A. Agudo, and E. Riboli, “Intake of specific carotenoids and flavonoids and the risk of gastric cancer in Spain,” Cancer Causes Control, vol. 10, no. 1, pp. 71–75, 1999.

[22] D. J. Maron, “Flavonoids for reduction of atherosclerotic risk,” Curr. Atheroscler. Rep., vol. 6, no. 1, pp. 73–78, 2004.

[23] L. Le Marchand, “Cancer preventive effects of flavonoids—a review,” Biomed. Pharmacother., vol. 56, no. 6, pp. 296–301, 2002.

[24] M. L. Neuhouser, “Dietary flavonoids and cancer risk: evidence from human population studies,” Nutr. Cancer, vol. 50, no. 1, pp. 1–7, 2004.

[25] M. G. L. Hertog, E. J. M. Feskens, D. Kromhout, P. C. H. Hollman, and M. B. Katan, “Dietary antioxidant flavonoids and risk of coronary heart disease: the Zutphen Elderly Study,” Lancet, vol. 342, no. 8878, pp. 1007–1011, 1993.

[26] H.-K. Wang, “The therapeutic potential of flavonoids,” Expert Opin. Investig. Drugs, vol. 9, no. 9, pp. 2103–2119, 2000.

[27] H. P. Hoensch and W. Kirch, “Potential role of flavonoids in the prevention of intestinal neoplasia,” Int. J. Gastrointest. Cancer, vol. 35, no. 3, p. 187, 2005.

[28] M. López-Lázaro, “Distribution and biological activities of the flavonoid luteolin,” Mini Rev. Med. Chem., vol. 9, no. 1, pp. 31–59, 2009.

[29] W. Ren, Z. Qiao, H. Wang, L. Zhu, and L. Zhang, “Flavonoids: promising anticancer agents,” Med. Res. Rev., vol. 23, no. 4, pp. 519–534, 2003.

[30] J. Zhishen, T. Mengcheng, and W. Jianming, “The determination of flavonoid contents in mulberry and their scavenging effects on superoxide radicals,” Food Chem., vol. 64, no. 4, pp. 555–559, 1999.

[31] M. Lopez-Lazaro, “Flavonoids as anticancer agents: structure-activity

relationship study,” Curr. Med. Chem. Agents, vol. 2, no. 6, pp. 691–714, 2002.

[32] M. N. Clifford, “Anthocyanins–nature, occurrence and dietary burden,” J. Sci. Food Agric., vol. 80, no. 7, pp. 1063–1072, 2000.

[33] I. A. Ross, “Hibiscus sabdariffa,” in Medicinal plants of the world, Springer, 2003, pp. 267–275.

22

[34] I. G. Bako, M. A. Mabrouk, and A. Abubakar, “Antioxidant effect of ethanolic seed extract of hibiscus sabdariffa linn (Malvaceae) alleviate the toxicity induced by chronic administration of sodium nitrate on some haematological parameters in wistars rats,” Adv. J. Food Sci. Technol., vol. 1, no. 1, pp. 39–42, 2009.

[35] M. K. Bolade, I. B. Oluwalana, and O. Ojo, “Commercial practice of roselle (Hibiscus sabdariffa L.) beverage production: Optimization of hot water extraction and sweetness level,” World J. Agric. Sci., vol. 5, no. 1, pp. 126–131, 2009.

[36] S. Kochhar, V. K. Kochhar, and P. V Sane, “Isolation, chacterization and regulation of isoenzymes of aspartate kinase differentially sensitive to calmodulin from spinach leaves,” Biochim. Biophys. Acta (BBA)-General Subj., vol. 880, no. 2–3, pp. 220–225, 1986.

[37] K. Clegg and A. D. Morton, “The phenolic compounds of blackcurrant juice and their protective effect on ascorbic acid,” Int. J. Food Sci. Technol., vol. 3, no. 3, pp. 277–284, 1968.

[38] J. F. Morton, Fruits of warm climates. JF Morton, 1987.

[39] H. D. Neuwinger, African traditional medicine: a dictionary of plant use and applications. With supplement: search system for diseases. Medpharm, 2000.

[40] H. Eggensperger and M. Wilker, “Hibiscus extract-a complex of active substances tolerated by the skin: Part 1,” Parfum. UND Kosmet., vol. 77, pp. 540–543, 1996.

[41] N. Mahadevan and P. Kamboj, “Hibiscus sabdariffa Linn.–an overview,” 2009.

[42] P.-D. Duh and G.-C. Yen, “Antioxidative activity of three herbal water extracts,” Food Chem., vol. 60, no. 4, pp. 639–645, 1997.

[43] W. A. Luvonga, M. S. Njoroge, A. Makokha, and P. W. Ngunjiri, “Chemical characterisation of Hibiscus sabdariffa (Roselle) calyces and evaluation of its functional potential in the food industry,” in JKUAT ANNUAL SCIENTIFIC CONFERENCE PROCEEDINGS, 2010, pp. 631–638.

[44] I. Jabeur et al., “Hibiscus sabdariffa L. as a source of nutrients, bioactive

compounds and colouring agents,” Food Res. Int., vol. 100, pp. 717–723, 2017.

[45] A. Sinela, N. Rawat, C. Mertz, N. Achir, H. Fulcrand, and M. Dornier, “Anthocyanins degradation during storage of Hibiscus sabdariffa extract and evolution of its degradation products,” Food Chem., vol. 214, pp. 234–241, 2017.

[46] B. H. Ali, N. Al Wabel, and G. Blunden, “Phytochemical , Pharmacological and Toxicological Aspects of Hibiscus sabdariffa L .: A Review,” vol. 375, no. October 2004, pp. 369–375, 2005.

[47] V. Hirunpanich et al., “Hypocholesterolemic and antioxidant effects of aqueous extracts from the dried calyx of Hibiscus sabdariffa L. in hypercholesterolemic rats,” J. Ethnopharmacol., vol. 103, no. 2, pp. 252–260, 2006.

[48] Z. Idham, I. I. Muhamad, S. H. MOHD SETAPAR, and M. R. Sarmidi, “Effect

23

of thermal processes on roselle anthocyanins encapsulated in different polymer matrices,” J. Food Process. Preserv., vol. 36, no. 2, pp. 176–184, 2012.

[49] V. L. Singleton, R. Orthofer, and R. M. Lamuela-Raventós, “Analysis of total phenols and other oxidation substrates and antioxidants by means of folin- ciocalteu reagent,” in Methods in enzymology, vol. 299, Elsevier, 1999, pp. 152– 178.

[50] J. Tabart, C. Kevers, D. Evers, and J. Dommes, “Ascorbic acid, phenolic acid, flavonoid, and carotenoid profiles of selected extracts from Ribes nigrum,” J. Agric. Food Chem., vol. 59, no. 9, pp. 4763–4770, 2011.

[51] A. Gharsallaoui, G. Roudaut, O. Chambin, A. Voilley, and R. Saurel, “Applications of spray-drying in microencapsulation of food ingredients: An overview,” Food Res. Int., vol. 40, no. 9, pp. 1107–1121, 2007.

[52] A. M. Goula and K. G. Adamopoulos, “A method for pomegranate seed application in food industries: seed oil encapsulation,” Food Bioprod. Process., vol. 90, no. 4, pp. 639–652, 2012.

[53] M. Apintanapong and A. Noomhorm, “The use of spray drying

to microencapsulate 2‐acetyl‐1‐pyrroline, a major flavour component of aromatic rice,” Int. J. food Sci. Technol., vol. 38, no. 2, pp. 95–102, 2003.

[54] C. C. Ferrari, S. P. M. Germer, and J. M. de Aguirre, “Effects of spray-drying conditions on the physicochemical properties of blackberry powder,” Dry. Technol., vol. 30, no. 2, pp. 154–163, 2012.

[55] B. R. Bhandari, N. Datta, and T. Howes, “Problems associated with spray drying of sugar-rich foods,” Dry. Technol., vol. 15, no. 2, pp. 671–684, 1997.

[56] J. Finney, R. Buffo, and G. A. Reineccius, “Effects of type of atomization and processing temperatures on the physical properties and stability of spray‐dried flavors,” J. Food Sci., vol. 67, no. 3, pp. 1108–1114, 2002.

[57] S. Krishnan, R. Bhosale, and R. S. Singhal, “Microencapsulation of cardamom oleoresin: Evaluation of blends of gum arabic, maltodextrin and a modified starch as wall materials,” Carbohydr. Polym., vol. 61, no. 1, pp. 95–102, 2005.

[58] P. Mishra, S. Mishra, and C. L. Mahanta, “Effect of maltodextrin concentration and inlet temperature during spray drying on physicochemical and antioxidant properties of amla (Emblica officinalis) juice powder,” Food Bioprod. Process., vol. 92, no. 3, pp. 252–258, 2014.

[59] R. M. Q. de Ramos, F. D. C. Siacor, and E. B. Taboada, “Effect of Maltodextrin Content and Inlet Temperature on the Powder Qualities of Spray-Dried Pineapple (Ananas comosus) Waste Extract,” Waste and Biomass Valorization, pp. 1–9, 2019.

[60] K. Samborska et al., “The Effect of Low-Temperature Spray Drying with Dehumidified Air on Phenolic Compounds, Antioxidant Activity, and Aroma Compounds of Rapeseed Honey Powders,” Food Bioprocess Technol., vol. 12, no. 6, pp. 919–932, 2019.

24

[61] R. V Tonon, C. Brabet, D. Pallet, P. Brat, and M. D. Hubinger, “Physicochemical and morphological characterisation of açai (Euterpe oleraceae Mart.) powder produced with different carrier agents,” Int. J. food Sci. Technol., vol. 44, no. 10, pp. 1950–1958, 2009.

[62] N. Turkmen, F. Sari, and Y. S. Velioglu, “The effect of cooking methods on total phenolics and antioxidant activity of selected green vegetables,” Food Chem., vol. 93, no. 4, pp. 713–718, 2005.

[63] K. Sharma et al., “Temperature-dependent studies on the total phenolics, flavonoids, antioxidant activities, and sugar content in six onion varieties,” J. food drug Anal., vol. 23, no. 2, pp. 243–252, 2015.

[64] V. B. de Souza et al., “Functional properties and stability of spray-dried pigments from Bordo grape (Vitis labrusca) winemaking pomace,” Food Chem., vol. 164, pp. 380–386, 2014.

[65] S. S. Vidović, J. Z. Vladić, Ž. G. Vaštag, Z. P. Zeković, and L. M. Popović, “Maltodextrin as a carrier of health benefit compounds in Satureja montana dry powder extract obtained by spray drying technique,” Powder Technol., vol. 258, pp. 209–215, 2014.

[66] X. Cao, M. Zhang, H. Qian, A. S. Mujumdar, and Z. Wang, “Physicochemical and nutraceutical properties of barley grass powder microencapsulated by spray drying,” Dry. Technol., vol. 35, no. 11, pp. 1358–1367, 2017.

[67] T. TA Tran and H. VH Nguyen, “Effects of Spray-Drying Temperatures and Carriers on Physical and Antioxidant Properties of Lemongrass Leaf Extract Powder,” Beverages, vol. 4, no. 4, p. 84, 2018.

[68] D. F. Cortés-Rojas, C. R. F. Souza, and W. P. Oliveira, “Optimization of spray drying conditions for production of Bidens pilosa L. dried extract,” Chem. Eng. Res. Des., vol. 93, pp. 366–376, 2015.

25

PHỤ LỤC – KẾT QUẢ XỬ LÝ ANOVA

1. TPC

ANOVA

TPC

Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

Between Groups

18083056.694

17

157.240

.000

Within Groups

547953.951

1063709.217 6764.864

Total

18631010.644

81 98

TPC

Tukey HSDa,b

Condition N

Subset for alpha = 0.05

2

3

4

5

6

7

8

9

10

150100

160100

16090

15090

170100

15080

17090

16080

3143.8 3192.8 3267.4 3279.6 3279.6

16070

15070

17080

17070

3460.1 3460.1 3471.7 3546.2 3546.2 3580.0 3580.0

16060

3716.8

3580.0 3716.8

15060

3762.3

16050

3716.8 3762.3 3874.0

17060

3883.7

15050

3874.0 3883.7 4021.3

4021.3

1 6 2768.6 6 2794.0 2794.0 6 2910.5 2910.5 6 2957.1 3 6 3 6 6 6 3 6 6 6 6 6 6 6

17050

4186.1

Sig.

.354

.151

.433

.063

.655

.106

.057

.126

.291

.139

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 5.143.

b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not

guaranteed.

26

2. TFC

ANOVA

TFC

Sum of Squares

df

Mean Square

F

Sig.

Between Groups

28211137.598

17

125.111

.000

Within Groups

1061125.985

1659478.682 13264.075

Total

29272263.583

80 97

TFC

Tukey HSDa,b

Subset for alpha = 0.05

Condition N

4

5

6

7

8

9

10

11

3

2

170100

160100

16090

150100

17090

17080

3217.7 3217.7

15090

16080

3439.0 3439.0 3470.3 3470.3

15080

3508.4 3508.4

17070

3735.5 3735.5

15070

16070

17060

3924.2 3924.2 3960.1 3960.1

16060

4053.2 4053.2

15060

16050

4244.2 4244.2 4291.7 4291.7

17050

4507.1 4507.1

1 3 2883.4 6 2906.9 2906.9 6 3048.9 3048.9 3048.9 2 3134.2 3134.2 3134.2 3151.7 3151.7 3 6 3157.0 3157.0 6 6 6 6 6 6 6 6 6 6 6 6

15050

4615.0

Sig.

.085

.087

.683

.080 1.000

.186

.200

.949

.130

.054

.991

Means for groups in homogeneous subsets are displayed.

a. Uses Harmonic Mean Sample Size = 4.909.

b. The group sizes are unequal. The harmonic mean of the group sizes is used. Type I error levels are not

guaranteed.

27